ریزازدیادی گیاه فلفل دلمه‌ای در شرایط کشت درون شیشه

نویسندگان

پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی منطقه مرکزی کشور (ABRII)، اصفهان، ایران

چکیده

اثر هورمون‌های مختلف رشد و زغال فعال بر روی ریزازدیادی فلفل دلمه‌ای (گلد فلیم) با استفاده از کشت تک گره بررسی گردید. نتایج نشان داد اضافه نمودن زغال فعال به محیط‌کشت، روشی مفید جهت رشد گیاهچه‌ها و ریشه‌دار کردن آنها بوده، از طرف دیگر، مانع تشکیل کالوس در انتهای ریزنمونه‌ها می‌شود. همچنین نشان داده شد که بهترین تیمار برای ریزازدیادی فلفل دلمه‌ای، محیط‌کشت پایه MS حاوی 2 میلی‌گرم در لیتر BAP و 5/0 میلی‌گرم در لیتر IBA است. ریزنمونه‌های رشد‌کرده در محیط‌کشت MS حاوی 5/0 میلی‌گرم در لیتر IBA ریشه‌دار شدند. 70 تا 90 درصد از گیاهچه‌های منتقل شده به گلخانه زنده مانده، رشد نمودند.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Micropropagation of Capsicum annuum L. in vitro

نویسندگان [English]

  • Mahmoud Otroshy
  • Kosar Moradi
  • Mojtaba Khayam Nekouei
Agricultural Biotechnology Research Institute, Center of Iran (ABRII), Isfahan, Iran
چکیده [English]

The effects of activated charcoal and different combinations of plant growth regulators for micropropagation of using nodal culture were investigated. Adding activated charcoal improved growth and root system of plantlets on the other hand, on the bottom of explants, no callus was formed. The best response was observed on medium containing 2 mg/l BAP and 0.5 mg/l IBA, with respect to the number of buds per explant and percentage of rooting. The explants grown on the medium containing IBA 0.5 mg/l were rooted. 70-90% of transferred plantlets to the greenhouse were survived and grown.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Plant Growth Regulators
  • Micropropagation
  • Activated charcoal
  • Nodal cutting
  • Capsicum annuum L

 

فلفل دلمه‌ای با نام علمی ((Capsicum annum L. گیاهی یکساله متعلق به خانواده Solonaceae است که زیستگاه اصلی آن کشور مکزیک و آمریکای جنوبی است (Sanatombi and Sharma, 2007). این گیاه دارای خواص دارویی بسیار ارزشمند بوده، در درمان بسیاری از بیماری‌ها، از جمله: بیماری‌های قلبی، فشار خون بالا، چاقی، دیابت و افزایش اشتها کاربرد دارد
(Nuez et al., 1996). در رویکرد سنتی، این گیاه به وسیله بذر تکثیر می‌گردد. تکثیر و ازدیاد فلفل در ایران معمولاً از طریق کاشت بذرهای وارداتی از دیگرکشورها صورت می‌گیرد که این بذرها، با قیمت بالا وارد شده، ضمن تحمیل هزینه بر اقتصاد، کشور را با مشکلات و محدودیت‌های وارداتی نیز مواجه می­کند. به همین جهت، استفاده از تکنیک‌های مختلف کشت بافت در جهت تکثیر فلفل و تولید گیاهانی با کیفیت بالا و عاری از عوامل بیماریزا می‌تواند گامی مهم در جهت رفع مشکلات موجود در مسیر تولید و تکثیر آن، کاهش هزینه‌های اولیه کشت و کار این گیاه، ترغیب تولیدکنندگان به سرمایه‌گذاری در این زمینه و در نهایت، ایجاد زمینه مناسب اشتغال کشاورزی گردد. تاکنون پژوهشگران مختلفی در سطح دنیا تلاش کرده‌اند تا از طریق تکنیک‌های مختلف کشت بافت، روش مناسب و مقرون به صرفه‌ای برای ازدیاد فلفل دلمه‌ای پیدا کنند(Phillips and Hustenberger, 1985; Harini, 1993; Christopher and Rajam, 1996; Hyde and (Phillips, 1996; Hussain et al., 1999). تکثیر این گیاه با استفاده از تکنیک کشت بافت از قسمت‌های مختلف گیاه، از جمله: جوانه‌های انتهایی، جوانه‌های جانبی، ساقه، هیپوکوتیل و کوتیلدون گزارش شده است (Agrawal et (al., 1989، ولی اکثر روش‌های ریزازدیادی فلفل به شدت وابسته به رقم (C. baccatum, C. frutescens and C.praetermissum) خاصی بوده و در مورد ارقام دیگر کارایی چندانی نداشته است (Agrawal et al., 1989).

در این تحقیق، برای اولین بار تکثیر فلفل دلمه‌ای و ریزازدیادی آن از طریق کشت ریزنمونه حاصل از میانگره در رقم مورد اشاره در ایران، انجام گردید. همچنین، ریشه‌دار شدن شاخساره‌های تولیدی، مقاوم‌سازی گیاهچه‌ها جهت سازگاری با محیط طبیعی و انتقال آنها به شرایط گلخانه نیز ارزیابی گردید.

 

مواد و روش‌ها

آماده­سازی و کشت بذرها

در ابتدا به منظور ضدعفونی نمودن سطحی، بذور به مدت 60 ثانیه در الکل 96% غوطه­ور گردیده، پس از سه بار شستشو با آب مقطر استریل، به مدت 20 دقیقه در محلول هیپوکلریت سدیم (20%) به همراه یک قطره تویین 20% قرار گرفتند. در مرحله بعد بذرها سه مرتبه با آب مقطر استریل شستشو داده شدند. برای جوانه‌زنی، بذرها در یک ارلن حاوی50 میلی‌لیتر محیط پایه MS |(Murashige and (Skoog, 1962 استریل کشت داده شده، در اتاق رشد تحت فتوپریود 16 ساعت نور و 8 ساعت تاریکی با شدت نور 2400 لوکس و دمای C°24 به مدت 5 هفته نگهداری شدند.

 

کشت تک گره

ظروف حاوی گیاهچه­های 5-4 هفته‌ای (با اندازه تقریبی 5/1- 1 سانتی‌متر) حاصل از کشت بذرها در شرایط استریل از ارلن خارج شدند. در مرحله بعد، ساقه آنها به شیوه‌ای برش داده شد که هر ریزنمونه حاصل دارای 1 گره باشد. سپس هر 5 ریزنمونه به صورت عمودی در ظروف کشت حاوی 50 میلی­لیتر از محیط پایه MS حاوی غلظت‌های متفاوت از تنظیم‌کننده‌های مختلف رشد گیاهی واکشت شدند. این تنظیم‌کننده­های رشد شامل سیتوکینین‌های BAP (2-1 -0 میلی‌گرم بر لیتر) و Kin
(2-1 -0 میلی‌گرم بر لیتر) و اکسین­هایIBA (5/0-2/0-0 میلی‌گرم بر لیتر) و یا NAA (5/0-2/0-0 میلی‌گرم بر لیتر) بودند (جدول 1).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

جدول 1- تنظیم‌کننده‌های رشدگیاهی مورد استفاده در آزمایش

محیط‌کشت پایه

BAP

(میلی‌گرم بر لیتر)

IBA

(میلی‌گرم بر لیتر)

NAA

(میلی‌گرم بر لیتر)

MS

0

0

-

MS

1

2/0

-

MS

2

5/0

-

 

 

 

 

MS

0

-

0

MS

1

-

2/0

MS

2

-

5/0

 

 

 

 

 

Kin

(میلی‌گرم بر لیتر)

 

 

MS

0

 

 

MS

1

0

-

MS

2

2/0

-

 

 

5/0

-

 

 

 

 

MS

0

-

0

MS

1

-

2/0

MS

2

-

5/0

 

 

علاوه بر هورمون­های یاد شده، همه محیط‌کشت‌ها دارای 3 درصد ساکارز، 6 گرم در لیتر آگار و4/0% زغال فعال نیز بودند. pH محیط­ها در 8/5 تنظیم شده، عمل سترون­سازی آن­ها در اتوکلاو با فشار 1 اتمسفر و دمای C°121 برای مدت 20 دقیقه انجام گردید. ریزنمونه‌های کشت شده در اتاق رشد با شرایط ذکر شده در بالا و به مدت 4 هفته نگهداری شدند. پس از آن که گیاهچه­ها به مطلوب رشد خود رسیدند، برای انجام دور بعدی کشت تک­گره استفاده شدند و یا مقاوم­سازی شده، به گلخانه انتقال داده شدند.

 

سازگارسازی و انتقال به گلخانه

قبل از کشت گیاهچه­های حاصل در شرایط گلخانه، عمل سازگارسازی آنها در فیتوترون صورت گرفت. برای این کار، گیاهچه‌ها در شرایط in vitro به گلدان­های حاوی ترکیب پیت­ماس و کوکوپیت با نسبت 1/3 منتقل شده و در فیتوترون تحت شرایط رطوبت نسبی 75 درصد، دمای C°25 و شرایط نوری 3000 لوکس برای مدت 20 روز نگهداری شدند. در مرحله بعد، گیاهچه‌های سازگار شده به گلخانه منتقل گردیده، تحت شرایط درجه حرارت شب 12 درجه سانتی‌گراد، طول روز 16 ساعت و طول شب 8 ساعت قرار گرفتند.

این طرح به‌صورت چند آزمایش فاکتوریل مجزا با طرح پایه کاملاً تصادفی و 3 تکرار به اجرا در آمد. ظروف حاوی گیاهچه‌های کشت شده به صورت تصادفی (نقشه چیدن تصادفی ظروف با استفاده از برنامه نرم‌افزاری Excel تهیه گردید) در داخل اتاق رشد قرار گرفتند.

 

نتایج

در این مطالعه، اثر افزودن غلظت­های مختلف هورمون‌های سیتوکینین (BAP، (Kin به تنهایی، یا در ترکیب با هورمون‌های اکسین (NAA، IBA) به محیط پایه MS در رشد ریزنمونه‌های فلفل دلمه­ای حاصل از تک­گره بررسی گردید. در شروع کار، از محیط‌کشت MS به همراه BAP و IBA بدون زغال فعال استفاده شد، نتیجه نشان داد ریزنمونه‌ها، 2 هفته پس از کشت در این محیط بدون تولید ریشه در انتها کالوس‌دار شدند ( شکل 1) (جدول 2).

 

 

 

جدول 2- اثر تنظیم­کننده­های ­رشدگیاهی بر پارامترهای رشد در ریزنمونه­های فلفل دلمه­ای

تعداد ریشه در هر ریزنمونه

طول ریشه

(cm)

طول ساقه (cm)

تعداد شاخه فرعی

زغال فعال

4/0%

IBA

(میلی‌گرم بر لیتر)

BAP

(میلی‌گرم بر لیتر)

13/1

00/3

13/1

04/0

+

0

0

78/0

2/0

78/0

027/0

-

0

0

20/1

00/4

20/1

29/0

+

0

1

83/0

35/0

83/0

09/0

-

0

1

18/1

00/6

18/1

44/0

+

0

2

81/0

3/0

81/0

2/0

-

0

2

14/1

00/2

14/1

34/0

+

0

0

86/0

2/0

86/0

04/0

-

0

0

19/1

00/3

19/1

18/0

+

2/0

1

81/0

3/0

81/0

05/0

-

2/0

1

18/1

00/3

18/1

26/0

+

5/0

2

75/0

35/0

75/0

07/0

-

5/0

2

+ :  زغال فعال اضافه شده به محیط

- :  فاقد زغال فعال

 

 

 

 

شکل 1- تولید کالوس در انتهای ریزنمونه تک گره فلفل دلمه‌ای، 2 هفته پس از کشت در محیط MS با ترکیبات هورمونی مختلف از BAP و IBA ، فاقد زغال فعال

 

 

برای رفع این مشکل، در مرحله بعد، 4/0% زغال فعال به محیط­های کشت باززایی اضافه شد. پاسخ ریزنمونه­ها به این محیط مثبت بود و همان‌طور که در شکل 4 نشان داده شده، این ریزنمونه­ها بدون اینکه هیچ حالت کالوسی در انتهای آن­ها مشاهده شود، بخوبی رشد کرده، حتی برخی از آنها ریشه­دار هم شدند (جدول 4) . مقایسه میان تأثیر حضور و عدم حضور زغال فعال بر پارامترهای باززایی در گیاه فلفل در شکل‌های 2 و 3 نشان داده شده است.

 

 

 

 

شکل 2- اثر زغال فعال در محیط باززایی فلفل بر پارامترهای رشد (طول ریشه و ساقه)

 

شکل 3- اثر زغال فعال در محیط باززایی فلفل بر پارامترهای رشد (تعداد شاخه و ریشه)

 

 

شکل 4- رشد مناسب ریزنمونه­های فلفل حاصل از تک گره در محیط باززایی حاوی زغال فعال با ترکیب هورمونی BAP 2 میلی‌گرم بر لیتر و IBA 5/0 میلی‌گرم بر لیتر،30 روز پس از کشت

 

 

با گذشت 35 روز از کشت تک گره­های فلفل دلمه­ای در محیط­های مختلف، هر گیاهچه 2-3 شاخه تولید نمود. آزمایش­ها نشان داد که نوع هورمون­ها و غلظت­های مختلف آن­ها تأثیرات متفاوتی بر پارامترهای رشدی، چون: طول ساقه، تعداد شاخه فرعی، برگ و ریشه، طول ریشه و درصد ریشه­زایی ریزنمونه­های کشت شده فلفل داشته است (جدول 3).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

جدول 3- اثر تنظیم‌کننده‌های گیاهی ( BAP،Kin،IBA ، (NAA حاوی زغال فعال بر میانگین اندازه‌های پارامترهای رشدی در 4 ریزنمونه‌های فلفل دلمه‌ای پس از 35 روز

هورمون­های رشد

تعداد شاخه فرعی

طول ساقه (cm)

تعداد برگ

فاصله میانگره

(cm)

ریشه‌زایی

(%)

تعداد ریشه در هر ریزنمونه

طول ریشه

(cm)

BAP

08/0**

29/8**

48/30**

19/0**

26/10008**

29/36**

03/197**

Kin

00/0ns

81/6**

36/14ns

08/0*

85/271ns

91/1ns

87/11ns

IBA

00/0ns

25/0ns

62/9ns

00/0ns

52/498**

89/20**

95/22**

NAA

00/0ns

91/0ns

61/47ns

01/0ns

86/487*

14/0ns

94/2ns

BAP+IBA

00/0ns

59/0ns

75/4ns

06/0*

8/1127*

09/12*

35/7ns

BAP+NAA

00/0ns

47/1ns

43/40ns

02/0*

8/1691**

93/6*

08/20*

Kin+IBA

00/0*

57/0ns

18/1ns

02/0ns

85/551**

37/1ns

91/7*

Kin+NAA

00/0ns

54/0ns

31/6*

04/0ns

07/444*

29/3ns

35/16*

ns: معنی دار نیست.

 *: در سطح 05/0p≤  معنی‌دار است.

**: در سطح 01/0p≤  معنی‌دار است.

 

 

به‌عنوان یک نتیجه مهم، در آزمایش ما نشان داده شد که در هفته چهارم پس از کشت تک­گره، حداکثر تعداد جوانه‌ها در محیط­ پایه MS حاوی 2 میلی‌گرم بر لیترBAP و فاقد هر گونه اکسین به دست آمد. در این مطالعه، تأثیر معنی‌دار از IBA بر روی تعداد ریشه و درصد ریشه‌زایی مشاهده نگردید، لیکن حضور IBA در محیط‌کشت افزایش طول ریشه را باعث گردید (جدول 4).

 

 

جدول 4- اثر تنظیم‌کننده‌های ­رشد گیاهی به همراه زغال فعال بر پارامترهای مختلف رشد ریزنمونه‌های فلفل دلمه‌ای 35 روز پس از کشت در شرایط 16 ساعت نور و 8 ساعت تاریکی

BAP

(میلی‌گرم برلیتر)

IBA

(میلی‌گرم برلیتر)

تعداد برگ

فاصله میانگره

(cm)

تعداد ریشه در هر ریزنمونه

طول ریشه

(cm)

درصد ریشه‌زایی

(%)

0

0

h93/2

25/0 abc

67/1f

20/2e

33/11e

0

2/0

gh 73/3

17/0c

47/2d

07/2e

67/22de

0

5/0

dg 80/4

18/0bc

47/3c

80/4abc

33/25de

1

0

d13/5

25/0abc

27/2d

47/4bcd

33/23de

1

2/0

cd 20/5

29/0abc

67/2d

33/3bcde

60/21de

1

5/0

d 07/5

22/0bc

07/4b

07/3cde

00/36cd

2

0

a07/8

36/0a

60/3c

47/2de

67/50ab

2

2/0

ab87/6

22/0bc

17/4b

87/8a

67/40abc

2

5/0

bc40/6

31/0ab

07/5a

40/5ab

00/54a

داده‌های دارای حروف مشترک از نظر آماری معنی‌دار نیستند.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

ریزنمونه­های ریشه­دار نشده حاصل از مرحله باززایی جهت القای ریشه­زایی به محیط پایه حاوی هورمون­های IBA (5/0 میلی‌گرم بر لیتر) یاNAA  (5/0 میلی‌گرم بر لیتر) منتقل شدند. حدود 80% از ریزنمونه­ها در این محیط ریشه‌دار شدند (جدول 5).

 

 

جدول 5- اثر نوع اکسین بر ریشه‌دهی در محیط حاوی 4/0% زغال فعال

ریشه‌زایی (%)

طول ریشه

(cm) در هر ریزنمونه

تعداد ریشه

در هر ریزنمونه

نوع و غلظت اکسین

(میلی‌گرم بر لیتر)

 

 

 

 

 

IBA

-

-

-

 

0

-

-

-

 

2/0

4/84

22/5

61/1

 

5/0

 

 

 

 

NAA

-

-

-

 

0

5/48

-

-

 

2/0

-

02/4

71/2

 

5/0

           

 

 

جهت واکشت نمودن گیاهچه­ها از بهترین محیط حاصل از نتایج به دست آمده استفاده گردید. این امر باعث شد که در مدت زمان نسبتاً کوتاهی تعداد زیادی گیاهچه باززایی شده فلفل دلمه­ای تولید شود. این گیاهچه­ها پس از سازگاری­ در فیتوترون، به گلخانه منتقل شدند (شکل 5). حدود 90-70 % از گیاهچه­های تولید شده در شرایط کشت بافت مورد اشاره، در شرایط گلخانه نیز زنده مانده، رشد مطلوبی از خود نشان دادند.

 

 

شکل 5- گیاهچه حاصل از محیط‌کشت MS به همراه 2 میلی‌گرم BAP بر لیتر و 5/0 میلی‌گرم IBA بر لیتر

سازگار شده در فیتوترون، آماده انتقال به محیط طبیعی

 


بحث

تاکنون مطالعاتی در زمینه باززایی فلفل دلمه‌ای و اثر هورمون‌های مختلف بر ریزازدیای آن در خارج از کشور گزارش شده است (Arroyo and Revilla, 1991; Christopher and Rajam, 1994; Ezura et al., 1993; Szasz et al. 1995; Gunay and Rao, 1978 Phillips and Hubstenberger, 1985; Agrawal et al., 1988). در این مطالعات، اثر ارقام، هورمون­ها و ریزنمونه­های مختلف، از جمله: ریشه، کوتیلدون، هیپوکوتیل و ساقه بر باززایی این گیاه بررسی و مطالعه شده است. در مجموع، به نظر می‌رسد، که کارا بودن روش‌های ارائه شده در این مقالات، به شدت به رقم مورد مطالعه بستگی داشته است.

در مراحل ابتدایی آزمایش از محیط­های بدون زغال فعال برای باززایی ساقه دارای تک­گره استفاده گردید که نتیجه آن عدم رشد مناسب شاخه، کالوسی شدن قاعده ریزنمونه و عدم تولید ریشه بود (به دلیل فنل تولید شده توسط ریزنمونه است، که ازرشد گیاه ممانعت می‌کند). برای حل این مشکل، زغال فعال به میزان 4/0% به محیط‌کشت باززایی حاوی هورمون­های رشد اضافه شد. زغال فعال اثر قابل ملاحظه‌ای در رشد ریزنمونه­ها و القای تولید ریشه در آنها داشت، ضمن این که مانع تولید کالوس در قاعده ریزنمونه‌های کشت شده در محیط شد. از آنجا که زغال فعال بعنوان یک ماده جاذب رنگ­ و متابولیت­های مختلف شناخته می­شود، احتمال می‌رود افزودن آن به محیط باعث جذب ترکیبات فنلی و دیگر مواد بازدارنده رشد از محیط‌کشت شده باشد اثر مثبت زغال فعال بر تکثیر گیاهان از طریق کشت بافت توسط دانشمندانی، همچون Pan وVan Staden (2004) و Dennis (2008) تأیید شده است. اثر زغال فعال احتمالاً نتیجه‌ای است از خصوصیات این ماده مؤثره برای باند شدن و جذب فنولیک‌ها و دیگر عواملی که می تواند از تکثیر ریزنمونه‌ها ممانعت کند، این مواد اکسید شده سمّی بوده، منجر به قهوه‌ای یا کالوسی شدن بافت گیاهی و محیط‌کشت می‌گردند و موجب کاهش سرعت رشد و در نهایت در رشد گیاه به صورت محرک و یا بازدارنده نقش مهمی دارند.

در این مطالعه، بهترین تیمار جهت باززایی ریزنمونه­های گیاه فلفل محیط پایه دارای سیتوکینین BAP (2 میلی‌گرم در لیتر) بود که اثر مثبتی بر پارامترهای باززایی نظیر شاخه‌زایی، تولید برگ و حتی القای ریشه­زایی در هر ریزنمونه داشت. در این مطالعه تأثیر معنی‌داری از IBA بر روی تعداد ریشه و درصد ریشه‌زایی مشاهده نگردید، لیکن حضور IBA در محیط‌کشت افزایش طول ریشه را باعث گردید.

این نتیجه، با نتایج سایر مطالعات انجام شده توسط دیگر پژوهشگران مطابقت دارد. در این راستا، نشان داده شده است که استفاده از BAP در غلظت 10 میلی‌گرم بر لیتر بهترین تیمار جهت باززایی فلفل از ریزنمونه‌های نوک ساقه است (Christopher and Rajam, 1994). در مطالعه دیگری نیز نشان داده شده که بهترین تیمار برای تولید انبوه فلفل با استفاده از جوانه‌های رأسی، استفاده از محیط کشت MS حاوی 5 میلی‌گرم بر لیتر BAP بوده است (Sanatombi and Sharma, 2007). مشخص شده است که استفاده از سیتوکنین دیگر؛ یعنی Kin به تنهایی یا در ترکیب با هورمون‌های دیگر به اندازه BAP در باززایی گیاه نقش نداشته است و تنها تعداد کمی از ریزنمونه‌های گیاه فلفل در محیط­های حاوی این تنظیم­کننده رشد گیاهی باززایی شده­اند (Phillips and Hubstenberger, 1985; Agrawal et al., 1989). در این مطالعه، اگر چه تأثیر مثبتی از NAA در القاء ریشه‌دهی در مرحله بعد از باززایی مشاهده گردید، لیکن در مقایسه با IBA از تأثیر کمتری برخوردار بود، دیگر تحقیقات انجام شده (Husain et al. 1999) | نیز نتایج مشابهی را بیان نموده‌اند که مؤید نتایج این مطالعه است.

ریزنمونه­های باززایی شده پس از ریشه­زایی در محیط حاوی IBA، جهت مقاوم‌سازی به فیتوترون و سپس به محیط گلخانه منتقل شدند. حدود 90-70 % از گیاهچه‌های حاصل از کشت بافت در گلخانه ماندگاری خوبی نشان داده و رشد مطلوبی داشتند. گیاهان رشد یافته پس از طی مراحل رویشی گل داده و میوه نیز تولید نمودند. در مجموع، روش به‌کار گرفته شده در این تحقیق که از طریق کشت ساقه دارای تک­گره از گیاهان حاصل از بذر یا حاصل از تک­گره­های با واکشت متوالی صورت گرفت، روش مناسبی جهت ریزازدیادی و کشت انبوه این رقم است.

 

تشکر و قدردانی

شایسته است از آقای مهندس اسماعیل روح‌الامینی که در ایجاد زمینه علمی و امکان اجرای این طرح همکاری صمیمانه‌ای داشتند و همچنین از آقای دکتر سید علی حسینی تفرشی جهت ارائه برخی از پیشنهادهای علمی سپاسگزاری و قدردانی نماییم.

 

 

Agrawal, S., Chandra, N. and Kothari, S. L. (1988) Shoot-tip culture of pepper for micropropagation. Current Science 57: 1347-1349.

Agrawal, S., Chandra, N. and Kothari, S. L. (1989) Plant regeneration in tissue cultures of pepper (Capsicum annuum L. cv. Mathania). Plant Cell Tissue Organ Culture 16: 47-55.

Arroyo, R. and Revilla, M. A. (1991) In vitro plant regeneration from cotyledon and hypocotyl segments in two bell pepper cultivars. Plant Cell Reports 10: 414-416.

Christopher, T. and Rajam, M. V. (1994) In vitro clonal propagation of Capsicum spp. Plant Cell Tissue Organ Culture 38: 25-29.

Christopher, T. and Rajam, M. V. (1996) Effect of genotype, explant and medium on in vitro regeneration of red pepper. Plant Cell Tissue Organ Culture 46: 245-250.

Ezura, H., Nishimiya, S. and Kasumi, M. (1993) Efficient regeneration of plants independent of exogenous growth regulators in bell pepper (Capsicum annuum L.). Plant Cell Reports 12: 676- 680.

Gunay, A. L. and Rao, P. S. (1978) In vitro plant regeneration from hypocotyl and cotyledon explants of red pepper (Capsicum). Plant Science Letters 11: 365-372.

Harini, I. and Sita, G. (1993) Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from immature embryos of chilli (Capsicum annum L.). Plant Science 89: 107-112.

Hussain, S., Jain, A. and Kothari, S. L. (1999) Phenylacetic acid improves bud elongation and in vitro plant regeneration efficiency in Capsicum annum L. Plant Cell Reports 19: 64-68.

Hyde, C. L. and Phillips, G. C. (1996) Silver nitrate promotes shoot development and plant regeneration of chilli pepper (Capsicum annum L.) via organogenesis. In Vitro Cellular and Developmental Biology - Plant 32:72–80.

Murashige, T. and Skoog, F. (1962) Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Plant Physiology 15: 473-497.

Nuez, F., Gil-Ortega R. and Costa, J. (1996) El cultivo de pimientos, chiles y ajíes. Mundi-Prensa, México D. F.

Pan, M. J. and Van Staden, J. (2004) The use of charcoal in in vitro culture. A review. Plant Growth Regulation 26: 155-163.

Phillips, G. C. and Hubstenberger, J. F. (1985) Organogenesis in pepper tissue cultures. Plant Cell Tissue Organ Culture 4: 261-269.

Sanatombi, K. and Sharma, G. J. (2007) Micropropagation of Capsicum annum L. using axillary shoot explants Scientia Horticulturae 113: 96-99.

Szasz, A., Nervo, G. and Fari, M. (1995) Screening for in vitro shoot forming capacity of seedling explants in bell pepper (Capsicum annuum L.) genotypes and efficient plant regeneration using thidiazuron. Plant Cell Reports 14: 666-669.

Dennis, T. T. (2008) The role of activated charcoal in plant tissue culture. Biotechnology Advances 26: 618-631.