اثر منگنز بر رشد و برخی از شاخص‌های فیزیولوژیک و بیوشیمیایی در شاهی (Lepidium sativum L.)

نویسندگان

1 گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر، کرمان

2 گروه اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهید باهنر، کرمان

چکیده

منگنز یکی از عناصر ضروری کم‌مصرف برای همه گیاهان است، اما سمّیت آن نشانه‌های نامطلوبی در گیاه ایجاد می‌کند. در خاک‌های اسیدی سمّیت منگنز عمومی‌تر از کمبود منگنز است. در این مطالعه، به علت اهمیت شاهی در بسیاری از موارد مانند استفاده گیاه در دارو، غذا و اقتصاد، اثر سمّیت منگنز با غلظت‌های 0، 250، 500 و 800 میکرومولار روی بعضی از فاکتور‌های رشد و ویژگی‌های بیوشیمیایی بررسی گردید. نتایج، کاهش طول ساقه، ریشه، جذب عنصر روی و فعالیت کاتالاز و افزایش محتوای مالون‌دی‌آلدئید در غلظت‌های 500 و 800 میکرومولار منگنز را نشان داد. علاوه بر این، محتوای کاروتنوئید در گیاهانی که با غلظت‌های 250، 500 و 800 میکرومولار منگنز تیمار شدند، تغییر معنی‌داری نشان نداد، در حالی‌که محتوای آنتوسیانین افزایش یافت.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

The effect of manganese on growth and some physiological and biochemical parameters of Lepidium sativum L.

نویسندگان [English]

  • Shahla Hashemi 1
  • Zahra Asrar 1
  • Shahram Pourseyedi 2
1 Department of Biology, Faculty of Science, Shahid Bahonar University, Kerman
2 Department of Plant Breeding, Faculty of Agriculture, Shahid Bahonar University, Kerman
چکیده [English]

Manganese (Mn) is one of the essential micronutrients for all plants but its toxicity induced unfavourable symptoms in plants. In acid soils, manganese toxicity is often more common than its deficiency. In this study, because of the importance of Lepidium Sativum in many cases such as medicinal, nutriental and economic aspects, the effect of different concentrations of Mn (0, 250, 500 and 800 µM) on some of the growth factors and biochemical characteristics were studied. The results showed that the concentrations of 500 and 800 µM of Mn reduced length of shoot, root, absorption of Zn and catalytic activity but increased Malondialdehyde content in comparison with the control . In addition, the plants that treated with 250, 500 and 800 µM of Mn had no significant effect on carotenoid content while at the same time, increased antocyanin content.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Antocyanin
  • Lepidium sativum
  • Carotenoid
  • Malondialdehyde
  • Manganese

 

شاهی گیاهی یکساله به ارتفاع حدود 20 تا 30 سانتی‌متر است. منشأ آن به منطقه وسیعی از مصر تا تبت نسبت داده شده است. برگ و ساقه آن رنگ سبز روشنی دارد و گل­هایش صورتی روشن یا سفید است. شاهی اثر ضد­آسکوربوت قوی داشته، همچنین اشتها­آور، مدر و تصفیه‌کننده خون است. مصرف دانه آن به عنوان داروی خلط­آور مصرف می­شود (زرگری، 1376). تنش­های مختلف همواره محدود­کننده رشد و عملکرد گیاه بوده است. یکی از این تنش­ها سمّیت منگنز است. شایان ذکر است که منگنز عنصر ضروری کم­مصرفی است که از نظر وظایف بیوشیمیایی در گیاه شبیه منیزیم عمل می‌کند. هر دو یون، ATP را با کمپلکس آنزیمی (فسفوکینازها و فسفوترانسفرازها) پیوند می­دهند، در حالی‌که پیوندی که توسط منگنز تشکیل می­شود، با پیوندی که توسط منیزیم تشکیل می­شود، کمی متفاوت است. دکربوکسیلازها و دهیدروژنازهای چرخه کربس نیز توسط منگنز فعال می‌شوند (منگل و کرکبی، 1376)، منگنز با فعال ساختن ایندول­استیک اسید اکسیدازها سبب اکسایش ایندول‌استیک اسید می­شود. وجود منگنز در فتوسیستم II که در واکنش های تجزیه آب شرکت می کند نیز ضروری به­ شمار می­رود (منگل و کرکبی، 1376) با این حال، غلظت­های بالای منگنز برای گیاه سمّی بوده، در برخی از خاک­ها، از جمله خاک­های اسیدی و آتشفشانی، احیای بیش از حد این عنصر به سمّیت منگنز در بسیاری از خاک‌های مرتعی و کشاورزی (Rezai and Farbodnia, 2008) منجر می­شود. بدین ترتیب، با کاربرد کود­های اسیدزا مانند سولفات­آمونیوم، احتمال ظهور سمّیت منگنز افزایش می‌یابد و نیز کاهش پتانسیل اکسایش خاک در خاک­هایی که به حالت غرقابی درآمده­اند، سبب افزایش احیای منگنز و تبدیل اشکال مختلف این عنصر می­شود (منگل و کرکبی، 1376). عوامل مختلفی بر روی تحمل گیاه به منگنز مؤثر هستند. سن برگ، دما، تعادل تغذیه­ای خاک، pH ، ژنوتیپ و خصوصاً شدت نور از عوامل مهم تعیین‌کننده شدت حساسیت گونه­ها به سمّیت منگنز است (حاجی‌بلند و خسروپناه، 1384).

آثار سمّی عناصر فلزی سنگین، اعم از عناصر ضروری و غیر­ضروری از طریق تولید رادیکال­های آزاد اکسیژن اعمال می­شود (Gille and Singler, 1995). هر چند توانایی این فلزات در انتقال الکترون طی واکنش­های ردوکس، می‌تواند امکان شرکت آنها را به­عنوان عناصر ضروری در واکنش­های متابولیسمی مختلف فراهم نماید، ولی در عین حال، عامل تولید گونه­های فعال اکسیژن در غلظت مازاد این عناصر در بافت­هاست. رادیکالهایاکسیژن عامل پراکسیداسیون لیپدهای غشایی و آسیب‌رسانی به غشاء هستند یکی از مهمترین علایم این آسیب از بین رفتن سلامت غشاء است (حاجی‌بلند و خسروپناه، 1384).

گیاهان مکانیسم­های دفاعی متعددی برای کنترل و خنثی کردن رادیکال­های آزاد ناشی از اکسیژن به کار می‌گیرند. از جمله این مکانیسم­ها، وجود یک سیستم دفاعی آنتی­اکسیدانی با ساز و کار آنزیمی (کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و ...) است که می­تواند رادیکال­های آزاد اکسیژن را از بین برده، خسارات ناشی از تنش اکسیداتیو را تخفیف دهد (Qinghua and Zhujun, 2008). سمّیت منگنز باعث ظهور علایم کمبود روی می‌شود. دانشمندان دیگری نیز گزارش کردند که سمّیت منگنز باعث کاهش جذب روی در گیاه چای شده است (Venkatesan et al., 2007). گیاهان دارویی نظیر شاهی از ارزش و اهمیت خاصی در تأمین بهداشت و سلامتی جوامع هم به لحاظ درمان و هم پیشگیری از بیماری­ها برخوردار بوده­اند. از سوی دیگر، ورود عناصر سنگین، مثل منگنز به چرخه زندگی انسان باعث عوارضی مانند پارکینسون (Parkinson) و اختلالات ذهنی در کودکان می‌شود (Yang and Deng, 2008).

در کشور ما، بخصوص استان آذربایجان شرقی، خاک‌های غنی از منگنز و معادن فعال این عنصر وجود دارد که محدوده وسیعی از خاک­های مرتعی و زمین‌های زراعی مجاور این معادن تحت تأثیر غلظت‌های مسموم‌کننده این عنصر قرار می‌گیرد. در پژوهش حاضر، تأثیر فلز منگنز بر روی واکنش‌هایفیزیولوژیک شاهی و جذب عناصر بررسی گردید.

 

 

مواد و روش‌ها

در این تحقیق از گیاه شاهی استفاده شد. به­منظور بررسی اثر سمّیت منگنز بر روی برخی از شاخص­های رشد، فعالیت آنزیم کاتالاز، محتوای مالون‌دی‌آلدئید، میزان روی و منگنز در بافت گیاه آزمایشی، به‌صورت طرح کامل تصادفی در 4 تیمار و 3 تکرار انجام گرفت. بذر­های شاهی پس از ضدعفونی شدن با هیپوکلریت­سدیم 5/0 درصد به مدت 6 دقیقه با آب مقطر شسته و در گلدان­های پلاستیکی حاوی پرلیت کاشته شدند. گیاهان در شرایط اتاق رشد با دمای روز/ شب 28/ 18 درجه سانتی‌گراد و رطوبت نسبی 50-60 درصد و با دوره تناوب نوری 16/ 8 ساعت (روشنایی/ تاریکی) در شدت نور 5 کیلو­لوکس کشت داده شدند. در طول هفته اول پس از کاشت، گلدان‌ها با محلول Long- Ashton (Rezai and Farbodnia, 2008) تغذیه شدند و پس از رشد مناسب گیاهان، تیمار­های 0، 250، 500 و 800 میکرومولار منگنز (نمک سولفات منگنز) روی آنها اعمال گردید و بعد از سه هفته تیمار، گیاهان برای آنالیز برداشت شدند.

 

اندازه‌گیری طول اندام ­هوایی و ریشه

طول ساقه و ریشه با استفاده از خط­کش اندازه­گیری شد. طول ساقه از یقه تا قسمت انتهای ساقه و طول ریشه از یقه تا انتهای ریشه در نظر گرفته شد. برای هر گروه تیماری 3 تکرار، و مقادیر بر اساس سانتی­متر گزارش شد.

 

سنجش میزان کاروتنوئید (Lichtenthaler, 1987)

برای سنجش میزان کلروفیل و کاروتنوئید، 2/0 گرم از برگ‌های تازه گیاه در ‌ها‌ون چینی که حاوی 1۵ میلی‌لیتر استون 80 درصد بود، ساییده شد و پس از صاف کردن با کاغذ صافی جذب آن با دستگاه ‌اسپکتروفتومتر
UV-Visible مدل cary50 ساخت آلمان در طول موج‌های، 8/۶۴۶، 20/۶۶3، ۴70 نانومتر خوانده شد. برای صفر نمودن دستگاه، از ‌استون 80 درصد استفاده شد. غلظت رنگیزه‏ها با استفاده ‌از فرمول­های زیر محاسبه گردید:

 

Chla = 12.25 A663.2 - 2.79 A646.8

Chlb = 21.21 A646.8 - 5.1 A663.2

Total Chl = Chla + Chlb

Car = (1000A470 -1.8 Chla - 85.02 Chlb)/198

 

در این فرمول Chla،Chlb، Total ChlوCar به ترتیب غلظت کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها (شامل کاروتن‌ها و گزانتوفیل‌ها) هستند. غلظت بر حسب میلی‌گرم بر میلی‌لیتر عصاره گیاهی تعیین و سپس نتایج بر حسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر بافت محاسبه و ارائه گردید.

 

سنجش میزان آنتوسیانین (wanger, 1979)

برای اندازه‌گیری مقدار آنتوسیانین‌های برگ، 1/0 گرم از بافت برگی را در ‌ها‌ون چینی با 10 میلی‌لیتر متانول اسیدی (متانول خالص و کلریدریک اسید خالص به نسبت حجمی ‌1:99) کاملاً ساییده و عصاره در لوله‌ها‌ی آزمایش سر پیچ‌دار ریخته شد و به‌ مدت 2۴ ساعت در تاریکی و دمای 2۵ درجه سانتی‌گراد قرار گرفت. سپس به ‌مدت 10 دقیقه با سرعت ۴000 دور در دقیقه سانتریفیوژ و جذب محلول بالایی در طول موج ۵۵0 نانومتر اندازه‌گیری شد. برای محاسبه غلظت، ضریب خاموشی 33000
(ε)M-1cm-1 در نظر گرفته شد و از فرمول­های زیر برای تعیین میزان آنتوسیانین بر حسب میلی‌مولار بر گرم وزن تر بافت استفاده گردید.

A=εbc

A=جذب؛ b= عرض کووت؛ c= غلظت محلول مورد نظر

 

اندازه‌گیری غلظت مالون‌دی‌آلدئید (MDA)
(Heath and Packer, 1969)

طبق این روش 2/0 گرم از بافت تازه برگی توزین و در ‌ها‌ون چینی حاوی 5 میلی‌لیتر تری کلرواستیک اسید (TCA) 1/0 درصد ساییده شد. عصاره حاصل با استفاده ‌از دستگاه سانتریفیوژ به ‌مدت ۵ دقیقه در g10000 سانتریفیوژ شد. سپس به 1 میلی‌لیتر از محلول رویی، 4 میلی‌لیتر محلول تری‌کلرو‌استیک اسید (TCA) 40 درصد که حاوی 5/0 درصد تیوباربیتوریک اسید (TBA) بود، اضافه گردید. مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتی‌گراد حمام آبگرم حرارت داده شد. سپس بلافاصله در یخ سرد شد و دوباره مخلوط به مدت10 دقیقه در g10000 سانتریفیوژ گردید. شدت جذب این محلول با استفاده از اسپکتروفتومتر در طول موج 532 نانومتر خوانده شد. ماده مورد نظر برای جذب در این طول موج کمپلکس قرمز (MDA-TBA) است. جذب بقیه رنگیزه‏های غیر‏اختصاصی در 600 نانومتر تعیین و از این مقدار کسر گردید. برای محاسبه غلظت مالون‌دی‌آلدئید (MDA) از ضریب خاموشی معادل  M-1cm-110۵ × ۵6/1 استفاده شد و نتایج حاصل از اندازه‌گیری بر حسب وزن تر بافت محاسبه و ارائه گردید.

 

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم کاتالاز (Dhindsa and Motowe, 1981)

سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز با استفاده از محاسبه‌ کاهش مقدار پراکسید هیدروژن در 240 نانومتر انجام شد. مخلوط واکنش شامل بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‌مولار با pH معادل 7 و پراکسیدهیدروژن 15 میلی‌مولار است. با اضافه کردن 100 میکرولیتر عصاره‌ آنزیمی به مخلوط ذکرشده، واکنش شروع می‌شود. شاهد برای صفر کردن دستگاه اسپکتروفتومتر شامل مخلوط واکنش بدون عصاره آنزیمی بود. تغییرات جذب (تفاضل جذب در زمان شروع واکنش از جذب در زمان یک دقیقه)، پس از شروع واکنش محاسبه گردید. میزان H2O2 موجود در مخلوط واکنش با استفاده از ضریب خاموشی
mMol-1cm-1)28/0(ε =محاسبه شد.

 

تعیین میزان یون­های روی و منگنز در ریشه به روش جذب اتمی

به منظور اندازه‏گیری یون‏­های روی و منگنز از روش جذب اتمی (Lozak and Soltyk, 2002) استفاده شد. اندازه‏گیری یون­ها در بافت ریشه انجام شد. برای این منظور 5/0 گرم از بافت گیاهی خشک را در 10 میلی‌لیتر نیتریک اسید 80 درصد به مدت 24 ساعت در شرایط آزمایشگاه قرار داده شد تا نمونه گیاهی به خوبی در اسید هضم شود. پس از این مدت محلول حاصل به منظور خارج شدن بخارات اسیدی از محلول، گرم شوند. سپس حجم محلول را با آب مقطر به 50 میلی‌لیتر رسانده و از کاغذ صافی عبور داده شد. از محلول به ‏دست آمده برای اندازه‏گیری عناصر مورد نظر، از دستگاه طیف نگار جذب ‏اتمی
Atomic Absorption Spectrometer مدل Spectra AA 220 ساخت کشور آمریکا استفاده شد.

 

عملیات آماری

آزمایش در قالب طرح کامل تصادفی انجام شد. آنالیز داده­ها با استفاده از نرم­افزار آماری SPSS، آزمون ANOVA صورت گرفت. مقایسه میانگین­ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح احتمال 5 درصد و برای رسم شکل از نرم­افزار Excel استفاده شد.

 

نتایج

اثر منگنز روی طول ساقه

همان‌طور که در شکل 1 مشاهده می­شود، تیمار غلظت بالای منگنز باعث کاهش طول ساقه شده است، اما تیمار 250، 500 و 800 میکرومولار منگنز نسبت به یکدیگر اثر معنی­داری ندارند.

 

 

شکل 1- اثر منگنز روی طول ساقه، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

اثر منگنز بر روی طول ریشه

بر اساس شکل 2 تیمارهای 500 و800 میکرومولار منگنز باعث کاهش طول ریشه شدند، اما طول ریشه در غلظت 250 میکرومولار منگنز نسبت به شاهد، تغییر معنی‌داری نشان نداد.

 

شکل 2- اثر منگنز روی طول ریشه، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

اثر منگنز بر روی محتوای کلروفیل ها

با افزایش غلظت، محتوای کلروفیلی کاهش یافت. کاهش محتوای کلروفیل a (شکل 3)، b (شکل 4) و کلروفیل کل (شکل 5) نسبت به شاهد در تیمار 800 میکرومولار منگنز قابل توجه است.

 

 

شکل 3- اثر منگنز روی محتوای کلروفیلa، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

 

 

شکل 4- اثر منگنز روی محتوای کلروفیلb، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

 

شکل 5- اثر منگنز روی محتوای کلروفیل کل، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

اثر منگنز بر روی غلظت کاروتنوئید

همان‌طور که در شکل 6 مشاهده می‌شود، با افزایش تیمار منگنز در محلول غذایی تغییر معنی­داری در محتوای کاروتنوئید دیده نشد.

 

 

 

 

شکل 6- اثر منگنز روی محتوای کاروتنوئید، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

اثر منگنز بر روی غلظت آنتوسیانین

با افزایش غلظت­های منگنز محتوای آنتوسیانین نیز افزایش یافت. بالا­ترین محتوای آنتوسیانین در تیمار 500 و 800 میکرومولار و پایین­ترین محتوا در شاهد مشاهده شد (شکل 7).

 

 

شکل 7- اثر منگنز روی محتوای آنتوسیانین، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

اثر منگنز بر روی غلظت مالون‌دی‌آلدئید

همان‌طور که در شکل 8 مشاهده می‌شود، با افزایش غلظت منگنز، محتوای مالون‌دی‌آلدئید افزایش می‌یابد. کمترین مقدار به تیمارهای شاهد و 250 میکرومولار منگنز و بالا­ترین محتوا در تیمار­های 500 و 800 میکرومولار منگنز مشاهده می‌شود.

 

شکل 8- اثر منگنز روی محتوای مالون‌دی‌آلدئید، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

اثر منگنز بر روی فعالیت آنزیم کاتالاز

همان‌طور که در شکل 9 مشاهده می‌شود، تیمار250 میکرومولار منگنز اثر افزایشی و تیمارهای 500 و 800 میکرومولار منگنز اثر کاهشی روی فعالیت آنزیم کاتالاز داشته است.

 

شکل 9- اثر منگنز روی فعالیت آنزیم کاتالاز، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

غلظت یون منگنز در اندام هوایی

با افزایش غلظت تیمار منگنز، محتوای منگنز اندام هوایی افزایش یافت (شکل 10). بیشترین محتوا مربوط به تیمار 800 میکرومولار و کمترین محتوا مربوط به تیمار شاهد است.

 

شکل 10- محتوای منگنز اندام هوایی در تیمارهای مختلف منگنز، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

غلظت یونمنگنز در ریشه

همان‌طور که در شکل 11 مشاهده می­شود، بالاترین محتوای منگنز در غلظت­های 800 و 500 میکرومولار و پایین­ترین مقدار مربوط به تیمار شاهد است.

 

شکل 11- محتوای منگنز ریشه در تیمارهای مختلف منگنز، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

اثر منگنز بر روی غلظت یون روی در ریشه

افزایش محتوای منگنز باعث کاهش محتوای روی شد. بیشترین محتوای روی در شاهد و تیمار 250 میکرومولار منگنز و پایین­ترین محتوا مربوط به تیمار 800 میکرومولار است (شکل 12).

 

 

شکل 12- محتوای روی ریشه در تیمارهای مختلف منگنز، مقادیر میانگین ± انحراف معیار بوده و مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح 5 درصد انجام شده است. حروف غیر مشترک معرف تفاوت معنی‌دار است.

 

بحث

منگنز عنصر ضروری کم مصرف است، اما با این حال غلظت‌های بالای منگنز برای گیاه سمّی است (Rezai and Fardodnia, 2008). در پژوهش حاضر، تیمار غلظت‌های بالای منگنز باعث کاهش طول ساقه و ریشه شد. چنین نتایجی با گزارش‌های حاجی‌بلند و خسروپناه ( 1384) مبنی بر کاهش رشد ریشه آفتابگردان تحت تیمار سمّیت منگنز مطابقت دارد. مهار در رشد ریشه توسط منگنز به دلیل ایجاد اختلال در رابطه اسموتیکی گیاه بوده است (Qinghua and Zhujun, 2008). کاهش رشد ساقه بر اثر افزایش سمّیت منگنز، احتمالا به دلیل افزایش فعالیت ایندول استیک اسید اکسیداز است. به نظر می­رسد که کاهش رشد بر اثر سمّیت منگنز مربوط به کمبود اکسین بوده است؛ گرچه مکانیسم دقیقی که بوسیله آن منگنز، اکسیدازها را فعال می­سازد، شناسایی نشده است، اگرچه احتمال دارد که تغییر ظرفیت Mn3+ به Mn2+ در فرآیند‌های اکسایش دخالت داشته باشد (Qinghua and Zhujun, 2008). دلیل دیگری را که می­توان به کاهش ساقه نسبت داد، کاهش جذب روی است (Venkatesan et al., 2007). عنصر روی به عنوان کوفاکتور بسیاری از آنزیم­های درگیر در بیوسنتز آمینواسید تریپتوفان که به عنوان پیش ماده سنتز اکسین عمل می‌کند، حایز اهمیت است (منگل و کرکبی، 1376). برخی از محققان نیز معتقدند که این عنصر در مسیر تبدیل تریپتوفان به ایندول استیک اسید در مرحله نهایی سنتز اکسین عمل می­کند (منگل و کرکبی، 1376).دانشمندانی در سال 2007 گزارش کردند که سمّیت منگنز باعث کاهش جذب روی در گیاه چای شده است (Venkatesan et al., 2007).

همچنین Rezai و Farbodnia در سال 2008 کاهش جذب روی در نخودفرنگی را بر اثر تیمار غلظت‌های بالای منگنز گزارش نمودند. افزایش منگنز باعث کاهش کلروفیل در چای (Venkatesan et al., 2007)، نخود فرنگی (Rezai and Farbodnia, 2008) و آناناس (Sideris and Young, 1998) شده است. دانشمندانی در سال 1999 گزارش کردند که مهار سنتز کلروفیل به‌وسیله منگنز اضافی به علت کمبود آهن است که با تجمع پروتوپورفیرین منیزیم و مونو متیل استر آن همراه است (Cstorday et al., 1999). شایان ذکر است که سنتز کلروفیل در مرحله بعدی جایگزینی منیزیم در حلقه تتراپیرول به آهن نیاز دارد (Cstorday et al., 1999). تیمارهای 500 و 800 میکرومولار منگنز روی محتوای کاروتنوئید تأثیر معنی‌داری نداشتند، اما باعث افزایش محتوای آنتوسیانین (آنتی اکسیدان و از بین برنده رادیکال‌های آزاد شده توسط منگنز اضافی) شد، در حالی‌که در سال 2007 گزارش کردند که سمّیت منگنز باعث افزایش محتوای آن ها در چای شده است (Venkatesan et al., 2007). یکی از مکانیسم­های بروز سمّیت در بافت­های گیاهی در حضور فلزات سنگین مانند منگنز، تولید رادیکال­های آزاد و ایجاد تنش اکسیداتیو است.(Bidwell et al., 2002) رادیکال‌های آزاد با اثر بر پیوند­های دوگانه اسید­های چرب غیراشباع واکنش‌های زنجیره­ای پراکسیداسیون را تحریک کرده، و به تخریب اسید­های چرب و تولید مالون‌دی‌آلدئید منجر می‌شوند (حاجی‌بلند و خسروپناه، 1384).

Qinghua و Zhujun در سال 2008 گزارش کردند که غلظت بالای منگنز باعث افزایش محتوای مالون‌دی‌آلدئید در گیاه چای شد. گیاهان مکانیسم­های دفاعی متعددی برای کنترل و خنثی کردن رادیکال­های آزاد ناشی از اکسیژن به کار می­گیرند. از جمله این مکانیسم­ها وجود یک سیستم دفاعی آنتی­اکسیدانی با ساز و کار آنزیمی (کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و ...) است که می­تواند رادیکال­های آزاد اکسیژن را از بین برده و خسارات ناشی از تنش اکسیداتیو را تخفیف دهد. فعالیت کاتالاز در تیمارهای 500 و 800 میکرومولار منگنز کاهش یافت. همچنین در سال 2007 گزارش کردند که فعالیت کاتالاز در غلظت‌های بالای منگنز باعث کاهش فعالیت شده است (Venkatesan et al., 2007) البته، علت کاهش فعالیت آنزیم کاملاً مشخص نیست، با این حال، احتمال داده می‌شود به خاطر رادیکال‌های آزاد منگنز اضافی باشد.

 

نتیجه‌گیری کلی

نتایج حاصل از این تحقیق نشان داد که طول ریشه و ساقه به عنوان فاکتور رشد در غلظت‌های 500 و 800 میکرومولار کمترین مقدار را داشته است. منگنز در غلظت‌های بالا باعث کاهش غلظت روی، فعالیت آنزیم کاتالاز و افزایش محتوای مالون‌دی‌آلدئید و آنتوسیانین شده است. بنابراین، می‌توانیم نتیجه بگیریم که غلظت‌های 500 و 800 میکرومولار منگنز برای گیاه شاهی سمّی بودند و عامل تولید رادیکال‌های آزاد و در نتیجه پراکسیداسیون لیپیدها شدند و همچنین گیاه شاهی با افزایش آنتوسیانین به عنوان آنتی‌اکسیدان نتوانست تولید مالون‌دی‌آلدئید را کاهش دهد.

 

تشکر و قدردانی

خالصانه­ترین مراتب قدردانی و تشکر خود را محضر استادان گرانقدر و بزرگوار، جناب آقای دکتر آروین و جناب آقای دکتر منوچهر کلانتری تقدیم می­دارم؛ استادانی که دلسوزانه و با صبر و حوصله کم نظیر، همواره راهنمایم بوده‌اند.


 

 

 

 
 

حاجی‌بلند، ر. و خسرو­پناه، م. (1384) تحمل مسمومیّت منگنز در گیاهان آفتابگردان، برنج و ذرت در شرایط آب‌کشتی. مجله علوم فنون کشاورزی و منابع طبیعی 4: 91-108.

زرگری، ع. (1376) گیاهان دارویی. جلد سوم. انتشارات دانشگاه تهران، تهران.

منگل، ک. و کرکبی، آ. (1376). اصول تغذیه گیاه. ترجمه سالاردینی، ع. ا. و مجتهدی، م. انتشارات مرکز نشر دانشگاهی تهران، تهران.

 

Bidwell, S. D., Woodrow, I. E. and Sommer- Knudsen, J. (2002) Hyperaccumulation of manganese in Austromyrtus bidwilli. Plant Biology 29:899-905.

Cstorday, K., Gombos, Z. and Zalontal, B. (1999) Manganese and cobalt toxicity in chlorophyll biosynthesis. Journal of Agricultural Science 3:248-251.

Dhindsa, R. S. and Motowe, W. (1981) Drought tolerance in two mosses: correlation with enzymatic defense against lipid peroxidation. Journal of Experimental Botany 32: 79-91.

Gille, G. and Singler, K. (1995) Oxidative stresses in living cells. Folia Microbiology 2:131-152.

Heath, R. L. and Packer, L. (1969) Photoperoxidation in isolated chloroplast, kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry 125: 189-198.

Lichtenthaler, H. K. (1987) Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymolology 148:350-382.

Lozak, A. and Soltyk, K. (2002) Determination of selected trace elements in herbs and their influence. Science Environment 289:33-40.

Qinghua, S. H. and Zhujun, Z. (2008) Effect of exogenous salicylic acid on manganese toxicity, element contents and antioxidative system in cucumber. Environmental and Experimental Botany 63:317-326.

Rezai, K. and Farbodnia, T. (2008) The response of pea plant to manganese toxicity in solution culture. Journal of Agricultural Science 3:248-251.

Sideris, C. P. and Young, H. Y. (1999) Growth and chemical composition of Ananas comosus L. in solution cultures with iron manganese ratios. Plant Physiology 24:416-421.

Venkatesan, S., Hemalatha, K. V. and Jayaganesh, S. (2007) Characterization of manganese toxicity and its influence on nutrient uptake, antioxidant enzymes and biochemical parameters in tea. Journal of Phytochemistry 2: 52-60.

Wanger, G. J. (1979) Content and vacuole/ extra vacuole distribution of neutral sugars, free amino acids, and anthocyanins in protoplast. Plant Physiology 64: 88-93.

Yang, S. X. and Deng, H. (2008) Manganese uptake and accumulation in a woody hyperaccumulator, Schima superba. Plant Soil Environment 1