برخی تغییرات فیزیو-بیوشیمیایی وابسته به سن در برگ‌های رُز

نویسندگان

1 گروه زیست‌شناسی گیاهی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، تبریز، ایران

2 گروه زیست‌شناسی گیاهی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، تبریز، ایران گروه پژوهشی بیوتکنولوژی گیاهان شورپسند، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، تبریز، ایران

چکیده

پس از قطع رأس ساقه در Rosa hybrid دوره رشد جدیدی با رفع تسلط جوانه انتهایی، از جوانه‌های جانبی آغاز و طی آن شاخه‌های جدید تشکیل می‌شود. در هر شاخه، برگ‌ها به ترتیب سن آرایش می‌یابند. برای مطالعه، چهار نمونه برگی از رأس به سمت پایه شماره‌گذاری شدند که مرحله جوانی تا بلوغ برگی را نشان می‌دهند. نتایج، تغییرات فیزیولوژیک و بیوشیمیایی عمیقی را طی بلوغ نشان دادند. کاهش مقدار گونه‌های اکسیژن فعال به کاهش میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی و در نهایت، افزایش پایداری غشاهای سلولی منجر شد. افزایش محتوای پروتئین‌های محلول کل با کاهش میزان آمینو اسیدهای آزاد و نیز محتوای کربوهیدرات‌های محلول همراه بود. نتایج تفاوت بین برگ‌های جوان و بالغ را در سنتز و تجزیه پروتئین‌ها نشان داد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Some physio-biochemical age dependent changes in leaves of Rosa hybrida

نویسندگان [English]

  • Ladan Rahimpour Shafaee 1
  • Nader Chaparzadeh 2
  • Leila Zarandi-Miandoab 1
  • Meysam Dolati 1
1 Department of Plant Biology, Faculty of Basic Sciences, Azarbaijan Shahid Madani University, Tabriz, Iran
2 Department of Plant Biology, Faculty of Basic Sciences, Azarbaijan Shahid Madani University, Tabriz, Iran
چکیده [English]

In Rosa hybrida, after removing head of the stem, the lateral buds become free from apical dominance and start to form new branches. In each branch, leaves arrange in an age dependent manner. Four leaf samples were numbered from apex to base, exhibiting young to mature leaf stages. During maturation, physiological and biochemical changes occurred. Decrease of reactive oxygen species contents, led to reduction of membrane lipid peroxidation and ultimately increased the stability of cell membranes. Increasing total soluble protein contents were accompanied by decreasing of free amino acids and soluble carbohydrates contents. Results demonstrated differences in synthesis and degradation of proteins between young and mature leaves.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Lipids peroxidation
  • Proteins
  • Rosa hybrid
  • Leaf age
  • carbohydrates

 

طی بلوغ برگی تغییرات اساسی در نشانگرهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی رخ می‌دهد. برگ جوان برای تکمیل ظرفیت فتوسنتزی خود نیازمند افزایش پروتئین‌های دخیل در این فرآیند نظیر کمپلکس‌های جمع‌کننده نور در فتوسیستم‌های I و II، آنزیم‌های مسیرهای بیوسنتزی و ... است. در بافت‌های فعال فتوسنتزی گونه‌های C3، آنزیم روبیسکو (ریبولوز 1 و 5 بیس فسفات کربوکسیلاز/اکسیژناز) بیش از 50 درصد محتوای پروتئینی سلول را تشکیل می‌دهد. با تعیین محتوای پروتئین‌ها و نوکلئیک اسیدهای برگ‌ها می‌توان زمان آغاز پیری را تعیین نمود، زیرا زمان آغاز تخریب آنها می‌تواند از نشانه‌های آغاز پیری برگ باشد (Feller and Fischer, 1994).

آمینو اسیدها نیز از متابولیت‌های عمده حاوی کربن و نیتروژن هستند (Cabello et al., 2006). بیوسنتز آمینو اسیدها به صورت نموی قابل تنظیم در بخش‌های جوان گیاه فعال است (Ruuhola et al., 2003). پرولین از جمله آمینو اسیدهایی است که در پاسخ به تنش‌های محیطی تجمع می‌یابد و دارای عملکرد‌های ویژه‌ای است. این آمینو اسید با تجمع در برگ‌ها از واسرشته شدن پروتئین‌ها پیشگیری می‌کند. همچنین، از طریق میان‌کنش با فسفولیپیدهای غشایی باعث حفظ پایداری غشاها شده، به عنوان جمع‌کننده هیدروکسیل‌ها یا به عنوان ذخیره‌ای از ترکیبات نیتروژنی در سلول‌ها عمل می‌کند (Thomas and James, 1993).

رشد و نمو گیاه وابسته به فرآیندهایی است که با تولید، انتقال و استفاده از فرآورده‌های فتوسنتزی ارتباط دارند. برگ جوان به سرعت رشد نموده، نیتروژن و کربن را از سایر بخش‌های گیاه دریافت می‌کند و سنتز پروتئین را شدت می‌بخشد. این حالت تا زمانی ادامه می‌یابد که برگ ظرفیت کامل برای انجام فتوسنتز را به دست آورد. در حقیقت، با بلوغ دستگاه فتوسنتزی، برگ به مخزنی از کربوهیدرات‌ها تبدیل می‌شود (Dertingera et al., 2003).

غشا از اجزای مهم سلول‌های گیاهی است که نه تنها امکان کده‌بندی (compartmentation) فعالیت‌های مختلف سلول را فراهم می‌کند، بلکه امکان انتقال‌های ویژه و علامت‌رسانی‌های ضروری برای عملکرد طبیعی سلول را نیز فراهم می‌کند. بررسی تغییرات غشاهای سلولی شامل میزان پراکسیداسیون چربی‌های غشای و مطالعه پایداری غشاها، نشانه‌های خوبی برای بلوغ برگی به شمار می‌آیند. گونه‌های فعال اکسیژن قادر به اکسیداسیون ماکرومولکول‌های زیستی نظیر نوکلئیک اسیدها، پروتئین‌ها و لیپیدها هستند و در نتیجه باعث آسیب غشاهای سلولی می‌شوند. در این میان، مولکول H2O2 به علت داشتن نیمه عمر طولانی از اهمیّت بیشتری برخوردار بوده، در همه بخش‌های سلولی طی متابولیسم طبیعی گیاه می‌تواند تولید شود. H2O2 به علت قابلیت انتشار به بخش‌های مختلف سلول و عبور از غشاها می‌تواند بسیار مخرب باشد (Zengraf, 2007). با توجه به تفاوت توان آنتی‌اکسیدانی برگ‌ها در مراحل مختلف نمو، میزان گونه‌های فعال اکسیژن نیز تغییر می‌کند. با آغاز روند پیری برگ و افزایش میزان گونه‌های فعال اکسیژن آسیب گسترده به ترکیبات سلولی و غشای سلولی وارد می‌شود (Cabello et al., 2006). غشای تیلاکوئید از نخستین غشاهایی است که تحت تأثیر تغییرات مخرب قرار می‌گیرد. میان‌کنش گونه‌های فعال اکسیژن با چربی‌ها، رادیکال‌های جدید نظیر هیدروپراکسیدها را تولید می‌کند و به زنجیره‌ای از واکنش‌های پراکسیداسیون منجر می‌شود که این امر باعث تخریب ساختارهای غشایی و اختلال در عملکرد طبیعی آنها می‌شود (Hopkins et al., 2007).

ویژگی اصلی برگ‌های گیاه Rosa hyrbida تغییر رنگ بارزی است که همراه با افزایش سن، در هر دو سطح برگی آنها اتفاق می‌افتد. در پژوهش حاضر، تلاش شده است برخی تغییرات فیزیکی-بیوشیمیایی مرتبط با افزایش سن در این گیاه آشکار و با توجه به اطلاعات موجود در مورد سایر گیاهان مقایسه و تفسیر شود.

 

مواد و روش‌ها

نمونه‌برداری

در این بررسی، برگ‌های گیاه Rosa hybrida از تیره Rosaceae به عنوان نمونه‌ انتخاب شدند. برای بررسی رفتارهای گیاهان در محیط رشد طبیعی، از گیاهان رُزی که در محیط دانشگاه شهید مدنی (آذرشهر-آذربایجان شرقی) در زمینی به ابعاد 10 × 30 متر به طور ردیفی و به فاصله یک متر از یکدیگر کشت شده بودند، استفاده شد. در این گیاه، شاخه‌های فرعی که در فاز رویشی قرار داشته، هنوز وارد مرحله گل‌دهی نشده بودند، انتخاب شد. برگ‌های رأسی این شاخه‌ها در هر دو سطح، به رنگ قرمز تُند دیده می‌شوند. این برگ‌ها در واقع جوان‌ترین برگ‌ها هستند و به عنوان برگ شماره 1 انتخاب شدند. در جهت رأس به پایه با گذشت زمان، سن برگ‌ها افزایش می‌یابد، سطح رویی برگ‌ها (adaxial) به رنگ سبز در آمده، سطح زیری (abaxial) به رنگ قرمز باقی می‌ماند، این برگ‌ها شماره 2 نامیده شدند. برگ‌های شماره 3 برگ‌هایی هستند که سطح رویی کاملاً سبز داشته، سطح زیری آنها نیز به رنگ سبز روشن درآمده است. برگ‌های شماره 4 که برگ‌های بالغ هستند، نسبت به سه نمونه نخست مسن‌تر بوده، در پایین‌ترین قسمت قرار دارند و در هر دو سطح کاملاً سبز هستند.

طی یک دوره رشد در Rosa hybrida، برگ‎های جدید در فصل بهار (فروردین و اردیبهشت‌ماه) به وجود می‌آیند که با گذشت زمان برگ‌های با سنین مختلف را می‌توان روی یک شاخه مشاهده کرد. در این بررسی از نمونه‌های در معرض تابش نور خورشید استفاده و تلاش شد از این نظر اختلافی بین نمونه‌ها وجود نداشته باشد. جمع‌آوری نمونه‌ها پیش از ظهر ساعت 9 انجام شد. این چهار نمونه برگی با انجام چهار تکرار و در قالب طرح کاملاً تصادفی از نظر ویژگی‌های فیزیو-بیوشیمیایی بررسی شدند.

سنجش میزان پروتئین‌های محلول کل

بافت برگی تر با بافر TRIS-HCl همگن و پس از سانتریفیوژ (دمای 4 درجه سانتیگراد، سرعت 13000 دور در دقیقه و مدت 20 دقیقه) مقادیری از مایع رویی با معرف بردفورد مخلوط و جذب آنها در طول موج 595 نانومتر ثبت شد (Bradford, 1976). با رسم منحنی استاندارد از سرم آلبومین گاوی (BSA) مقدار نهایی پروتئین‌های محلول کل بر اساس میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ گزارش شد.

سنجش محتوای آمینو اسیدهای آزاد

بافت برگی تر با بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‌مولار سرد با اسیدیته 5/7 همگن و پس از سانتریفیوژ (دمای 4 درجه سانتیگراد، سرعت 13000 دور در دقیقه و مدت 20 دقیقه) مقادیری از مایع رویی با معرف نین هیدرین مخلوط و مدتی در بن‌ماری جوشان قرار داده شد. پس از سرد شدن جذب نمونه‌ها در طول موج 570 نانومتر تعیین شد (Harding and MacLean, 1916). با رسم منحنی استاندارد از گلیسین مقدار آمینو اسیدهای آزاد بر اساس میکروگرم بر گرم وزن تر برگ گزارش شد.

سنجش میزان پرولین

بافت برگی تر با سولفوسالیسیلیک اسید 3 درصد همگن و پس از سانتریفیوژ (سرعت 5000 دور در دقیقه و مدت 15 دقیقه) مقادیری از مایع رویی با نین هیدرین اسید و استیک اسید خالص مخلوط و مدتی در بن‌ماری جوشان قرار گرفت. بلافاصله پس از توقف واکنش در آب یخ با اضافه کردن تولوئن و انتقال پرولین به فاز رنگی تولوئنی جذب آنها در طول موج 520 نانومتر تعیین شد (Bates et al., 1973). با رسم منحنی استاندارد از پرولین مقدار آن بر اساس میکرومول بر گرم وزن تر برگ گزارش شد.

سنجش میزان کربوهیدرات‌های محلول

بافت برگی تر با اتانول 95 درصد همگن و پس از سانتریفیوژ (سرعت 5000 دور در دقیقه و مدت 15 دقیقه) مقادیری از مایع رویی با محلول آنترون مخلوط و در بن‌ماری در حال جوش قرار داده شد. بلافاصله پس از توقف واکنش در آب یخ جذب نمونه‌ها در طول موج 625 نانومتر تعیین شد (Roe, 1955). با رسم منحنی استاندارد از گلوکز مقدار کربوهیدرات‌های محلول بر اساس میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ گزارش شد.

سنجش محتوای H2O2

بافت برگی تر با بافر فسفات پتاسیم 50 میلی‌مول با اسیدیته 5/6 همگن و پس از سانتریفیوژ (سرعت 5000 دور در دقیقه و مدت 2 دقیقه) مقادیری از مایع رویی با تیتانیوم کلراید 1 درصد مخلوط و دوباره سانتریفیوژ شد. جذب مایع رویی در طول موج 410 نانومتر تعیین و با استفاده از ضریب تصحیح M-1 cm-1µ 28/0 محتوای H2O2 بر اساس میکرومول برگرم وزن تر برگ گزارش شد (Jana and Choudhuri, 1981).

سنجش میزان پراکسیداسیون لیپیدها

بافت برگی تر با تری کلرو استیک اسید (TCA) 1/0 درصد همگن و پس از سانتریفیوژ (سرعت 5000 دور و مدت 5 دقیقه) مقادیری از مایع رویی با محلول TCA 20 درصد دارای تیو باربیتوریک اسید 5/0درصد مخلوط و مدتی در بن‌ماری جوشان قرار گرفت. بلافاصله پس از توقف واکنش در آب یخ و سانتریفیوژ مجدد جذب مایع رویی در طول موج‌های 532 و 600 نانومتر اندازه‌گیری شد. پس از حذف جذب غیر ویژه استفاده از ضریب تصحیح mM-1cm-1 155 میزان پراکسیداسیون چربی‌های غشا بر اساس میکرومول بر گرم وزن تر برگ گزارش شد (Heath and Packer, 1968).

سنجش شاخص پایداری غشای سلولی

قطعات یکسان جدا شده برگی داخل آب مقطر درون فالکون به مدت 5 ساعت روی شیکر و در دمای اتاق قرار داده شدند. سپس، میزان هدایت الکتریکی محلول سنجیده شد. در ادامه با اتوکلاو فالکون‏ها غشاهای سلولی تخریب شدند. پس از سردشدن کامل، میزان هدایت الکتریکی مجدداً اندازه‌گیری و با استفاده از رابطه 1 میزان نشت الکترولیت‌ها به میزان پایداری غشا سلولی (CMS, Cell Membrane Stability) تبدیل شد (Sairam and Srivastava, 2002).

رابطه 1                          CMS = [1- (C1/C2)] × 100

C1: میزان هدایت الکتریکی نمونه پیش از تخریب غشاها

C2: میزان هدایت الکتریکی نمونه پس از تخریب غشاها

تحلیل داده‌ها

هر کدام از سنجش‌ها برای هر نمونه 4 بار تکرار و داده‌های حاصل با نرم‌افزار SPSS نسخه 13 و به روش One-Way ANOVA تحلیل و معنی‌داری آنها در سطح احتمال 5 درصد مشخص شد. نمودارها با نرم‌افزار Excel ترسیم شد.

 

نتایج و بحث

محتوای پروتئین‌های محلول کل

بر اساس جدول 1 میزان پروتئین‌های محلول کل از برگ شماره 1 تا برگ شماره 4، افزایش معنی‌داری نشان می‌دهد. طی روند بلوغ میزان سنتز پروتئین‌ها بسیار بیشتر از میزان تخریب آنها بوده، محتوای پروتئینی برگ‌ها تا رسیدن به مرحله بلوغ افزایش نشان داده است. پس از بلوغ و در آغاز پیری، پروتئین‌ها به عنوان بزرگترین منبع نیتروژن آلی که بالقوه قابلیت جابه‌جایی نیز دارند، شناخته می‌شوند (Feller and Fischer, 1994). در بررسی برگ‌های تنباکو در سنین مختلف، افزایش میزان پروتئین‌ها (به ویژه روبیسکو) تا زمان بلوغ برگی مشاهده شده است. پس از بلوغ، کاهش محتوای پروتئین‌ها عمدتاً به تخریب روبیسکو نسبت داده می‌شود چرا که این آنزیم به تنهایی بیش از 50 درصد محتوای پروتئینی سلول را شامل می‌شود (Ohe et al., 2005). در بررسی دیگر، بر اساس وضعیت قرارگیری برگ‌های تنباکو از رأس ساقه نیز افزایش سنتز پروتئین‌ها تا مرحله بلوغ نشان داده شده است (Kato et al., 2004). نتایج مشابه در آفتابگردان (Cabello et al., 2006) و Nasturtium officinale .(Reifenrath and Muller, 2007) مشاهده شده است. در بررسی دیگر، در مرحله پیش از گل‌دهی، کاهش تدریجی پروتئین‌ها از جوان‌ترین برگ تا پیرترین برگ از برگ‌های رأسی به سمت برگ‌های پایه در آفتابگردان مشاهده شد که نشانه بالا بودن نرخ تخریب پروتئین‌ها در تمام این مراحل است (Sairam et al., 2003). بر این اساس می‌توان گفت بین نرخ سنتز و تخریب پروتئین در گذر از مرحله جوانی به بلوغ، نرخ سنتز پروتئین غالب بوده است.

 

 

جدول 1- مقادیر، میانگین پروتئین‌های محلول کل، آمینو اسیدهای آزاد، پرولین و کربوهیدرات‌های محلول با 4 تکرار ± SE است. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح P<0.05 است.

کربوهیدرات‌های محلول
(mg/g FW)

پرولین
mol/g FW)µ(

آمینو اسیدهای آزاد
(µg/g FW)

پروتئین‌های محلول کل
(mg/g FW)

برگ

010/0± a588/0

049/0± a537/0

029/0± a753/0

027/0± a579/2

برگ شماره 1

026/0±b301/0

020/0± b396/0

021/0± b484/0

239/0± ab695/3

برگ شماره 2

030/ ± b270/0

048/0± ab437/0

010/0± c269/0

664/0± bc935/4

برگ شماره 3

008/0± c201/0

010/0± ab430/0

040/0± c313/0

501/0± c258/6

برگ شماره 4

 

 

محتوای آمینو اسیدهای آزاد

بر اساس داده‌های جدول 1 مقدار آمینو اسیدهای آزاد در برگ‌های جوان Rosa hybrida بیشتر بود ولی با افزایش سن برگ کاهش می‌یابد. مقدار اندک آمینو‌اسیدهای آزاد در برگ‌های پیر گیاه آفتابگردان به علت انتقال آمینو اسیدهای آزاد حاصل از شکستن پروتئین به اندام‌های در حال رشد گیاه بیان شده است (Cabello et al., 2006). در گیاه Betula pubescens مقدار بالای آمینو اسیدهای در جوانه‌ها و برگ‌های تازه، به ویژه دو آمینو اسید گلوتامین و گلیسین، به وضعیت متابولیسم فعال بافت‌های در حال رشد نسبت داده شده است (Ruuhola et al., 2003). از طرفی، آمینو اسیدهای آزاد در پاسخ به دمای پایین نیز می‌توانند تجمع یابند (Thomas and James, 1993). بنابراین، سطح بالای آمینو اسیدها در برگ‌های جوان رز در عین حال که به رشد سریع آنها مربوط است، ممکن است نوعی سازش به دماهای کم در فصل بهار باشد (Ruuhola et al., 2003). کاهش تدریجی مقدار آمینو اسیدهای آزاد می‌تواند به دلیل به کارگیری آنها برای افزایش سنتز پروتئین‌ها ‌نیز باشد.

محتوای پرولین

جدول 1 بالا بودن میزان پرولین را در برگ‌های جوان Rosa hybrida نشان می‌دهد. پرولین حفاظت‌کننده اسمزی است که در شرایط تنش سرما نیز انباشته می‌شود (Thomas and James, 1993). میزان بالای این آمینو اسید در جوانه‌ها و برگ‌های جوان گیاه Betula pubescens می‌تواند به دمای پایین ساعات شب نسبت داده شود (Ruuhola et al., 2003). همان طور که پیش از این اشاره شد، انباشته شدن آمینو اسیدها در برگ‌های جوان گیاهان در فصل بهار در پاسخ به دمای اندک شب اتفاق می‌افتد. در گیاه Brassica juncea نیز از برگ شماره 1 تا برگ شماره 4 کاهش مقدار پرولین مشاهده شد که این کاهش به تفاوت سن فیزیولوژیک برگ‌ها و میزان مواجهه آنها با نور خورشید نسبت داده شده است. برگ شماره 1 جوان‌ترین برگ بوده، بیشترین نور را در مقایسه با سایر برگ‌ها دریافت می‌کند. در این گیاه، میزان فعالیت آنزیم پیرولین 5-کربوکسیلاز ردوکتاز (P5C) که کاتالیز کننده مرحله نهایی بیوسنتز پرولین است، کاهش نشان می‌دهد (Madan et al., 1994). به این ترتیب، احتمال دارد میزان بالای پرولین برگ‌های جوان به سن فیزیولوژیک و حساسیت آنها در مقابل نور در طی روز و دمای کم ساعات شب باشد.

محتوای کربوهیدرات‌های محلول

از داده‌های جدول 1 مشخص است که برگ جوان شماره 1 در Rosa hybrida محتوای کربوهیدرات بالاتری نسبت به سایر برگ‌ها دارد ولی با افزایش سن میزان آن کاهش می‌یابد. محل تولید یا منبع کربوهیدرات‌ها، برگ‌های بالغ فتوسنتزی است که کربوهیدرات‌ها را به میزان بیش از نیاز خود تولید می‌کنند. اندام‌های غیرفتوسنتزی مانند ریشه‌ها و برگ‌های جوان یا اندام‌های مقصد در حال رشد که قادر به تأمین مواد مورد نیاز خود برای رشد نیستند، برای نمو طبیعی خود نیازمند دریافت کربوهیدرات‌ها هستند (Feucht et al., 2004). کربوهیدرات‌ها با انتقال از برگ‌های بالغ به برگ‌های جوان در حال نمو، علاوه بر تأمین مواد مورد نیاز رشد طبیعی برگ، مواد لازم برای تولید ترکیبات شیمیایی و متابولیت‌های ثانویه را نیز فراهم می‌کنند (Arnold and Schultz, 2002). مطالعه روی درخت تبریزی هیبرید نشان می‌دهد که بین میزان واردات قندها از بخش‌های دیگر به برگ جوان و سنتز ترکیبات فنلی آن ارتباط مستقیم وجود دارد. حذف برگ‌های بالغ صادرکننده کربوهیدرات‌ها، میزان ترکیبات فنلی برگ‌های جوان را کاهش داد (Arnold et al., 2004). به طور کلی، در نهاندانگان ارتباط مستقیم بین واردات کربوهیدرات‌ها و متابولیسم فنل‌ها اثبات شده است (Honkanen et al., 1999).

در Rosa hybrida، برگ جوان در حال نمو به علت عدم بلوغ دستگاه فتوسنتزی قادر به تولید کربوهیدرات‌های کافی نیست، در نتیجه برای رشد و تولید متابولیت‌های ثانویه از برگ‌های بالغ کربوهیدرات‌ها را وارد می‌کند. بخشی از این مقدار زیاد کربوهیدرات‌ها می‌تواند به علت برداشت صبح هنگام نمونه‌های برگی باشد؛ چرا که طی ساعات شب نشاسته ذخیره شده در برگ‌های بالغ متحرک شده، به بافت‌های در حال رشد منتقل می‌شود. با افزایش سن و فعالیت فتوسنتزی برگ‌ها، واردات کربوهیدرات‌ها کاهش و با رسیدن به مرحله بلوغ، برگ بالغ خود به عنوان صادرکننده کربوهیدرات‌ها محسوب خواهد شد.

محتوای H2O2

بر اساس آنچه که در شکل 1 مشاهده می‌شود، میزان H2O2 در برگ شماره 1 بیشترین مقدار را داشته، با افزایش سن به ‌تدریج به طور معنی‌داری کاهش نشان می‌دهد. در گیاهان، کلروپلاست‌ها منبع اصلی تولید گونه‌های فعال اکسیژن هستند، زیرا طی روند فتوسنتز و حتی تحت شرایط بهینه نیز زنجیر انتقال الکترون آنها را تولید می‌کند (Takeda et al., 1995). برگ‌های مسن تنباکو در مقایسه با برگ‌های جوان رأسی، 40 درصد H2O2 بیشتری دارند که نشانگر پایین بودن ظرفیت جمع‌آوری گونه‌های فعال اکسیژن در برگ‌های پیر نسبت به برگ‌های جوان است (Ohe et al., 2005). در برگ‌های آفتابگردان میزان H2O2 تا مرحله بلوغ کاهش اندکی نشان داده، پس از بلوغ برگ به شدت افزایش می‌یابد که نشانگر افزایش میزان تنش اکسیداتیو است (Cabello et al., 2006). برگ‌های جوان آسکوربات بسیار کمتری نسبت به برگ‌های بالغ دارند که با توجه به نقش آسکوربات پراکسیداز در خنثی‌سازی H2O2، کمبود آسکوربات می‌تواند عامل بالا بودن H2O2 برگ جوان باشد. در چنین شرایطی اهمیّت بالا بودن مقادیر فلاونوئیدها در برگ جوان و سمّ‌زدایی H2O2 از طریق واکنش فلاونوئید پراکسیداز بیشتر می‌شود (Yamasaki et al., 1997). روند کاهشی میزان H2O2 در Rosa hybrida طی بلوغ برگی بیانگر افزایش ظرفیت سیستم جمع‌آوری کننده H2O2 است که می‌تواند به علت افزایش غلظت ترکیبات آنتی‌اکسیدانی و یا افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان باشد (داده‌ها نشان داده نشده است).

 

شکل 1- مقادیر، میانگین H2O2 با 4 تکرار ± SE است. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح P<0.05 است.

 

پراکسیداسیون لیپیدها

بر اساس داده‌های شکل 2، برگ شماره 1 بیشترین میزان آسیب لیپیدهای غشایی را نشان می‌دهد و با افزایش سن برگ از میزان اکسیداسیون لیپیدها به طور معنی‌داری کاسته می‌شود. بالا بودن میزان گونه‌های فعال اکسیژن همراه با ضعف سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی در برگ باعث آسیب شدید غشایی می‌شود. نتایج مشابه در آفتابگردان نیز مشاهده شده است (Cabello et al., 2006). تغییر در ترکیب لیپیدهای غشایی باعث از دست رفتن یکپارچگی، تغییر ساختار دو لایه و کاهش سیالیت غشا می‌شود (Hopkins et al., 2007). در گیاه Mentha pulegium از برگ‌های جوان رأسی تا برگ بالغ، کاهش میزان پراکسیداسیون لیپیدها دیده شده است، در ادامه با افزایش سن و پیری برگ افزایش محسوس تولید پراکسیدها اتفاق می‌افتد. این مسأله نشان می‌دهد تا زمان بالغ شدن برگ سازوکار‌های دفاعی گیاه شامل آنزیم‌ها و سایر ترکیبات آنتی‌اکسیدان فعال بوده، مانع آسیب غشا می‌شوند. با آغاز فرآیند پیری، مکانیسم‌های دفاعی گیاه با کاهش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان مهار و لیپیدها و بافت‌ها با حملات پراکسیدها مواجه می‌شوند و سلول‌ها آسیب می‌بینند (Candan and Tarhan, 2003). بنابراین، با توجه به کاهش میزان H2O2 از برگ شماره 1 تا برگ شماره 4 و کاهش آسیب‌رسانی آن، روند کاهشی تولید پراکسیدهای لیپیدی منطقی و مورد انتظار است.

 

شکل 2- مقادیر، میانگین پراکسیداسیون لیپیدها با 4 تکرار ± SE است. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح P<0.05 است.

 

پایداری غشای سلولی

بر اساس داده‌های شکل 3، برگ شماره 1 غشای ناپایداری داشته، به ‌تدریج با افزایش سن برگ پایداری غشا افزایش یافته، به بیشینه مقدار خود رسیده است. از مرحله جوانی تا مرحله بلوغ غشای دو لایه لیپیدی پایدارتر شده،امکان نقل و انتقال و علامت رسانی‌ها را فراهم می‌کند. پس از بلوغ به علت افزایش آسیب غشایی ناشی از افزایش گونه‌های فعال اکسیژن، غشا نفوذپذیری انتخابی خود را از دست می‌دهد. بهترین شاهد برای این وضعیت مطالعاتی هستند که افزایش نشت مواد محلول از خلال غشا را در آغاز پیری نشان می‌دهند (Hopkins et al., 2007). برگ‌های بالغ آفتابگردان نسبت به برگ‌های جوان، میزان گونه‌های فعال اکسیژن کمتری داشته، غشاهای سلولی پایداری بیشتری نشان می‌دهند (Cabello et al., 2006). ارزیابی میزان پایداری غشایی برای بررسی‌های فیزیولوژیک در مورد تعدادی از گونه‌های گیاهی مانند رقم‌های گندم در شرایط مختلف تنش‌های محیطی، مانند شوری، استفاده شده است. از این طریق رقم‌های پایدارتر، نسبت به شوری مقاوم‌تر شناخته شده‌اند (Ozlap et al., 2000). بنابراین، افزایش پایداری غشای سلولی در گیاه Rosa hybrida می‌تواند به دلیل کاهش میزان گونه‌های اکسیژن فعال آسیب‌رسان در طی دوره بلوغ باشد، زیرا گونه‌های اکسیژن فعال می‌توانند باعث پراکسیداسیون چربی‌ها و به پس از آن افزایش نفوذپذیری غشا شوند (Ohe et al., 2005).

 

شکل 3- مقادیر، میانگین شاخص پایداری غشای سلولی با 4 تکرار ± SE است. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح P<0.05 است.

 

جمع‌بندی

با توجه به نتایج به دست آمده می‌توان چنین ارزیابی کرد که توان سنتز پروتئین در برگ‌های جوان اندک بوده، به تدریج طی بلوغ آمینو اسیدهای بیشتری به کار گرفته می‌شوند تا میزان پروتئین‌ها در برگ‌های بالغ به بیشینه مقدار خود برسد. برگ‌های بالغ برخلاف برگ‌های جوان مخزنی از کربوهیدرات‌ها هستند و می‌توانند آنها را به سایر بخش‌های گیاه ارسال کنند. کاهش تدریجی پراکسید هیدروژن طی بلوغ به کاهش میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی منجر شده، برگ‌های بالغ پایدارترین غشای سلولی را دارند.

 

 

 
Arnold, T. and Schultz, J. (2002) Induced sink strength as a prerequisite for induced tannin biosynthesis in developing leaves of Populus. Oecologia 130: 585-593.

Arnold, T., Appel, H., Patel, V., Stocum, E., Kavalier, A. and Schultz, J. (2004) Carbohydrate translocation determines the phenolic content of Populus foliage: a test of the sink-source model of plant defense. New Phytologist 164: 157-164.

Bates, L. S., Waldren, R. P. and Teare, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and Soil 39: 205-207.

Bradford, M. M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of proteins utilizing the principle of protein-dye binding. Annals of clinical Biochemistry 72: 248-254.

Cabello, P., Aguera, E. and Haba, P. (2006) Metabolic changes during natural ageing in sunflower (Helianthus annuus) leaves: expression and activity of glutamine synthetase isoforms are regulated differently during senescence. Physiologia Plantarum 128: 175-185.

Candan, N. and Tarhan, L. (2003) Changes in chlorophyll-carotenoid contents, antioxidant enzyme activities and lipid peroxidation levels in zn-stressed Mentha pulegium. Turkish Journal of Chemistry 27: 21-30.

Dertingera, U., Schaza, U. and Schulzeb, E. D. (2003) Age-dependence of the antioxidative system in tobacco with enhanced glutathione reductase activity or senescence-induced production of cytokinins. Physiologia Plantarum 119: 19-29.

Feller, U. and Fischer, A. (1994) Nitrogen metabolism in senescing leaves. Critical Reviews in Plant Science 13: 241-273.

Feucht, W., Treutter, D. and Polster, J. (2004) Flavanol binding of nuclei from tree species. Plant Cell Reports 22: 430-436.

Harding, V. J. and MacLean, R. M. (1916) A colorimetric method for the estimation of amino acid alpha nitrogen. Journal of Biological Chemistry 24: 503-515.

Heath, R. L. and Packer, L. (1968) Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archive of Biochemistry and Biophysics 125: 189-198.

Honkanen, T., Haukioja, E. and Kitunen, V. (1999) Responses of Pinus sylvestris branches to simulated herbivory are modified by tree sink /source dynamics and by external resources. Functional Ecology 13: 126-140.

Hopkins, M., Mcnamra, L., Taylor, C., Wang, T. W. and Thompson, J. (2007) Membrane dynamic and regulation of subcellular changes during senescence. In: senescence process in plants (ed. Gan, S.) 76-79. Blackwell Publishing, Iowa.

Jana, S. and choudhuri, M. A. (1981) Glycolat metabolism of three submerged aquatic angiosperms during aging. Aquatic Botany 12: 345-354.

Kato, Y., Murakami, S., Yamamoto, Y., Chatani, H., Kondo, Y., Nakano, T., Yokota, A. and Sato, F. (2004) The DNA-binding protease, CND41, and the degradation of ribulose 1, 5 -bisphosphate carboxylase/oxygenase in senescent leaves of tobacco. Planta 220: 97-104.

Madan, S., Nainawatee, H. S., Jain, S., Jain, R. K., Malik, M. S. and Chowdhury J. B. (1994) Leaf-position dependent changes in proline, pyrroline-5- carboxylate reducrase activity and water relations under salt stress in genetically stable salt-tolerant somaclones of Brassica juncea L. Plant and Soil 163: 151-156.

Ohe, M., Rapolu, M., Mieda, T., Miyagawa, S. and Yabuta, Y. (2005) Decline in leaf photooxidative-stress tolerance with age in tobacco. Plant Science 168: 1487-1493.

Ozlap, V. C., Oktem, H. A., Naqvi, S. M. and Yucel, M. (2000) Photosystem II and cellular membrane stability evaluation in hexaploid wheat seedlings under salt stress condition. Journal of plant nutrition 23: 275-283.

Reifenrath, K. and Muller, C. (2007) Species-specific and leaf-age dependent effects of ultraviolet radiation on two Brassicaceae. Phytochemistry 68: 875-885.

Roe, J. H. (1955) The determination of sugar in blood and spinal fluid with anthrone reagent. Journal of Biological Chemistry 212: 335-346.

Ruuhola, T., Ossipov, V., Lempa, K. and Haukioja1, E. (2003) Amino acids during development of mountain birch leaves. Chemoecology 13: 95-101.

Sairam R. K. and Srivastava, G. C. (2002) Changes in antioxidant activity in sub-cellular fractions of tolerant and susceptible wheat genotypes in response to long term salt stress. Plant Science 162: 897-904.

Sairam, R. K., Singh, D. V. and Srivastava, G. C. (2003) Changes in activities of antioxidant enzymes in sunflower leaves of different ages. Biologia Plantarum 47: 61-66.

Takeda, T., Yokota, A. and Shigeoka, S. (1995) Resistance of photosynthesis to hydrogen peroxide in algae. Plant Cell Physiology 36: 1089-1095.

Thomas, H. and James, A. R. (1993) Freezing tolerance and solute changes in contrasting genotypes of Lolium perenne L. acclimated to cold and drought. Annals of Botany 72: 249-254.

Yamasaki, H., Sakihama, Y. and Kehara, N. (1997) Flavonoid-peroxidase reaction as a detoxification mechanism of plant cells against H2O2. Plant Physiology 115: 1405-1412.

Zengraf, U. (2007) Oxidative stress and leaf senescense. In: Senescence process in plants (ed. Gan, S.) 69-81. Blackwell