مطالعه واکنش‌های فیزیولوژیک و بیوشیمیایی چمن Agrostis stolonifera و Festuca arundinacea Schreb. نسبت به تنش خشکی

نویسندگان

1 گروه علوم باغبانی، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه گیلان، رشت، ایران

2 گروه مهندسی آب، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه گیلان، رشت، ایران

چکیده

تنش خشکی از مهم‌ترین عوامل محیطی محدود کننده رشد چمن‌ها در مناطق خشک و نیمه خشک است. در پژوهش حاضر، تغییرات فیزیولوژیک و بیوشیمیایی دو گونه چمن، Agrostis stolonifera var. palustris و Festuca arundinacea Schreb. var ky 31 طی یک دوره 40 روزه تنش خشکی (نیروی مکش 70-75 سانتی‌بار خاک) با فواصل زمانی 10 روز یک بار و همچنین مرحله رشد مجدد در پایان دوره تنش ارزیابی گردید. گیاهان شاهد در مدت اعمال تنش خشکی به طور منظم در حد ظرفیت زراعی خاک (نیروی مکش 20-25 سانتی‌بار خاک) آبیاری شدند. نتایج نشان داد که با طولانی شدن مدت تنش، محتوای نسبی آب برگ و میزان کلروفیل برگ به طور معنی‌داری کاهش پیدا کرد. میزان نشت یونی و غلظت پرولین برگ طی تنش خشکی به طور معنی‌داری افزایش یافت و در زمان آبیاری مجدد در پایان دوره تنش خشکی به سطح شاهد رسید. میزان فعالیت آنزیم‌های‌ پراکسیداز و سوپر اکسید دیسموتاز برگ تا 30 روز پس از آغاز تنش خشکی در گونه‌های F. arundinacea Schreb. و
A. stolonifera افزایش و پس از آن کاهش یافت. در گونه F. arundinacea Schreb. فعالیت آنزیم‌ آسکوربات پراکسیداز تا 20 روز پس از آغاز تنش افزایش و سپس کاهش نشان داد. همچنین در گونه F. arundinacea Schreb. فعالیت آنزیم کاتالاز در طول تنش افزایش و در زمان رشد مجدد کاهش یافت. در گونه A. stolonifera طی تنش خشکی و رشد مجدد فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز به طور معنی‌داری نسبت به گیاهان شاهد افزایش یافت. در مجموع، نتایج نشان داد که گونه مقاوم F. arundinacea Schreb. تحت شرایط تنش خشکی دارای نشت یونی کمتر، محتوای نسبی آب برگ بیشتر و تخریب کلروفیل کمتری در مقایسه با گونه حساس
A. stolonifera بوده است.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

The dtudy of physiological and biochemical responses of Agrostis stolonifera and Festuca arundinacea Schreb. under drought stress

نویسندگان [English]

  • Ayoub Molaahmad Nalousi 1
  • Abdollah Hatamzadeh 1
  • Mahmood Ghasemnezhad 1
  • Mohammad Hassan Alibiglouei 2
1 Department of Horticulture, Faculty of Agriculture Sciences, University of Guilan, Guilan, Iran
2 Department of Water Engineering, Faculty of Agriculture Sciences, University of Guilan, Guilan, Iran
چکیده [English]

Drought stress is a main limiting factor of turfgrass growth in arid and semi-arid regions. Therefore, in this study, the physiological and biochemical changes in two turfgrass species Agrostis stolonifera and Festuca arundinacea schreb during drought stress (70-75 centibar) in a 40-day period and recovery were investigated. Control plants during drought stress were regularly irrigated at soil field capacity (20-25 centibar). The results showed that leaf relative water content and leaf chlorophyll content with long-term stress decreased. Electrolyte leakage and proline during drought stress significantly increased and in recovery stage, the level of electrolyte leakage and proline reached to the control. The activity of peroxidase and superoxide dismutase in two turfgrass significantly increased after 30 days and then significantly reduced. In F. arundinacea schreb the activity of ascorbat peroxidase after 20 days significantly increased and then significantly reduced. Also, in F. arundinacea schreb species the activity of catalase increased during drought stress and in recovery stage the activity of catalase reduced. In studied species during drought stress and recovery stage, the activity of ascorbat peroxidase and catalase significantly increased compared to the control. These results suggested that the resistant species F. arundinacea schreb, under drought stress had a low level of electrolyte leakage, higher level of relative water content and chlorophyll destruction was less than A. stolonifera.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Agrostis stolonifera
  • Festuca arundinacea Schreb
  • Antioxidant Enzymes
  • Drought stress
  • proline

در مناطقی که تأمین آب برای فضای سبز روز به روز مشکل‌تر می‌شود، تنش خشکی یکی از مهم‌ترین عامل محیطی محدود کننده رشد در علفی‌های چمنی است (Salahvarzy et al., 2008). در حدود یک سوم اراضی جهان با کمبود بارندگی مواجه است و ایران با متوسط بارندگی 250 میلی‌متر در سال جزو مناطق خشک جهان طبقه‌بندی شده است و از این قاعده مستثنی نیست. عدم بارندگی کافی و توزیع غیریکنواخت آن در طول دوره رشد در مناطق خشک و نیمه خشکی نظیر ایران باعث شده است که نیاز آبی چمن‌ها به قدر کافی تأمین نشود. با توجه به این که قرار گرفتن این گیاهان در معرض تنش خشکی به ویژه در برخی از ماه‌های سال امری اجتناب‌ناپذیر است، بنابراین برای رشد و کیفیت مناسب باید کمبود آب از طریق آبیاری جبران شود. همچنین با توجه به این که خشکی از ویژگی‌های بارز کشور است و راه فراری از این پدیده طبیعی و غیرقابل تغییر وجود ندارد و از سوی دیگر، مصرف منابع انرژی، آب و مواد غذایی به طور روز افزونی در جامعه در حال افزایش است، بنابراین اتخاذ روش‌هایی همچون بهره‌برداری صحیح از آب به همراه استفاده از شیوه‌های صحیح شامل کشت گیاهان مقاوم، شناخت ارتباط کمبود آب خاک و رشد گیاهان در هر مرحله و بررسی واکنش‌های فیزیولوژیک در مقابله با تنش، مفید خواهد بود (Kocheki and Nasiri Mahalati, 1994).

در ایران، تأثیر تنش خشکی بر اغلب محصولات زراعی به طور مفصل بررسی شده است، اما متأسفانه در مورد چمن‌ها کمتر پژوهش‌های همه جانبه انجام شده است، در صورتی که تغییرهای فیزیولوژی و بیوشیمیایی زیادی در هنگام تنش خشکی در گونه‌های مختلف چمن‌ها دیده می‌شود. به طور معمول، ارزیابی عکس‌العمل چمن‌ها به کمی رطوبت خاک بدون توجه به عکس العمل‌های فیزیولوژیک آنها انجام می‌گیرد. در این زمینه، از محتوای نسبی آب برگ (RWC) به عنوان شاخصی مناسب از وضعیت آب برگ‌ها یاد می‌شود که در صورت پیشرفت تنش خشکی کاهش می‌یابد و سبب تغییرهایی در غشای یاخته‌ای می‌شود (Fu et al., 2004). گیاهان با استفاده از سازوکارهای متفاوت، در شرایط خشکی فشار تورژسانس سلول‎های خود را بالا نگه می‌دارند تا رشد آنها متوقف نشود. از جمله سازوکار‌های کارآمد برای حفظ فشار تورژسانس در شرایط تنش خشکی تنظیم اسمزی است (Morgan, 1984). سال‎هاست که فیزیولوژیست‌ها تجمع پرولین آزاد در گونه‌های متعدد گیاهی در پاسخ به تنش اسمزی را مطالعه می‌کنند (Hare et al., 1999). پرولین آزاد و پیوندی به پروتئین‌ها از اجزای ضروری سلول‌های گیاهی هستند. میزان پرولین آزاد در بسیاری از گیاهان در پاسخ به پتانسیل پایین آب (نظیر خشکی و شوری) به مقدار زیاد تجمع می‌یابد (Ranney et al., 1991؛ (Kuznetsov and Shevyakova, 1999. پرولین علاوه بر اسمولیت بودن، به عنوان یک آنتی‌اکسیدانت قوی نیز قابل بررسی است، بنابراین می‌توان پرولین را یک آنتی‌اکسیدانت غیرآنزیمی برای دفع آثار گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) به شمار آورد (Gill and Tuteja, 2010).

در شرایط تنش، عدم تعادل بین تولید گونه‌های فعال اکسیژن و توانایی گیاه برای سمّیت‌زدایی این گونه‌ها باعث آسیب به گیاه شده و تنش اکسیداتیو را به دنبال دارد (Arghavani et al., 2010). برای سمّیت‌زدایی، مجموعه‌ای از سیستم‌ها در گیاه وارد عمل می‌شوند که از جمله آنها می‌توان به سیستم‌های آنتی‌اکسیدانی آنزیمی نظیر: سوپر اکسید دیسموتاز (SOD)، پراکسیداز (POD)، آسکوربات پراکسیداز (APX) و کاتالاز (CAT) اشاره کرد (Dabrowska et al., 2007). Xu و همکاران (2013) نشان دادند میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز، کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز در چمن‌های کنتاکی بلوگراس (Poa pratensis) و تال فسکیو (Festuca arundinacea) طی تنش به طور معنی‌داری برای کاهش تأثیرات تنش افزایش یافت. ارتباط بین افزایش فعالیت آنزیم‌های انتی‌اکسیدان و بالا رفتن مقاومت در چندین گونه گیاهی تأیید شده است. اگرچه، اثر تنش خشکی بر رشد و عملکرد گیاهان مختلف در سال‌های گذشته مطالعه شده است، اما تحقیقات اندکی در مورد آثار تنش خشکی روی چمن انجام شده است. مدیریت مناسب و درک پاسخ‌های فیزیولوژیک و بیوشیمیایی چمن در شرایط تنش خشکی نقش مهمی در به حداقل رساندن مشکلات چمن‌کاری در نواحی خشک و نیمه خشک دارد. بر این اساس، هدف از پژوهش حاضر شناسایی سازوکار مقاومت و میزان تحمل دو گونه چمن و همچنین پیدا کردن زمان بحرانی آبیاری طی تنش است.

 

مواد و روش‌ها.

پژوهش حاضر در سال 1390 در گلخانه تحقیقاتی دانشکده علوم کشاورزی دانشگاه گیلان (با طول جغرافیایی 49 درجه و 6 دقیقه شرقی و عرض جغرافیایی 37 درجه و 25 دقیقه شمالی) انجام شد. برای این منظور دو گونه چمن اگروستیس (Agrostis stolonifera var. palustris) و فستوکا (Festuca arundinacea Schreb. var ky 31)در مخلوط خاکی با نسبت حجمی 1:1:1: 2 از خاک با بافت لومی، ماسه، کود دامی و پیت‌ ماس در گلدان‌هایی با قطر متوسط 22 سانتی‌متر و ارتفاع 25 سانتی‌متر کشت شدند. پس از رشد و استقرار گیاهان طی 13 هفته، گیاهان جهت اعمال تنش خشکی در سطوح مختلف رطوبتی خاک، شامل آبیاری کامل در حد ظرفیت زراعی (نیروی مکش 20-25 سانتی‌بار) و تنش خشکی (نیروی مکش 70-75 سانتی‌بار) قرار گرفتند (Alizadeh, 2004). نیروی مکش خاک در سطوح مختلف رطوبتی با استفاده از دستگاه تانسیومتر (مدل 2725ARL Series Model، شرکت Soilmoisture، آمریکا) که در هر گلدان کار گذاشته شده بود، اندازه‌گیری شد. در هر نوبت آبیاری خاک تا حد ظرفیت زراعی آبیاری شد. در مدت انجام این آزمایش میانگین دمای شب و روز گلخانه به ترتیب در حدود 14 و 23 درجه سانتیگراد تنظیم شد. صفات فیزیولوژیک شامل: محتوای نسبی آب برگ (RWC)، نشت یونی (EL)، محتوای کلروفیل، میزان پرولین و فعالیت آنزیمی POD، SOD، APX و CAT در هر مرحله از نمونه‌برداری اندازه‌گیری شد. نخستین نمونه‌برداری برگی برای ارزیابی صفات، پیش از اعمال تیمار تنش خشکی و نمونه‌برداری‌های بعدی در دوره‌های 10، 20، 30 و 40 روزه پس از آغاز تنش خشکی صورت گرفت. پس از پایان تنش خشکی به منظور بررسی رشد مجدد، 18 روز پس از آبیاری دوباره، آخرین نمونه‌برداری انجام گرفت.

نشت یونی (EL): برای تعیین EL، از هر گلدان 9 عدد برگ تازه نمونه‌برداری شد و در لوله‌های آزمایشگاهی همراه با 10 میلی‌لیتر آب دوبار تقطیر قرار داده شد. درب لوله‌ها با سرپوش پلاستیکی بسته و در دمای ثابت 25 درجه سانتیگراد قرار داده شد. پس از 12 ساعت، هدایت الکتریکی اولیه محیط (EC1) با دستگاه EC ‌سنج (مدل MI306، شرکت Milwaukee WI، آمریکا) اندازه‌گیری شد. پس از آن، نمونه‌ها در دمای 100 درجه سانتیگراد به مدت20 دقیقه جوشانده شدند تا به طور کامل بافت‌ها کشته شوند و همه الکترولیت‌ها آزاد شود. سپس، نمونه‌ها تا دمای 25 درجه سانتیگراد خنک شد و هدایت الکتریکی ثانویه (EC2) اندازه‌گیری شد و EL از رابطه 1 محاسبه شد (Shaoyun et al., 2009).

رابطه 1:                   EL = (EC1 / EC2) × 100

محتوای نسبی آب برگ (RWC): برای تعیین محتوای نسبی آب برگ در ابتدا 5/0 گرم برگ تازه (Wf) توزین و به مدت چهار ساعت در آب مقطر قرار داده شد، پس از این مدت مجدداً توزین شد (Ws) و در پایان، درون پاکت‌های کاغذی قرار داده و به مدت 24 ساعت در آون با دمای 75 درجه‌ سانتیگراد نگه داشته شد تا کاملاً خشک شود (Wd). در نهایت، محتوای نسبی آب برگ از رابطه 2 محاسبه شد (Shaoyun et al., 2009).

رابطه 2:   RWC = [(wf-wd) / (Ws-Wd)] × 100

میزان کلروفیل: برای اندازه‌گیری کلروفیل، مقدار 5/0 گرم از بافت تازه برگ آسیاب شده گیاه با یک میلی‌‌لیتر استون 80 درصد مخلوط شد. مخلوط به دست آمده، به مدت 10 دقیقه با سرعت 6000 دور در دقیقه سانتریفیوژ (مدل 5417R، شرکت Eppendorf، آلمان) شد و در نهایت، عصاره استونی شفاف جدا شد و پس از تاریکی، میزان کلروفیل با روش اسپکتروفتومتری در دو طول موج 663 و 645 نانومتر اندازه‌گیری شد. برای تعیین مقدار کلروفیل‌های a و b و کلروفیل کل از رابطه‌های 3، 4 و 5 استفاده شد (Arnon, 1949).

رابطه 3:   Cha = (19.3×A663 -0.86A645) V / 100W

رابطه 4:   Chb = (19.3×A645 - 3.6×A663) V / 100W

رابطه 5:   Ch T = Ch a + Ch b

غلظت پرولین: برای اندازه‌گیری غلظت پرولین، 5/0 گرم بافت برگ چمن با نیتروژن مایع درون هاون آسیاب شد و به آن 10 میلی‌لیتر سولفوسالیسیلیک اسید 10 درصد اضافه گردید. این مخلوط از کاغذ صافی واتمن شماره 2 عبور داده شد. سپس به 2 میلی‌لیتر از محلول صاف شده 2 میلی‌لیتر از معرف نین‌هیدرین (حاوی 25/1 گرم نین‌هیدرین در 30 میلی‌لیتر استیک اسید و 30 میلی‌لیتر فسفریک اسید 6 مولار) و 2 میلی‌لیتر استیک اسید اضافه گردید و پس از آن به مدت یک ساعت در حمام آب گرم 100 درجه سانتیگراد حرارت داده شد. واکنش با فرو بردن در یخ متوقف شد. سپس، 4 میلی‌لیتر تولوئن به مخلوط اضافه و به مدت 15-20 ثانیه ورتکس شد. جذب نوری محلول قرمز رنگ فاز رویی در طول موج 520 نانومتر با اسپکتروفتومتر (مدل Itd T80+UV/VIS; PG Instruments Model، شرکت Leicestershire، انگلستان) خوانده گردید. غلظت پرولین نمونه‌ها از روی منحنی جذب غلظت‌های پرولین محلول‌های استاندارد با رابطه 6 محاسبه شد (Bates et al., 1973).

رابطه 6:

)]5/(گرم نمونه)[/] میکرومول/ میکروگرم 5/115/ (میلی‌لیتر تولوئن × میلی‌لیتر/ میکروگرم پرولین) =[ (µmol/gFw) پرولین

اندازه‌گیری فعالیت آنزیمی: برگ‌های تازه‌ از چمن در هاون چینی ریخته و به آن نیتروژن مایع اضافه شد. 5/0 گرم از برگ آسیاب‌شده با افزودن 1 میلی‌لیتر از بافر فسفات 50 میلی‌‌مولار (اسیدیته=7) حاوی پلی وینیل پیرولیدن (PVPP) 2 درصد و EDTA 1/0 میلی‌مولار به مدت 15 دقیقه با سرعت 14000 دور در دقیقه در دمای چهار درجه سانتیگراد، سانتریفیوژ شدند. پس از اتمام عمل سانتریفیوژ مایع رویی برداشته شد. از مایع رویی برای سنجش آنزیم‌های POD، SOD، APX و CAT استفاده شد (Bradford, 1976).

سنجش فعالیت آنزیم POD با استفاده از آب اکسیژنه 45 میلی‌مولار و گایاکول 225 میلی‌مولار و بافر فسفات و 10 میکرولیتر عصاره آنزیمی محاسبه شد و میزان جذب در طول موج 470 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد. فعالیت آنزیم با استفاده از رابطه قانون بیرلامبرت و با ضریب خاموشی گایاکول پراکسیداز 1-cm1-mM 6/26 محاسبه و در پایان، فعالیت آنزیم بر حسب یونیت بر گرم وزن تر در یک دقیقه بیان شد (Chance and Maehly, 1955).

سنجش فعالیت آنزیم SOD در مخلوط واکنش به حجم 5/1 میلی‌لیتر و حاوی بافر فسفات 50 میلی‌‌مولار (اسیدیته=7)، EDTA 1/0 میلی‌مولار، متیونین 13 میلی‌مولار، NBT، ریبوفلاوین و 10 میکرولیتر عصاره آنزیم انجام گردید. جذب در طول موج 560 نانومتر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری و در نهایت، فعالیت آنزیم بر حسب یونیت بر گرم وزن تر بیان شد (Giannopolitis and Ries, 1977).

فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز از طریق اندازه‌گیری اکسید شدن آسکوربات با اسپکتروفتومتر در طول موج 290 نانومتر برای مدت زمان یک دقیقه انجام شد. سرعت واکنش آنزیمی به ‌صورت تغییرات جذب بر زمان در طول موج 290 نانومتر برای یک دقیقه ثبت گردید. فعالیت آنزیمی با ضریب خاموشی
mM-1cm-18/2 محاسبه و در نهایت، فعالیت آنزیم بر حسب یونیت بر گرم وزن تر در یک دقیقه بیان شد (Nakano and Asada, 1981).

فعالیت آنزیم کاتالاز از طریق اندازه‌گیری تجزیه آب اکسیژنه با استفاده از اسپکتروفتومتر در طول موج 240 نانومتر برای مدت زمان یک دقیقه انجام گرفت و فعالیت آنزیمی با ضریب خاموشی mM-1cm-140 محاسبه و در نهایت، فعالیت آنزیم بر حسب یونیت بر گرم وزن تر در یک دقیقه بیان شد (Chance and Maehly, 1955).

تحلیل داده‌ها: این آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه عامل شامل: دو گونه چمن، تنش خشکی و زمان در 4 تکرار اجرا شد. تحلیل آماری داده‌های حاصل از صفات اندازه‌گیری توسط نرم‌افزار SAS نسخه 1/9 و مقایسه میانگین‌ها با آزمون توکی در سطح احتمال 1 درصد انجام شد.

 

نتایج و بحث.

بررسی نتایج نشان داد که در شرایط تنش خشکی، میزان نشت یونی به طور معنی‌داری افزایش می‌یابد، با افزایش مدت تنش میزان نشت یونی به طور معنی‌داری نسبت به شاهد افزایش یافت، همچنین بیشترین میزان نشت یونی در 40 روز پس از آغاز تنش مشاهده شد. میزان نشت یونی در گونه A. stoloniferaبیشتر از گونه F. arundinacea Schreb. بود (شکل 1). گزارش‌های پیشین نیز نشان داده است که بیشترین میزان نشت یونی غشا سلول برگی در تنش طولانی مدت و در پایین‌ترین سطح آبیاری خاک اتفاق می‌افتد (Inze and Van Montagu, 1995). آبیاری مجدد باعث شد که میزان نشت یونی در در دو گونه چمن به سطح اولیه شاهد برسد. Wang و Huang (2004) نیز نشان دادند که پایداری غشای سلول‌ها در چمن کنتاکی بلوگراس پس از رفع تنش، دوباره به حالت اولیه باز می‌گردد. از آنجا که نشت یونی در اثر تخریب غشا و خروج یون‌ها اتفاق می‌افتد، بنابراین برای رشد دوباره چمن‌ها بازسازی غشا و کاهش نشت یونی ضروری است.

نتایج نشان داد که محتوای نسبی آب برگ چمن‌ها در شرایط تنش خشکی کاهش پیدا کرد. با افزایش مدت تنش این کاهش بیشتر بود و 40 روز پس از آغاز تنش بیشترین کاهش در محتوای نسبی آب برگ در دو گونه چمن مشاهده شد. همچنین، پس از آبیاری دوباره، چمن‌ها توانستند محتوای نسبی آب برگ خود را به سطح شاهد برسانند (شکل 2). Nalousi و همکاران (2014) نشان دادند که رشد مجدد پس از تیمار تنش خشکی با توانایی هر چه بیشتر در جذب آب در اثر آبیاری پس از یک دوره خشکی در دو گونه چمن
A. stoloniferaو F. arundinacea Schreb. همبستگی دارد. بنابراین، می‌توان نتیجه گرفت که سلول‌های برگ پس از اعمال تنش خشکی، همچنان ظرفیت خود را در جذب آب و ایجاد آماس حفظ می‌کنند. همبستگی منفی و معنی‌داری بین محتوای نسبی آب برگ و نشت یونی طی تنش خشکی به دست آمد و این موضوع نشانگر آن است که کاهش محتوای نسبی آب برگ به آسیب پذیری بیشتر غشا و در نتیجه آزاد شدن الکترولیت‌های بیشتر طی تنش خشکی منجر می‌شود (جدول 1).

 

 

   

شکل 1- مقایسه تغییرات نشت یونی طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

شکل 2- مقایسه تغییرات محتوای نسبی آب برگ طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

 

 

نتایج نشان داد که در شرایط تنش خشکی میزان کلروفیل برگ به طور معنی‌داری کاهش یافت، با طولانی شدن مدت تنش میزان تخریب کلروفیل در گیاهان تنش دیده نسبت به شاهد افزایش یافت، همچنین بیشترین میزان تخریب کلروفیل در 40 روز پس از آغاز تنش مشاهده شد (شکل 3). کاهش میزان کلروفیل در اثر تنش خشکی می‌تواند به علت کاهش سنتز یا افزایش تجزیه آن باشد. Santos (2004) گزارش کرده است که در روزهای نخست پس از تنش، فعالیت آنزیم کلروفیلاز که سبب تجزیه کلروفیل می‌شود، افزایش می‌یابد، اما با گذشت زمان، کاهش سنتز کلروفیل علت اصلی کاهش میزان کلروفیل است. در واقع، خشک شدن بافت‌های برگ نه تنها موجب تخریب کلروفیل می‌شود، بلکه مانع ساخته شدن آن نیز می‌شود. در شرایط کمبود آب، غلظت آمینو‌ اسید پرولین افزایش می‌یابد، از آ‌نجا که کلروفیل و پرولین هر دو از پیش ماده‌ مشترکی به نام گلوتامات (Glutamate) سنتز می‌شوند، می‌توان گفت افزایش سنتز پرولین در شرایط تنش خشکی به کاهش سنتز کلروفیل می‌انجامد (Aspinall and Paleg, 1981). همچنین Egert و Tevini (2002) اظهار داشتند که کاهش کلروفیل در گیاهان تحت تنش خشکی، از علامت‌های مشخص تنش اکسیداتیو است. میزان کلروفیل پس از آبیاری دوباره در مقایسه با زمان تنش افزایش یافت اما به سطح شاهد نرسید. همچنین Wang و Huang (2004) نیز نشان دادند که میزان کلروفیل پس از رشد مجدد نسبت به زمان تنش در کنتاکی بلوگراس به طور معنی‌داری افزایش می‌یابد. همبستگی منفی و معنی‌داری بین نشت یونی و کلروفیل کل طی تنش خشکی به دست آمد که این روند نشان می‌دهد که با افزایش شدت تنش، میزان تخریب کلروفیل افزایش می‌یابد (جدول 1).

نتایج نشان داد که در شرایط تنش خشکی میزان پرولین در هر دو گونه چمن به طور معنی‌داری افزایش یافت، با افزایش مدت تنش میزان پرولین در گیاهان تنش دیده نسبت به شاهد افزایش یافت، همچنین بیشترین میزان پرولین در 40 روز پس از آغاز تنش مشاهده شد (شکل 4). پرولین به عنوان یک محافظ در برابر تنش عمل می‌کند؛ بدین ترتیب که به طور مستقیم یا غیرمستقیم با درشت مولکول‌ها اثر متقابل دارد و از این طریق به حفظ شکل و ساختار طبیعی آنها تحت شرایط تنش کمک می‌کند. یکی از ویژگی‌های فیزیکی پرولین حلالیت بالای آن است (Kuznetsov and Shevyakova, 1999). همزمان با بهبود وضعیت آبی برگ‌ها و پس از رشد مجدد، گونه
A. stolonifera توانست، با کاهش سریعتر محتوای پرولین خود تا سطح شاهد نسبت به F. arundinacea Schreb.، زمینه را برای رشد و نمو دوباره فراهم نماید. مطابق با همین نتایج، Salahvarzy و همکاران (2008) نیز نشان دادند که میزان پرولین پس از رشد مجدد پس از تنش خشکی کاهش می‌یابد. همبستگی مثبت و معنی‌داری بین نشت یونی و پرولین طی تنش خشکی برای گونهF. arundinacea Schreb.(95/0R=) و گونهA. stolonifera(98/0R=) به دست آمد و این موضوع نشان دهنده آن است که با شدت تنش و افزایش آسیب غشا، میزان پرولین تولید شده توسط گیاه برای حفظ فشار اسمزی افزایش می‌یابد (جدول 1).

نتایج نشان داد که میزان فعالیت آنزیم‌های‌ POD و SOD برگ تا 30 روز پس از آغاز تنش خشکی در هر دو گونه چمن افزایش و سپس کاهش یافت. در گونه
F. arundinacea Schreb. فعالیت آنزیم‌ APX تا 20 روز پس از آغاز تنش افزایش و سپس کاهش نشان داد. همچنین در گونه F. arundinacea Schreb. فعالیت CAT طی تنش افزایش و در زمان رشد مجدد کاهش یافت. در گونه A. stolonifera طی تنش خشکی و رشد مجدد فعالیت آنزیم APX و CAT به طور معنی‌داری نسبت به گیاهان شاهد افزایش یافت (شکل‌های 5، 6، 7، 8).

 

 

   

شکل 3- مقایسه تغییرات کلروفیل کل طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

 

شکل 4- مقایسه تغییرات پرولین طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

   

شکل 5- مقایسه تغییرات فعالیت آنزیم POD طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

 

شکل 6- مقایسه تغییرات فعالیت آنزیم SOD طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

   

شکل 7- مقایسه تغییرات فعالیت آنزیم APX طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

شکل 8- مقایسه تغییرات فعالیت آنزیم CAT طی تنش خشکی و مرحله رشد مجدد. مقادیر، میانگین 4 تکرار StD± است.

جدول 1- ضریب همبستگی پیرسون بین شاخص‌های اندازه‌گیری شده در دو گونه چمن. *، ** به ترتیب همبستگی معنی‌دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد

کاتالاز

آسکوربات

پراکسیداز

سوپر اکسید

دیسموتاز

پراکسیداز

پرولین

کلروفیل

کل

محتوای نسبی

آب برگ

نشت

یونی

شاخص‌های

اندازه‌گیری شده

 

 

 

 

 

 

 

 

1

نشت یونی

Festuca arundinacea Schreb.

 

 

 

 

 

 

1

989/0- **

محتوای نسبی آب برگ

 

 

 

 

 

1

958/0 **

931/0- **

کلروفیل کل

 

 

 

 

1

960/0- **

957/0- **

954/0 **

پرولین

 

 

 

1

165/0

076/0

293/0

261/0-

پراکسیداز

 

 

1

889/0 *

571/0-

514/0

694/0

659/0-

سوپر اکسید دیسموتاز

 

1

803/0

776/0

523/0-

396/0

522/0

505/0-

آسکوربات پراکسیداز

1

305/0

407/0-

044/0

956/0 **

989/0- **

924/0- **

905/0 **

کاتالاز

 

 

 

 

 

 

 

1

نشت یونی

Agrostis stolonifera

 

 

 

 

 

 

1

958/0- **

محتوای نسبی آب برگ

 

 

 

 

 

1

9974/0 **

973/0- **

کلروفیل کل

 

 

 

 

1

957/0- **

989/0- **

989/0 **

پرولین

 

 

 

1

088/0-

054/0

165/0

106/0-

پراکسیداز

 

 

1

963/0 **

271/0-

284/0

358/0

309/0-

سوپر اکسید دیسموتاز

 

1

564/0

740/0

506/0

565/0-

447/0-

515/0

آسکوربات پراکسیداز

1

865/0

419/0

546/0

731/0

654/0-

644/0-

696/0 *

کاتالاز

 

 

آنزیم SOD نخستین سد دفاعی در مقابل ROS و پالاینده اصلی رادیکال سوپر اکسید است (Shehab et al., 2010). این آنزیم نقش کلیدی در تنظیم غلظت رادیکال سوپر اکسید و پراکسید دارد (Diego et al., 2003). Shehab و همکاران (2010) نشان دادند که افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی APX)، CAT و (SOD برای حفاظت از گیاه در مقابل تنش خشکی صورت می‌گیرد. آنزیم POD نقش کلیدی در سمّ‌زدایی پراکسید هیدروژن و حذف مالون‌دی‌آلدئید که باعث پراکسیداسیون غشا می‌شود و در حفظ و ثبات و پایداری دیواره سلولی نقش دارد (Hojati et al., 2011). Xu و همکاران (2013) نشان دادند که میزان فعالیت آنزیم‌های APX، CAT و SOD در چمن‌های کنتاکی بلوگراس و تال فسکیو طی تنش شوری به طور معنی‌داری در راستای کاهش آثار تنش افزایش یافت. همچنین بیان شده است که APX یکی از عوامل مهم پاکسازی ROS های تولید شده در آپوپلاست است (Zhang, 2003). بنابراین، آنزیم‌های POD، SOD، APX و CAT می‌توانند یک سیستم دفاعی برای مقابله با تخریب اکسیداتیو باشند. کاهش فعالیت آنزیم‌های POD، SOD 30 روز پس از تنش خشکی در گونه‌هایF. arundinacea Schreb. و A. stolonifera نشان‌د‌هنده آن است گیاه تا حدی قادر به افزایش فعالیت آنزیم‌های خاص است و زمانی که میزان تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن (ROS) بیش از فعالیت آنتی‌اکسیداتیوی گیاه باشد، دیگر گیاه توانایی تحمل تنش را نخواهد داشت. پس از آبیاری دوباره در چمن‌های F. arundinacea Schreb. و A. stolonifera فعالیت آنزیم‌های POD و SOD در گیاهان تحت تنش خشکی نسبت به شاهد دوباره افزایش یافت که نشان‌دهنده آن است که هنوز در گیاه عوامل سمّیت‌زایی وجود دارد که گیاه برای از بین بردن آنها مجبور به افزایش فعالیت برخی آنزیم‌ها است. Bian و Jiang (2009) در بررسی خود روی چمن کنتاکی بلوگراس گزارش کردند میزان بیان ژن POD پس از رشد مجدد در گیاهان تنش دیده بالا رفته و به همین دلیل میزان فعالیت آنزیم به طور معنی‌داری در مقایسه با شاهد افزایش یافته است.

بنا بر گزارش Kavitha و همکاران (2008) تنش اکسیداتیو موجب افزایش در سطح بیان آنزیم APX در برگ‌های Avicennia marina می‌شود. آنها همچنین بیان نمودند که فعالیت APX در برگ‌های این گونه نقش مهمی در کاستن آثار زیان‌بار تنش اکسیداتیو دارد. نقش APX در حذف ROS از سلول‌های گیاه Euphorbia esula L. در مواجهه با تنش‌های محیطی نظیر: شوری، خشکی و سمّیت عناصر نیز توسط Davis و Swanson (2001) گزارش شده است. در پژوهش حاضر، میزان فعالیت آنزیم APX طی تنش خشکی و همچنین طی رشد مجدد پس از تنش در گونه
A. stolonifera در مقایسه با شاهد به طور معنی‌داری افزایش یافت (شکل 7). ‌مطابق با نتایج پژوهش حاضر، Bian و Jiang (2009) گزارش کردند که فعالیت آنزیم APX در زمان رشد مجدد پس از تنش خشکی روی چمن کنتاکی بلوگراس افزایش یافت. عکس‌العمل‌های متفاوت این آنزیم در زمان رشد مجدد پس از تنش به گونه گیاهی، شدت تنش و میزان ROSهای تولید شده وابسته است.

در پژوهش حاضر، همبستگی مثبت و معنی‌داری بین نشت یونی و آنزیم‌ CAT در هر دو گونه چمن طی تنش خشکی و رشد مجدد به دست آمد (جدول 1). این روند نشان می‌دهد که با افزایش شدت تنش و افزایش نشت یونی، میزان فعالیت این آنزیم برای کاهش سمّیت ROSهای تولید شده افزایش می‌یابد. مشابه با پژوهش‌های دیگر (Anderson et al., 1995) بررسی فعالیت آنزیمی در پژوهش حاضر نشان داد که فعالیت آنزیم‌های مختلف بر اساس یک الگو در هنگام تنش خشکی و آبیاری مجدد تغییر نمی‌کند. پاسخ آنتی‌اکسیدان‌ها به کمبود آب، به شدت تنش و نوع گونه گیاهی بستگی دارد. گونه‌های گیاهی مقاوم معمولاً ظرفیت حفاظتی کارآمدتری در مقابل تنش اکسیداتیو القا شده توسط تنش کم آبی دارند که می‌تواند از طریق بالا بردن میزان فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان افزایش پیدا کند (Hosseini Boldaji et al., 2012).

 

جمع‌بندی

به طور کلی، نتایج این پژوهش نشان داد که گونه مقاوم به خشکی F. arundinacea Schreb. تحت شرایط تنش خشکی دارای نشت یونی کمتر، محتوای نسبی آب برگ بیشتر و تخریب کلروفیل کمتری بود، با توجه به این که گونه حساس به خشکی
A. stoloniferaدارای نشت یونی و تخریب کلروفیل بیشتر و محتوای نسبی آب برگ کمتر در مقایسه با
F. arundinacea Schreb. بود می‌توان بیان کرد که این گونه تا زمانی می‌تواند خشکی را تحمل کند که میزان محتوای نسبی آب برگ از 70 درصد کمتر و میزان نشت یونی از 74 درصد بیشتر نشود که باعث از بین رفتن سلول‌های گیاه شود. همچنین، مشخص شد که تا 30 روز پس از تنش کارکردهای فیزیولوژیک این گونه به خوبی ادامه پیدا کرد، اما پس از 30 روز با توجه به این که میزان تولید ROSها از میزان فعالیت آنتی‌اکسیداتیو گیاه بیشتر شد و میزان نشت یونی و میزان تخریب کلروفیل نیز به طور معنی‌داری افزایش یافت، کارکردهای فیزیولوژیک این گونه مختل گردید. بنابراین، با مشخص کردن آستانه تحمل هر گیاه می‌توان با آبیاری در زمان‌های بحرانی و با مصرف آب کمتر تا زمانی که آب کافی برای آبیاری مجدد در اختیار باشد، چمن‌ها را در مقابل تنش خشکی حفاظت کرد و آنها را سبز نگه ‌داشت.

 

سپاسگزاری

امکانات لازم برای انجام این پژوهش توسط دانشگاه گیلان فراهم گردیده است که بدین وسیله مراتب قدردانی اعلام می‌گردد.

 

 

Alizadeh, A. (2004) Soil and plant water relations. Imam Reza University Press, Mashhad (in Persian).

Anderson, M. D., Prasad, T. K. and Stewart, C. R. (1995) Changes in isozyme profiles of catalase, peroxidase, and glutathione reductase during acclimation to chilling in mesocotyls of maize seedlings. Plant Physiology 109: 1247-1257.

Arghavani, M., Kafi, M., Babalar, M. and Nadari, R. (2010). A physiological and morphological study on Lollium perenne L. and Poa pratensis L. as affected by trinexapac-ethyl, mowing management and nitrogen source under salt stress conditions. PhD thesis, University of Tehran, Karaj, Iran (in Persian).

Arnon D. I. (1949) Copper enzymes in isolated chloroplasts. polyphenol oxidase in Beta vulgaris. Plant Physiology 24: 1-15.

Aspinall, D. and Paleg, I.G. (1981) Proline accumulation: physiological aspects, physiology and biochemistry of drought resistance. Australian Academic Press, Sydney.

Bates, L. S., Waldren, R. P. and Teare, L. D. (1973) Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and Soil 39: 205-207.

Bian, S. and Jiang, Y. (2009) Reactive oxygen species, antioxidant enzyme activities and gene expression patterns in leaves and roots of Kentucky bluegrass in response to drought stress and recovery. Scientia Horticulturae 120: 264-270.

Bradford, M. M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72: 248-254.

Chance, B. and Maehly, A. C. (1955) Assay of catalase and peroxidase. Methods in Enzymology 2: 764-775.

Dabrowska, G., Kata, A., Goc, A., Hebda, M. S. and Skrzypek, E. (2007) Characteristics of the plant ascorbate peroxidase family. Acta Biologica Cracoviensia Series Botanica 49: 7-17.

Davis, D. G. and Swanson, H. R. (2001) Activity of stress-related enzymes in the perennial weed leafy spurge (Euphorbia esula L.). Environmental and Experimental Botany 46: 95-108.

Diego, A. M., Oliva, M. A., Martinez, C. A. and Cambraia, J. (2003) Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Environmental and Experimental Botany 49: 69-76.

Egert, M. and Tevini, M. (2002) Influence of drought on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress in leaves of chives (Allium schoenoprasum). Environmental and Experimental Botany 48: 43-49.

Fu, J., Fry, J. and Huang, B. (2004) Minimum water requirements of four turfgrasses in the transition zone. Horticulture Science 39: 1740-1744.

Gill, S. S. and Tuteja, N. (2010) Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry 48: 909-930.

Hare, P. D., Cress, W. A. and Staden, J. V. (1999) Proline synthesis and degradation: A model system for elucidating stress-related signal transduction. Journal of Experimental Botany 50: 413-434.

Hojati, M., Modarres-Sanavy, A. M. M., Karimi, M. and Ghanati, F. (2011) Responses of growth and antioxidant systems in Carthamus tinctorius L. under water deficit stress. Acta Physiologia Plantarum 33: 105-112.

Hosseini Boldaji, S. A., Khavari-Nejad, R. A., Hassan Sajedi, R., Fahimi, H. and Saadatmand, S. (2012) Water availability effects on antioxidant enzyme activities lipid peroxidation, and reducing sugar contents of alfalfa (Medicago sativa L.). Acta Physiologia Plantarum 34: 1177-1186.

Inze, D. and Van Montagu, M. (1995) Oxidative stress in plants. Current Opinion Biotechnology 6: 153-158.

Kavitha, K., Venkataraman, G. and . Parida, A. (2008) An oxidative and salinity stress induced peroxisomal ascorbate peroxidase from Avicennia marina: molecular and functional characterization. Plant Physiology and Biochemistry 46: 794-804.

Kocheki, A. and Nasiri Mahalati, M. (1994) Ecology of plants. 2nd edition. Jahad Daneshgahi Mashhad Press, Mashhad (in Persian).

Kuznetsov, V. V. and Shevyakova, N. I. (1999) Proline under stress: biological role, metabolism, and regulation. Russian Journal of Plant Physiology 46: 274-286.

Morgan, J. M. (1984) Osmoregulation and water stress in higher plants. Annual Reveiw of Plant Physiology 35: 335-339.

Nakano, Y. and Asada, K. (1981) Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidases in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiology 22: 867-880.

Nalousi, A. M., Hatamzadeh, A., Ghasemnezhad, M. and Biglouei, M. H. (2014) Effect of exogenous sodium nitroprusside on drought resistance of creeping bentgrass and tall fescue. Iranian Society For Horticultural Science 14(4): 427-438.

Ranney, T. G., Bassuk, N. L. and Whitlow, T. H. (1991) Osmotic adjustment and solute contributes in leaves and roots of water-stressed cherry (Prunus) trees. Journal of the American Society for Horticultural Science 116: 684-688.

Santos, C. V. (2004) Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Environmental Science Horticulture 103: 93-99.

Shaoyun, L., Su, W., Li, H. and Guo, H. (2009) Abscisic acid improves drought tolerance of triploid bermudagrass and involves H2O2 and NO-induced antioxidant enzyme activities. Plant Physiology and Biochemistry 47: 132-138.

Salahvarzy, Y., Tehrani, A. and Gazanchiaan, A. (2008) physiomorphological changes under drought stress and rewatering in endemic and exotic turfgrasses. Iranian Journal of Horticultural Science and Technology 9(3): 193-204 (in Persian).

Wang, Z. and Huang, B. (2004) Physiological recovery of Kentucky bluegrass from simultaneous drought and heat sterss. Crop Science 44: 1729-1736.

Xu, R., Yamada, M. and Fujiyama, H. (2013) Lipid peroxidation and antioxidative enzymes of two