بررسی برخی ویژگی‌های فیزیولوژیک گیاه Salsola richteri در شرایط خشکی، در دو منطقه کویری استان خراسان جنوبی

نویسندگان

گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران

چکیده

گیاه Salsola richteri از گیاهان تیره Chenopodiaceae است که گستره رویش آن در ایران، عرصه‌های بیابانی شمال و شرق کویر مرکزی ناحیه ایرانی-تورانی است. تحقیق حاضر با هدف بررسی ویژگی‌های فیزیولوژیک این گیاه با شرایط خشکی صورت گرفت. نمونه‌برداری از گیاه در مرحله گل‌دهی از دو منطقه کویری شاهرخت و بشرویه در استان خراسان جنوبی انجام شد و ارتباط تنش خشکی با غلظت پرولین، یون‌های سدیم و پتاسیم، پروتئین‌های محلول، ترکیبات فلاونوئیدی و فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در برگ‌های گیاه S. richteri، در دو ایستگاه مطالعاتی بررسی و مقایسه شد. نتایج نشان داد که کلیه شاخص‌های مطالعه شده به طور معنی‌داری در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه بیشتر از منطقه شاهرخت است. با توجه به این که میانگین دمای ماهیانه منطقه بشرویه نسبت به منطقه شاهرخت بیشتر و رطوبت خاک آن کمتر است، بنابراین گیاهان رشد یافته در منطقه بشرویه با تنش کم آبی بیشتری روبه‌رو هستند و ممکن است برتری معنی‌دار غلظت ترکیبات مذکور و همچنین فعالیت بیشتر آنزیم اسید فسفاتاز در گیاهان این منطقه، نسبت به منطقه شاهرخت، نشانه‌ای از مقاومت فیزیولوژیک بهتر آنان با شرایط تنش‌زا باشد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Study on some physiological characteristics of Salsola richteri in drought condition in the two desert regions of the South Khorasan province

نویسندگان [English]

  • Marzieh Bahadoran
  • Parvaneh Abrishamchi
  • Hamid Ejtehadi
  • Fereshteh Ghassemzadeh
Department of Biology, Faculty of Sciences, Ferdowsi University of Mashhad, Mashhad, Iran
چکیده [English]

Salsola richteri (chenopodiaceae) has been dispersed in desert areas of north and east of the Irano-Turanian region in Iran. In present study, physiological characteristics of S. richteri to drought stress are investigated. Sampling of the plant at flowering stage was performed in the Shahrakht and Boshrooyeh deserts, South Khorasan province, Iran. Relation of drought stress with proline, sodium, potassium, soluble protein, flavonoid concentration and acid phosphatase activity is compared in the two research areas. The results indicated that all of the mentioned parameters in the leaves of S. richteri collected in Boshrooyeh are more than those in Shahrakht. The less soil moisture and the high monthly mean temperature in Boshrooyeh made it a higher drought area comparing to Shahrakht. Therefore, the significant advantage in concentration of the compounds and more activity of acid phosphatase in the species growing in Boshrooyeh area may indicates a better physiological resistance of S. richteri to stress conditions.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Drought stress
  • South Khorasan
  • Physiological resistance
  • Salsola richteri

خشکی، یکی از مهم‌ترین تنش‌های محیطی است که گیاهان را تحت تأثیر قرار می‌دهد. سرعت آسیب گیاه در مقابل کم آبی بستگی به گونه گیاهی، ظرفیت نگهداری آب و میزان تبخیر دارد (Rahdari and Hoseini, 2012). نواحی کویری، عرصه‌های وسیعی هستند که گیاهان در آنها رشد می‌کنند. بقای گیاهان کویری وابسته به توانایی سازگاری این گیاهان با تنش‌های مناطق رویشی آنها است. گیاهان می‌توانند با افزایش جذب آب (ایجاد ریشه‌های عمیق) یا کاهش اتلاف آب (بستن روزنه‌ها و کاهش سطح برگ) از تنش خشکی ممانعت کنند (Kozlowski and Pallardy, 2002).

سلول‌های گیاهی برای مقابله با کمبود آب، غلظت برخی یون‌ها مانند پتاسیم، سدیم، کلسیم و نیترات را در واکوئل و برخی متابولیت‌ها مانند قند و آمینو اسیدها به ویژه قند را به عنوان مواد محلول سازگار (compatible solutes) در سیتوسل افزایش می‌دهند تا به این ترتیب با کاهش پتانسیل اسمزی، فشار تورژسانس سلول‌ها در سطح بالا حفظ شود و ادامه فعالیت‌های فیزیولوژیک گیاه از جمله رشد و حرکات روزنه‌ای، ممکن گردد Bohnert et al., 1999)؛ Martinez et al., 2003؛ Bartels and Sunkar, 2005). برای نمونه، افزایش غلظت پرولین در سیتوپلاسم برگ گیاه پنبه (Parida et al., 2007) و در ساقه سه رقم نخود (Nasr Esfahani, 2013)، تجمع سدیم در واکوئل‌های برگ ذرت (Hu et al., 2007) و افزایش درون شارش یون‌های پتاسیم به واکوئل‌های باقلا (Bouteau et al., 2001) هنگام مواجهه با تنش کم آبی گزارش شده است. مواد محلول سازگار علاوه بر مشارکت در حفظ آماس سلولی، باعث ثبات ساختار به پروتئین‌ها، غشاها و ساختارهای سلولی می‌شوند و ممکن است به عنوان سم‌ّزدای گونه‌های واکنشگر اکسیژن (Reactive Oxygen Species) عمل نمایند (Bohnert and Shen, 1999).

خشکی، بیوشیمی و فیزیولوژی سلول‌های گیاهی را تحت تأثیر قرار می‌دهد و به این ترتیب، بیان برخی از ژن‌ها و به دنبال آن سنتز و تجمع پروتئین‌های خاص، طی تنش تغییر می‌کند. تفاوت در بیان پروتئین، تجمع و سنتز آن به عنوان نتیجه‌ای از در معرض قرارگرفتن گیاهان در تنش خشکی در طول دوره رشد است. سنجش پروتئین‌های محلول در ذرت (Mohammadkhani and Heidari, 2008a) و گندم (Asghari and Ebrahimzadeh, 2006) نشان داده است که تنش خشکی موجب القا یا افزایش سنتز پروتئین‌ها می‌شود که برخی از آنها مانند آنزیم اسید فسفاتاز (Ehsanpour and Amini, 2004) موجب سازگاری گیاه در برابر این شرایط می‌شوند. زمانی که فعالیت اسید فسفاتاز گیاهی تحت تنش زیاد می‌شود، گیاه نسبت به شرایط تنش، سازگاری بیشتری پیدا می‌کند. آنزیم اسید فسفاتاز با آزادسازی فسفات محلول از ترکیبات غیرمحلول، باعث تنظیم پتانسیل اسمزی در تنش کم آبی سلول می‌شود (Sharma and Kaur, 2007). کمبود آب، افزایش فعالیت اسید فسفاتاز در برگ‌هایVigna unguiculata (Takaoki, 1986) و بذر دو رقم گندم نان (Razeghi Yadak and Tavakol Afshari, 2010) را به دنبال داشته است.

همچنین در تنش خشکی، گونه‌های واکنشگر اکسیژن تولید می‌شوند. این ترکیبات در مسیر ترارسانی علامت برای پاسخ سلول‌ها به تنش، به عنوان پیک ثانویه عمل می‌کنند، اما تولید زیاد آنان موجب اکسید شدن لیپیدها، تغییر ساختار غشا و ساختمان پروتئین‌ها، غیرفعال شدن آنزیم‌ها، تخریب رنگدانه‌ها و آسیب مولکول‌های DNA می‌شود (Sharkey and Schrader, 2006). گیاهان، برای کنترل گونه‌های واکنشگر اکسیژن، مجموعه‌ای از سیستم‌های آنتی‌اکسیدان را درگیر می‌کنند (Duan et al., 2005). فلاونوئیدها یکی از ترکیبات آنتی‌اکسیدان هستند که نقش مهمی در تعامل گیاه با محیط اطرافش ایفا می‌کنند، در سازوکارهای دفاعی گیاه درگیر می‌شوند و سطح آنها به عنوان یک پاسخ دفاعی در تنش‌های زیستی و غیرزیستی افزایش می‌یابد (Ebrahimian and Bybordi, 2012). افزایش غلظت ترکیبات کل فلاونوئیدی در سیب‌زمینی (Watkinson et al., 2006) و clusii Cistus(Hernandez et al., 2004) با اعمال تنش خشکی، نقش آنتی‌اکسیدانی این ترکیبات را نشان می‌دهد.

گیاه Karel ex Litv. Salsola richteri (Moq.) از تیره Chenopodiaceae (Amaranthaceae در طبقه‌بندی جدید)، با پراکنش جهانی شرق مرکز ایران، سرزمین‌های پست ماورای خزر تا شمال بلوچستان و دامنه‌های پامیرالای و تیان‌شان است. گستره رویش این گونه در ایران، عرصه‌های بیابانی شرق و شمال کویر مرکزی در ناحیه رویشی ایرانی-تورانی است (Rechinger, 1963-1998). S. richteri از گیاهان شن‌روی (psammophyte) و مقاوم به خشکی است که به دلیل داشتن ریشه‌های عمیق و گسترده، توانایی بالایی در استفاده از رطوبت خاک و همچنین مقابله در برابر بادهای شدید و تثبیت تپه‌های شنی دارد (Shomurodov et al., 2013).

با توجه به شرایط بسیار سخت آب و هوایی در مناطق کویری، تنها تعداد محدودی از گونه‌های گیاهی قادر به سازش با این شرایط هستند. استفاده از گیاهان سازگار با شرایط خشکی، برای جلوگیری از فرسایش بادی، آبی، خاک و همچنین تعدیل آب و هوای مناطق خشک، تأثیرات بسیار ثمربخشی در این مناطق به دنبال خواهد داشت. بنابراین، برای ایجاد پوشش گیاهی در مناطق کویری و خشک، می‌توان از این گیاهان استفاده کرد. به این منظور، در تحقیق حاضر، برخی صفات فیزیولوژیک ایجادکننده مقاومت به خشکی در گیاه
S. richteri در کویر بشرویه و شاهرخت در استان خراسان جنوبی بررسی و نتایج دو ایستگاه مطالعاتی مقایسه شد.

 

مواد و روش‌ها.

مناطق مورد مطالعه: در بررسی حاضر، کویر بشرویه در شمال غربی استان خراسان جنوبی، در محدوده جغرافیایی ′48 º33 شمالی و ′ 42 º57 شرقی، ارتفاع متوسط 1040 متر از سطح دریا، بارندگی سالیانه 3/97 میلی‌متر و دمای سالیانه 7/20 درجه سانتیگراد به عنوان ایستگاه تحقیقاتی اول و کویر شاهرخت در شمال شرقی استان خراسان جنوبی، در محدوده جغرافیایی ′35º33 شمالی و ′09º60 شرقی و ارتفاع متوسط 880 متر از سطح دریا به عنوان دومین ایستگاه تحقیقاتی در نظر گرفته شد. میانگین بارندگی و دمای سالیانه این منطقه به ترتیب 175 میلی‌متر و 6/16 درجه سانتیگراد است. هر دو منطقه بر اساس روش جغرافیایی دومارتن، اقلیم خشک دارند (Khamchin Moghaddam and Pazhand, 2009).

نمونه‌برداری: نمونه‌برداری از گیاه S. richteri در دو ایستگاه مورد مطالعه در تیرماه 1390 و 1391، همزمان با مرحله گل‌دهی گیاه با روش تصادفی انجام شد. برای انجام مطالعات بیوشیمیایی، برگ‌های گیاه از سه پایه گیاه (سه تکرار) جمع‌آوری و پس از انتقال به آزمایشگاه، بخشی از آنها در دمای 20- درجه سانتیگراد منجمد و مقداری نیز در دمای محیط خشک شدند. رطوبت خاک با روش وزنی تعیین و منحنی متوسط درجه حرارت ماهیانه، برای هر دو منطقه رسم شد. همچنین خاک دو منطقه در آزمایشگاه خاک‌شناسی دانشکده کشاورزی دانشگاه فردوسی مشهد، از نظر نوع بافت، اسیدیته (pH)، هدایت الکتریکی (EC) و میزان فسفر و پتاسیم بررسی شدند.

.رطوبت خاک و میانگین درجه حرارت ماهیانه در مناطق مورد بررسی: خاک منطقه بشرویه نسبت به منطقه شاهرخت درصد رطوبت کمتری داشت (جدول 1) و تفاوت معنی‌داری را از نظر آماری نشان داد (P≤0.05). همچنین، میانگین دمای هوای دو منطقه نشان داد (شکل 1) که در تمام ماه‌های سال میانگین دمای هوای بشرویه نسبت به منطقه شاهرخت بیشتر است. با توجه به منحنی متوسط دمای ماهیانه و رطوبت خاک، منطقه بشرویه نسبت به منطقه شاهرخت خشک‌تر است.

 

 

 

شکل1- میانگین دمای ماهیانه مناطق شاهرخت و بشرویه در سال 1390

 


ویژگی‌های خاک مناطق مورد بررسی: نتایج آزمایش خاک دو منطقه شاهرخت و بشرویه، شامل: بافت خاک، هدایت الکتریکی، اسیدیته، رطوبت و میزان فسفر و پتاسیم خاک در جدول 1 آمده است.

با توجه به بافت شنی خاک دو منطقه، گیاه در خاک سبک که قابل تهویه است، به خوبی رشد می‌کند. هدایت الکتریکی عصاره اشباع خاک هر دو منطقه، کمتر از 4 بود و به این ترتیب جزو خاک‌های شور محسوب نمی‌شوند. اسیدیته خاک هر دو ایستگاه بیشتر از 8 بود، بنابراین خاک‌های قلیایی برای رشد و نمو این گیاه مناسب است. خاک محل رویش گیاه، دارای مقدار زیادی فسفر و پتاسیم بود.

.استخراج و سنجش میزان پرولین در برگ: پرولین موجود در نمونه‌های برگ گیاه، بر اساس روش Bates و همکاران (1973) با استفاده از سولفوسالیسیلیک اسید آبدار 3 درصد، با نسبت 1:20 (وزنی/حجمی) استخراج شد. میزان جذب نوری پرولین با اسپکتروفتومتر (مدل UV-120-02، شرکت Shimadzu، ژاپن) در طول موج 520 نانومتر با استفاده از تولوئن به عنوان شاهد خوانده شد. سنجش مقدار پرولین موجود در نمونه‌های برگ، با سه تکرار برای هر نمونه انجام شد. پس از رسم منحنی استاندارد، مقدار پرولین موجود در نمونه، بر حسب میکروگرم در میلی‌لیتر و در نهایت بر اساس رابطه 1، بر حسب میکرومول در صد گرم وزن تر نمونه محاسبه شد.

 

رابطه 1: میکرومول پرولین در گرم وزن تر =   

 

 

جدول 1- مقایسه ویژگی‌های خاک در دو منطقه بشرویه و شاهرخت

پتاسیم

(میلی‌گرم بر کیلوگرم)

فسفر

(میلی‌گرم بر کیلوگرم)

رطوبت

(درصد)

اسیدیته

هدایت الکتریکی

(دسی‌زیمنس بر متر)

بافت

منطقه مورد مطالعه

6/347

33

25/0

67/8

54/0

شنی

بشرویه

8/368

6/38

4/0

32/8

02/2

شنی

شاهرخت

 


اندازه‌گیری میزان سدیم و پتاسیم: برای سنجش میزان سدیم و پتاسیم برگ، از روش Ryan و همکاران (2001) استفاده شد. ابتدا خاکستر تر گیاهی با استفاده از نیتریک اسید غلیظ تهیه و سپس میزان عناصر سدیم و پتاسیم موجود در خاکستر تر با دستگاه نورسنج شعله‌ای (مدل PFP7، شرکت Jenway؛ انگلستان) اندازه‌گیری شد و بر اساس نمودار استاندارد، غلظت پتاسیم و سدیم در عصاره گیاهی و سپس در صد گرم وزن خشک برگ تعیین گردید.

.استخراج و سنجش فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز: استخراج و سنجش فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز با روش Mclachlan (1980) انجام شد. برای تهیه عصاره آنزیمی، بافت تازه گیاه با نسبت 1:25 (وزنی/حجمی) در بافر استات 2/0 مولار (اسیدیته = 8/5) ساییده و همگنای حاصل به مدت 10 دقیقه در دمای 4 درجه سانتیگراد و در 2700 دور سانتریفیوژ شد. واکنش آنزیمی با افزودن 5/4 میلی‌لیتر پارا نیترو فنل فسفات 4 میلی‌مولار و 45/0 میلی‌لیتر بافر استات به 05/0 میلی‌لیتر عصاره آنزیمی آغاز شد. سپس، مخلوط واکنش به مدت 30 دقیقه در تاریکی و دمای 30 درجه سانتیگراد قرار گرفت و پس از آن، 2 میلی‌لیتر NaOH یک مولار به آن اضافه شد. میزان جذب پارا نیترو فنل آزاد شده در طول موج 404 نانومتر، توسط اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری و در نهایت، فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز بر اساس واحد آنزیمی در 100 گرم وزن تر بافت برگ محاسبه شد.

هر واحد آنزیمی اسید فسفاتاز قادر است در دمای 30 درجه سانتیگراد و اسیدیته 8/4 ، یک میکرومول پارا نیترو فنل فسفات را به پارا نیترو فنل هیدرولیز کند.

.استخراج و سنجش مقدار کل پروتئین‌های محلول: پروتئین‌های محلول در برگ، با استفاده از بافر فسفات پتاسیم 1/0 مولار (اسیدیته =4/7) با نسبت 1:20 (وزنی/حجمی) استخراج شدند. مقدار پروتئین در طول موج 660 نانومتر، توسط اسپکتروفتومتر و با روش تغییر یافته Lowry و همکاران (1951) اندازه‌گیری شد. منحنی استاندارد با کمک آلبومین سرم گاوی رسم گردید و در نهایت، غلظت پروتئین بر حسب میلی‌گرم در گرم وزن تر نمونه گیاهی محاسبه شد.

.استخراج و سنجش مقدارکل ترکیبات فلاونوئیدی: ترکیبات فلاونوئیدی موجود در برگ، بر اساس روش Change و همکاران (2002) با تهیه عصاره متانولی برگ با نسبت 1:20 (وزنی/ حجمی) استخراج شدند. جذب نوری مخلوط واکنش، توسط دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 415 نانومتر اندازه‌گیری شد. مقدار کل ترکیبات فلاونوئیدی موجود در عصاره‌ها، بر اساس منحنی استاندارد کوئرستین (Q) محاسبه شد و بر حسب ‌گرم کوئرستین در 100 گرم بافت خشک گیاه تعیین شد.

تحلیل آماری: مقایسه میانگین‌ها، توسط آزمون t در سطح احتمال خطای 5 درصد (P≤0.05) با نرم‌افزار SPSS نسخه 19 انجام شد و نمودارهای مربوطه نیز توسط نرم‌افزار Excel رسم شد.

 

نتایج.

سنجش بیوشیمیایی: نتایج این تحقیق نشان داد که میانگین غلظت پرولین در برگ گیاهان منطقه بشرویه 138 میکرومول و محتوای پرولین محلول در برگ گیاهان منطقه شاهرخت 67/95 میکرومول در 100 گرم وزن تر برگ است. این مقادیر نشان دهنده میزان پرولین بیشتر در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه است. همچنین، میانگین غلظت سدیم و پتاسیم در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه 1/2 و 49/2 گرم در 100 گرم وزن خشک برگ محاسبه شد. میانگین غلظت محاسبه شده این عناصر در گیاهان منطقه شاهرخت 26/1 و 2/1 گرم در 100 گرم وزن خشک برگ است. این مقادیر بیانگر محتوای سدیم و پتاسیم و نسبت سدیم و پتاسیم بیشتر در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه نسبت به منطقه شاهرخت است. میانگین مقدار کل پروتئین محلول در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه 58/38 میلی‌گرم و این مقدار در برگ‌های گیاهان منطقه شاهرخت 5/29 میلی‌گرم در یک گرم بافت تر برگ گزارش شد. همان طور که مشخص است میانگین مقدار کل پروتئین محلول در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه بیشتر از گیاهان منطقه شاهرخت است. میانگین فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز موجود در برگ‌های رشد یافته در منطقه بشرویه برابر با 32200 واحد و میانگین فعالیت این آنزیم در برگ‌های گیاهان منطقه شاهرخت برابر با 3/20533 واحد در 100 گرم بافت تر برگ گیاه است. همان طور که مشخص است فعالیت این آنزیم در گیاهان منطقه بشرویه بیشتر است. همچنین، میانگین غلظت ترکیبات فلاونوئیدی موجود در برگ گیاهان منطقه بشرویه برابر با 32/2 گرم و مقدار این ترکیبات در برگ گیاهان منطقه شاهرخت برابر با 06/2 کوئرستین در 100 گرم بافت خشک گیاه است. همانند سایر موارد در پژوهش حاضر، میانگین غلظت ترکیبات فلاونوئیدی در گیاهان منطقه بشرویه بیشتر از منطقه شاهرخت است (جدول 2). به طور کلی، نتایج این تحقیق نشان داد محتوای پرولین، مقدار سدیم و پتاسیم، مقدار کل پروتئین‌های محلول و فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز و همچنین مقدار کل ترکیبات فلاونوئیدی برگ گیاهان منطقه بشرویه، در زمان گل‌دهی (تیرماه) نسبت به منطقه شاهرخت بیشتر بود و از نظر آماری تفاوت معنی‌داری داشت (P≤0.05).


 

 

جدول 2- میانگین میزان پرولین، عناصر سدیم و پتاسیم، پروتئین‌های محلول، فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز و ترکیبات فلاونوئیدی موجود در برگ گیاه Salsola richteri در مناطق شاهرخت و بشرویه. داده‌ها نشان دهنده میانگین 3 تکرار ± انحراف معیار است. حروف یکسان بیانگر معنی‌دار نبودن تفاوت‌ها در آزمون t در سطح P≤0.05 است (FW وزن تر، DW وزن خشک)

پتاسیم/سدیم

پتاسیم (g/100g DW)

سدیم (g/100g DW)

پرولین (µmol/100g FW)

منطقه مورد مطالعه

16/0 ± 73/1

a015/0 ± 49/2

a057/0 ± 1/2

a52/1 ± 138

بشرویه

18/0 ± 03/1

b028/0± 2/1

b088/0 ± 26/1

b02/2 ± 67/95

شاهرخت

 

 

 

 

 

 

ترکیبات فلاونوئیدی (g Q/100g DW)

فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز (unit/100g FW)

پروتئین محلول (mg/g FW)

منطقه مورد مطالعه

 

a040/0 ± 32/2

a29/808 ±32200

a44/0± 58/38

بشرویه

 

b017/0 ± 06/2

b65/709 ± 3/20533

b57/0± 5/29

شاهرخت

 


بحث.

بقای گیاهان در عرصه‌های خشک و نیمه‌خشک به میزان در دسترس بودن آب و سازگاری گیاهان با این شرایط بستگی دارد. سازش گیاهان با شرایط خشکی، از طریق کاهش اتلاف آب و یا تنظیم پتانسیل اسمزی صورت می‌گیرد و تنظیم اسمزی نیز با تجمع مواد محلول در سیتوپلاسم ارتباط دارد.

پرولین از جمله ترکیبات محلولی است که تجمع آن در سیتوپلاسم از طریق کاهش پتانسیل اسمزی و پتانسیل آب و در نتیجه کمک به حفظ و نگهداری آب در سلول، موجب مقاومت گیاه به شرایط کم آبی می‌شود (Karamanos, 1995). پرولین در سم‌ّزدایی رادیکال‌ها در تنش خشکی نیز نقش دارد، بنابراین در کاهش صدمات وارده به گیاهان در اثر از دست دادن آب مؤثر است (Mohammadkhani and Heidari, 2008b). این ترکیب همچنین از ساختار پروتئین در مقابل تغییر ماهیت محافظت می‌کند و پایداری غشای سلولی را تأمین می‌کند (Claussen, 2005).

نتایج حاصل از بررسی میزان پرولین نشان داد که مقدار پرولین در برگ‌های گیاه S. richteri در منطقه بشرویه که کم آبی و خشکی در آنجا شدیدتر از منطقه شاهرخت است، بیشتر بود. در تأیید نتایج پژوهش حاضر، Aziz و Khan (2004) افزایش غلظت پرولین با افزایش شدت تنش خشکی در چهار گونه گیاهی بیابانی: Abutilon indicum، Aerva javanica، Calotropis procera و Senna holosericea گزارش کرده‌اند. همچنین، Kala و Godara (2011) علت افزایش مقدار پرولین در برگ‌های گیاه Ziziphus mauritianaرا روبرو شدن گیاه با شرایط کم آبی دانسته‌اند. تجمع معنی‌دار پرولین در گیاهان گندم و جو تیمار شده با درجات مختلف خشکی، از یافته‌های Alexieva و همکاران (2001) است. بر اساس گزارش Mamnoeiو Seyed Sharifi(2010) نیز تجمع پرولین در برگ گیاهان شش ژنوتیپ جو با افزایش شدت تنش کم آبی افزایش یافته است.

برخی از عناصر نیز در ایجاد مقاومت گیاهان به تنش خشکی مؤثرند. پتاسیم یکی از مهم‌ترین کاتیون‌های مورد نیاز گیاه است که در تنظیم پتانسیل اسمزی نقش دارد (Kidambi et al., 1990). گیاهانی که پتاسیم بیشتری دارند، سازگاری بیشتری به کمبود آب نشان می‌دهند. افزایش پتاسیم در اندام هوایی ژنوتیپ‌های مقاوم به خشکی، هنگام مواجهه با شرایط کم آبی گزارش شده است (Ashraf and Mehmood, 1990). سدیم، یکی دیگر از عناصری است که هنگام روبرو شدن گیاه با شرایط خشکی در سیتوپلاسم انباشته می‌شود. تجمع سدیم، نوعی عکس‌العمل گیاه در راستای منفی کردن پتانسیل اسمزی و افزایش فشار تورژسانس سلول‌های برگ و جلوگیری از افت پتانسیل آب در شرایط کمبود آب است (Osuagwu and Edeoga, 2012).

بر اساس نتایج پژوهش حاضر، غلظت‌های بیشتری از سدیم و پتاسیم در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه، که نسبت به منطقه شاهرخت با تنش خشکی و کم آبی بیشتری روبرو بودند، اندازه‌گیری شد. همچنین، نسبت غلظت سدیم به پتاسیم در گیاهان منطقه بشرویه بیشتر از منطقه شاهرخت بود. بسیاری از هالوفیت‌ها پاسخ رشدی مناسبی به سدیم می‌دهند، این در صورتی است که سدیم برای بسیاری از گلیکوفیت‌ها مرگ‌آور است. بررسی‌ها نشان می‌دهند که سدیم اضافی در بیشتر هالوفیت‌ها در واکوئل‌ها تجمع می‌کند و ضمن ممانعت از سمّیت اندامک‌های سیتوپلاسمی موجب تنظیم اسمزی نیز می‌گردد (Mosleh Arany et al., 2012). همچنین، مقدار پتاسیم در خاک منطقه بشرویه نسبت به منطقه شاهرخت کمتر، و در عین حال، غلظت پتاسیم در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه بیشتر بود که این امر می‌تواند ناشی از وجود یک راهکار برای مبارزه با اثر خشکی باشد. در راستای پژوهش حاضر، افزایش غلظت سدیم و پتاسیم در ذرت و سورگوم (Rahdari and Hoseini, 2012) و Portulaca oleraceae (Erdei and Taleisnik, 1993) و افزایش غلظت سدیم در گیاه ذرت (Hu et al., 2007) و گندم (Abdalla and El-Khoshiban, 2007) هنگام اعمال تنش خشکی گزارش شده است. همچنین، Akhondi و همکاران (2006) در مطالعه تغییرات عناصر در سه نوع یونجه نشان داده‌اند که غلظت سدیم و پتاسیم در اثر تنش خشکی در اندام‌های گیاه افزایش می‌یابد.

تنش خشکی، باعث تغییر در بیان ژن‌ها می‌شود که برخی از این تغییرات باعث تفاوت در سطح پروتئین می‌شوند (Rock, 2000). افزایش غلظت پروتئین محلول در تنش خشکی موجب سازگاری گیاه و محافظت سلولی در تنش کم آبی می‌شود (Chen and Plant, 1999). در راستای سازش گیاهان با شرایط خشکی، پروتئین‌های ویژه‌ای سنتز می‌شوند یا تولید برخی پروتئین‌ها افزایش می‌یابد. از پروتئین‌هایی که در تنش خشکی القا و یا زیاد می‌شوند، می‌توان به دهیدرین‌ها، آنزیم‌های پاداکساینده و آنزیم‌های مربوط به سنتز متابولیت‌ها اشاره کرد (Riccardi et al., 1998). همچنین، در شرایط تنش، بیان پروتئین‌هایی که در پاسخ به آسیب سلولی درگیر می‌شوند، نظیر پروتئین‌های شوک حرارتی، تیول پروتئازها و مهارکننده‌های پروتئیناز افزایش می‌یابد (Demirevska et al., 2008). بنابراین القای سنتز پروتئین‌ها در سازگاری به خشکی، نقش مهمی را ایفا می‌کند.

در پژوهش حاضر، نتایج مقدار پروتئین‌های محلول در برگ‌های گیاه S. richteri نشان داد که میانگین پروتئین‌های محلول در برگ‌های گیاهان منطقه بشرویه که شرایط کم آبی و تنش خشکی بیشتری را تحمل می‌کنند، نسبت به منطقه شاهرخت بیشتر بود. اگرچه افزایش پروتئین ممکن است نشان دهنده مقاومت در هالوفیت‌ها نباشد، اما نتایج این پژوهش افزایش پروتئین را در منطقه بشرویه نشان می‌دهد. افزایش پروتئین‌های محلول در برگ گیاه برنج (Ali and Komatsu, 2006)، بادام زمینی (Ali-Ahmad and Basha, 1998) سه گونه Vitex (John De Britto et al., 2011) و دانه سه رقم گندم (Konopka et al., 2007) تحت تنش خشکی، با نتایج حاصل از پژوهش حاضر مطابقت دارد.

اسید فسفاتازها گروهی از آنزیم‌های هیدرولیزکننده استرهای فسفات‌دار هستند. این آنزیم‌ها فسفات معدنی را در شرایط تنش در دسترس گیاه قرار می‌دهند. فسفات معدنی در بسیاری از فرآیندهای زیستی نظیر: فتوسنتز، تنفس، تنظیم فعالیت آنزیم‌ها، انتقال انرژی و تنظیم متابولیسم نقش دارد و در ساختار مولکول‌های زیستی وارد می‌شود. همچنین، فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در شرایط کمبود فسفات افزایش می‌یابد. آنزیم اسید فسفاتاز با آزادسازی فسفات محلول از ترکیبات غیرمحلول، در تنش‌های غیرزیستی (شوری و خشکی) باعث تنظیم پتانسیل اسمزی سلول می‌شود (Sharma and Kaur, 2007).

بر اساس نتایج پژوهش حاضر، فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در برگ‌های گیاهان رشد یافته در منطقه بشرویه بیشتر از منطقه شاهرخت بود. با توجه به مطالعات خاک‌شناسی، خاک دو منطقه بررسی شده، از نظر شوری در رده خاک‌های شور قرار نمی‌گیرد و از نظر فسفات نیز غنی است. بنابراین ممکن است افزایش فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در برگ‌های گیاه منطقه بشرویه ناشی از تنش کم آبی و خشکی بیشتر این منطقه نسبت به منطقه شاهرخت باشد. در راستای تحقیق حاضر، Ehsanpour و Amini (2004) افزایش فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در کالوس‌های یونجه هنگام مواجهه با تنش شوری و خشکی را گزارش کرده‌اند. Murray و Collier (1977) نیز گزارش کرده‌اند که هنگام مواجهه گیاه نخود فرنگی با شرایط کم آبی، افزایش فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در دیواره سلولی و دستگاه گلژی در گیاه نخود فرنگی، با تنظیم پتانسیل اسمزی و جذب سریع‌تر آب در این شرایط ارتباط دارد.

پاسخ بسیاری از گیاهان به تولید گونه‌های واکنشگر اکسیژن در تنش خشکی، افزایش غلظت ترکیبات فلاونوئیدی است. ترکیبات فلاونوئیدی، دارای فعالیت پاداکسایشی بالایی هستند و پاکسازی رادیکال‌ها و گروه‌های هیدروکسیل را بر عهده دارند (Li et al., 2010). در تحقیق حاضر، غلظت ترکیبات فلاونوئیدی در گیاهان منطقه بشرویه که نسبت به گیاهان منطقه شاهرخت با تنش خشکی شدیدتری مواجه بودند، بیشتر بود. بر اساس گزارش Ebrahimian و Bybordi (2012) در شرایط خشکی، غلظت ترکیبات فلاونوئیدی به دلیل توانایی پاداکسایشی زیاد، در برگ‌های گیاه آفتابگردان افزایش می‌یابد. همچنین، تنش خشکی در Glycyrrhiza inflate(Yang et al., 2007)و Labisia pumila(Jaafar et al., 2012) موجب افزایش غلظت فلاونوئیدها می‌شود. نتایج گزارش شده، تأیید کننده نتایج ارائه شده در این پژوهش حاضر است.

 

جمع‌بندی.

خشکی آثار منفی فراوانی بر گیاهان دارد و گیاهان اغلب سازوکار مشترکی را برای سازش به تنش خشکی به کار می‌برند. تجمع مواد محلول سازگار و پاداکساننده‌ها و افزایش فعالیت برخی آنزیم‌های گیاهی در تنش کم آبی می‌تواند باعث سازگاری بیشتر گونه‌های گیاهی به این شرایط شود. بنابراین، با توجه به این که S. richteri در منطقه بشرویه با شرایط خشکی و کم آبی بیشتری مواجه است، احتمال دارد که افزایش غلظت پرولین، یون‌های سدیم و پتاسیم، پروتئین‌های محلول، ترکیبات فلاونوئیدی و فعالیت آنزیم اسید فسفاتاز در گیاهان منطقه بشرویه، نسبت به منطقه شاهرخت نشانه‌ای از سازگاری فیزیولوژیک بهتر آنان به تنش خشکی باشد.

 

سپاسگزاری

نگارندگان لازم می‌دانند از حوزه معاونت محترم پژوهشی دانشگاه فردوسی مشهد که حمایت مالی این پروژه را با پژوهانه شماره 15907/3 تقبل نموده است، تشکر و قدردانی نمایند.

 

 

Abdalla, M. M. and El-Khoshiban, N. H. (2007) The influence of water stress on growth, relative water content, photosynthetic pigments, some metabolic and hormonal contents of two Triticium aestivum cultivars. Journal of Applied Sciences Research 3(12): 2062-2074.

Akhondi, M., Safarnejad, A. and Lahouti, M. (2006) Effect of drought stress on proline accumulation and mineral nutrients changes in alfalfa (Medicago sativa L.). Journal of Science and Technology of Agriculture and Natural Resources 10(1): 165-174 (in Persian).

Alexieva, V., Sergiev, I., Maplli, S. and Karanov, E. (2001) The effect of drought and ultraviolet radiation on growth and stress markers in pea and wheat. Plant, Cell and Environment 24(12): 1337-1344.

Ali, G. M. and Komatsu, S. (2006) Proteomic analysis of rice leaf sheath during drought stress. Journal of Proteome Research 5(2): 396-403.

Ali-Ahmad, M. and Basha, S. M. (1998) Effect of water stress on composition of peanut leaves. Peanut Science 25(1): 31-34.

Asghari, R. and Ebrahimzadeh, H. (2006) Drought stress increases the expression of wheat leaf ribulose 1,5 bisphosphate carboxylase/oxyenase protein. Iranian Journal of Science and Technology 30(A1): 1-7.

Ashraf, A. and Mehmood, S. (1990) Response of four Brassica species to drought stress. Environmental and Experimental Botany 30(1): 93-100.

Aziz, I. and Khan, M. A. (2004) Proline and water status of some desert shrubs before and after rain. Pakistan Journal of Botany 35(5): 911-915.

Bartels, D. and Sunkar, R. (2005) Drought and salt tolerance in plants. Critical Reviews in Plant Sciences 24(1): 23-58.

Bates, L. S., Waldran, R. P. and Teare, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil 39(1): 205-208.

Bohnert, H. J. and Shen, B. (1999) Transformation and compatible solutes. Scientia Horticulurae 78(1-4): 237-260.

Bohnert, H. J., Nelson, D. E. and Jensen, R. G. (1999) Adaptation to environmental stresses. The Plant Cell 7(7): 1099-1111.

Bouteau, F., Dauphin, A., Maarouf, H. E. and Rona, J. P. (2001) Effect of desiccation on potassium and anion currents from young root hairs: implication on tip growth. Physiologia Plantarum 113(1): 79-84.

Change, C. C., Yang, M. H., Wen, H. M. and Chern, J. C. (2002) Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of Food and Drug Analysis10(3): 178-182.

Chen, C. C. S. and Plant, A. L. (1999) Salt-induced protein synthesis in tomato roots: the role of ABA. Journal of Experimental Botany 50(334): 677-687.

Claussen, W. (2005) Proline as a measure of stress in tomato plants. Plant Science 168(1): 241-248.

Demirevska, K., Simova-Stoilova, L., Vassileva, V., Vaseva, I., Grigorova, B. and Feller, U. (2008) Drought-induced leaf protein alteration in sensitive and tolerant wheat varieties. General and Applied Plant Physiology 34(1-2): 79-102.

Duan, B., Lu, Y., Yin, C., Junttila, O. and Li, C. (2005) Physiological responses to drought and shade in two contrasting Picea asperata populations. Physiologia Plantarum 124(4): 476-484.

Ebrahimian, E. and Bybordi, A. (2012) Influence of ascorbic acid foliar application on chlorophyll, flavonoids, anthocyanin and soluble sugar contents of sunflower under conditions of water deficit stress. Journal of Food, Agriculture and Environment 10(1): 1026-1030.

Ehsanpour, A. and Amini, F. (2004) Effect of salt and drought stress on acid phosphatase activities in alfalfa (Medicago sativa L.) explants under in vitro culture. African Journal of Biotechnology 2(5): 133-135.

Erdei, L. and Taleisnik, E. (1993) Changes in water relation parameters under osmotic and salt stresses in maize and sorghum. Physiologia Plantarum 89(2): 381-387.

Hernandez, I., Alegre, L. and Munne-Bosch, S. (2004) Drought-induced changes in flavonoids and other low molecular weight antioxidants in Cistus clusii grown under Mediterranean field conditions. Journal of Tree Physiology 24(11): 1303-1311.

Hu, Y., Burucs, Z., Tucher, S. and Schmidhalter, U. (2007) Short-term effects of drought and salinity on mineral nutrient distribution along growing leaves of maize seedlings. Environmental and Experimental Botany 60(2): 268-275.

Jaafar, H. Z. E., Ibrahim, M. H. and Mohamad Fakri, N. F. (2012) Impact of soil field water capacity on secondary metabolites, phenylalanine ammonia-lyase (PAL), maliondialdehyde (MDA) and photosynthetic responses of Malaysian Kacip Fatimah (Labisia pumila Benth). Molecules 17(6): 7305-7322.

John De Britto, A., Kumar, P. B. J. R., Gracelin, D. H. S. and Jency, S. S. (2011) Drought stress and its impact on protein in three species of Vitex. Journal of Stress Physiology and Biochemistry 7(3): 152-158.

Kala, S. and Godara, A. K. (2011) Effect of moisture stress on leaf total proteins, proline and free amino acid content commercial cultivars of Ziziphus mauritiana. Journal of Scientific Research 55(1-2): 65-69.

Karamanos, A. J. (1995) The involvement of proline and some metabolites in water stress and their importance as drought resistance indicator. Bulgarian Journal of Plant Physiology 21(2-3): 98-110.

Khamchin Moghaddam, M. and pazhand, H. (2009) Criticising De marttone regionalization method according to linear moments for maximum daily precipitation in Iran. Journal of Engineering Islamic Azad University Mashhad Branch 2(2): 93-103 (in Persian).

Kidambi, S. P., Matches, A. G. and Bolger, T. P. (1990) Mineral concentration in alfalfa and sainfoin as influenced by soil moisture level. Agronomy Journal 82(2): 229-236.

Konopka, I., Tanska, M., Pszczolkowska, A., Fordonski, G., Kozirok, W. and Olszewski, J. (2007) The effect of water strees on wheat kernel size, color and protein composition. Journal of Natural Sciences 22(2): 157-171.

Kozlowski, T. T. and Pallardy, S. G. (2002) Acclimation and adaptive responses of woody plants to environmental stresses. The Botanical Review 68(2): 270-334.

Li, H. B., Li, D., Zhang, Y., Gan, R. Y., Song, F. L. and Chen, F. (2010) Antioxidant properties of Chinese medicinal plants. In: Reactive oxygen species and antioxidants in higher plants (ed. Gupta, S. D.) 331-362. Science Publishers, China.

Lowry, O. H., Rosebrough, N. J., Farr, A. L. and Randall, R. J. (1951) Protein measurement with the Folin phenol reagent. The Journal of Biological Chemistry 193(1): 265-275.

Mamnoei, E. and Seyed Sharifi, R. (2010) Study the effects of water deficit on chlorophyll fluorescence indices and the amount of proline in six barley genotypes and its relation with canopy temperature and yield. Journal of Plant Biology 2(5): 51-62 (in Persian).

Martinez, J. P., Ledent, J. F., Bajji, M., Kinet, J. M. and Lutts, S. (2003) Effect of water stress on growth, Na+ and K+ accumulation and water use efficiency in relation to osmotic adjustment in two populations of Atriplex halimus L.. Journal of Plant Growth Regulation 4(1): 63-73.

Mclachlan, K. B. (1980) Acid phosphatase activity of intact roots and phosphorus nutrition in plants. I. Assay condition and phosphatase activity. Australian Journal of Agricultural Research 31(3): 429-440.

Mohammadkhani, N. and Heidari, R. (2008a) Effects of drought stress on soluble proteins in two maize varieties. Turkish Journal of Biology 32(1): 23-30.

Mohammadkhani, N. and Heidari, R. (2008b) Drought-induced accumulation of soluble sugars and proline in two maize varieties. World Applied Sciences Journal 3(3): 448-453.

Mosleh Arany, A., Bakhshi Khaniki, G. and Hakimi Bafghi, B. A. (2012) Characteristics of Na+, K+ and free proline distribution in three xerophytes of Stipagrostis pennata, Calligonum polygonoides and Hammada salicornia, in Yazd province. Iranian journal of Range and Desert Reseach 19(4): 581-589 (in Persian).

Murray, D. R. and Collier, M. D. (1977) Acid phosphatase activities in developing seeds of Pisum sativum. Australian Journal of Plant Physiology 4(8): 843-848.

Nasr Esfahani, M. (2013) Effect of dry stress on growth and antioxidant system in three chickpea (Cicer arietinum L.) cultivars. Journal of Plant Biology 5(15): 111-124 (in Persain).

Osuagwu, G. G. E. and Edeoga, H. O. (2012) The influence of water stress (drought) on the mineral and vitamin content of the leaves of Gongronema latifolium Benth. International Journal of Medicinal and Aromatic Plants 2(2): 301-309.

Parida, A. K., Dagaonkar, V. S., Phalak, M. S., Umalkar, G. and Aurangabadkar, L. P. (2007) Alterations in photosynthetic pigments, protein and osmotic components in cotton genotypes subjected to short-term drought stress followed by recovery. Plant Biotechnology Reports 1(1): 37-48.

Rahdari, P. and Hoseini, S. M. (2012) Effect of different levels of drought stress (PEG 6000 concentrations) on seed germination and inorganic elements content in Purslane (Portulaca oleraceae L.) leaves. Journal of Stress Physiology and Biochemistry 8(2): 51-61.

Razeghi Yadak, F. and Tavakol Afshari, R. (2010) Effect of drought stress on seed embryo axis phosphatase activities during early stages of germination of two bread wheat (Triticum aestivum) cultivars. Iranian Journal of Field Crop Science 41(2): 385-393 (in Persian).

Rechinger, K. H. (Ed.) (1963-1998) Flora Iranica. vols. 1-176. Akademische Druck-U Verlagsanstalt, Graz.

Riccardi, F., Gazeau, P. de Vienne, D. and Zivy, M (1998) Protein changes in response to progressive water deficit in maize, quantitative variation and polypeptide identification. Plant Physiology 117(4): 1253-1263.

Rock, C. D. (2000) Pathways to abscisic acid regulated gene expression. New Phytologist 148(120): 357-396.

Ryan, J., Estefan, G. and Rashid, A. (2001) Soil and plant analysis laboratory manual. 2nd edition, Aleppo, Syrian Arab Republic.

Sharkey, T. D and Schrader, S. M. (2006) High temperature stress (Eds. Rao, K. V. M., Raghavendra, A. S. and Reddy, K. J.) 101-130. Springer, Dordrecht.

Sharma, A. D. and Kaur, R. (2007) Drought-induced changes in acid phosphatase activities in wheat in relationship with phosphorus. Emirates Journal of Food and Agriculture 19(1): 31-38.

Shomurodov, H. F., Rakhimova, T. T., Saribaeva, S. U., Rakhimova, N. K., Esov, R. A. and Adilov, B. A. (2013) Perspective plant species for stabilization of sand dunes on the exposed Aral sea bed. Journal of earth science and engineering 3(10): 655-662.

Takaoki, T. (1968) Relationship between drought tolerance and aging in higher plants. II. Some enzyme activities. The Botanical Magazine, Tokyo 81(960): 297-309.

Watkinson, J. I., Hendricks, L., Sioson, A. A., Vasquez-Robinet, C., Stromberg, V., Heath, L. S., Schuler, M., Bohnert, H. J., Bonierbale, M. and Grene, R. A. (2006) Accessions of Solanum tuberosum ssp. andigena show differences in photosynthetic recovery after drought stress as reflected in gene expression profiles. Plant Science 171(6): 745-758.

Yang, Y., He, F., Yu, L., Chen, X., Lei, J. and Ji, J. (2007) Influence of drought on oxidative stress and flavonoid production in cell suspension culture of Glycyrrhiza inflata Batal. Zeitschrift fur Naturforschung C-Journal of Biosciences 62(5-6): 410-416.