ارتقای تحمل و بهبود وضعیت بذر یونجه (Medicago sativa) در شرایط تنش شوری تحت تأثیر زمان‌های متفاوت پرایمینگ با Na2SiO3 و KNO3

نویسندگان

1 گروه فیزیولوژی گیاهی، دانشکده علوم، دانشگاه لرستان، خرم‌آباد، ایران

2 گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه لرستان، خرم‌آباد، ایران

چکیده

مقابله با آثار مخرب تنش شوری که به طور پیش‌رونده منابع آبی و خاکی مناسب برای پرورش گیاهان را محدود نموده، از طریق ارتقای سطح تحمل بذر و گیاهچه میسر است. در پژوهش حاضر، تأثیر پرایمینگ به صورت ترکیب‌های تیماری Na2SiO3 و KNO3 در زمان‌های 3، 6، 9 و 12 ساعت، بر پاسخ رقم همدانی بذر یونجه، به تنش شوری (200 میلی مولار) بررسی گردید. شوری سبب افت اغلب شاخص‌های جوانه‌زنی و رشد بذور و گیاهچه گردید، در حالی که پرایمینگ 3 ساعته Na2SiO3 سبب افزایش درصد جوانه‌زنی و پرایمینگ 3، 6 و 9 ساعته KNO3 سبب افزایش درصد و ضریب سرعت جوانه‌زنی در بذور تحت تنش در مقایسه با شاهد شد. بهبود میانگین سرعت و زمان جوانه‌زنی در تنش، توسط Na2SiO3 6 ساعته و کلیه سطوح زمانی KNO3 و افزایش شاخص ویگور یک توسط KNO3 3 ساعته مشاهده شد. پرایمینگ Na2SiO3 3، 6 و 9 ساعته و تمام تیمارهای KNO3، سبب کاهش زمان رسیدن به 50 درصد کل جوانه‌زنی در شرایط تنش و در فقدان تنش، تیمارهای 9 ساعته Na2SiO3 و KNO3، سبب کاهش میانگین روزانه جوانه‌زنی و افزایش شاخص تیمسون و KNO3 6 و 9 ساعته سبب بهبود ضریب یکنواختی گردیدند. تیمارهای Na2SiO3 و KNO3 12 ساعته، باعث بدتر شدن وضعیت و کاهش درصد جوانه‌زنی، افت ویگور یک و دو و کاهش سرعت جوانه‌زنی شدند. Na2SiO3 در تمام سطوح و KNO3 9 و 12 ساعته، سبب کاهش وزن خشک ساقه‌چه در تنش شدند. پرولین تنها تحت تأثیر KNO3 در تنش افزایش یافت و کلروفیل‌ها بر اثر شوری کاهش و تحت تأثیر پرایمینگ افزایش یافتند. به طور کلی، پرایمینگ سبب افزایش تحمل به شوری گردید و ترکیب‌های تیماری با زمان‌های کوتاه‌تر در این رابطه مؤثرتر بودند.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Improvement of Medicago sativa seed tolerance to salt stress by Na2SiO3 and KNO3 treatments at different time levels

نویسندگان [English]

  • Kiomars Armand Torab 1
  • Maryam Madadkar Haghjou 1
  • Ahmad Ismaili 2
1 Department of Biology, Faculty of Basic Sciences, Lorestan University, Khorramabad, Iran
2 Department of Agronomy and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad, Iran
چکیده [English]

Opposition to destructive and side effects of salt stress, have limited suitable water and soil sources for plant culturing, is possible by increasing the tolerance level of seeds and seedlings. In present research, the effect of priming technique was studied with Na2SiO3 or KNO3 in 3, 6, 9 and 12 hours on Medicago sativa cv. Hamadani in response to 200 mM salt stress. Salinity caused a decrease of most of germination and growth indices from seeds and seedlings, whereas 3h-Na2SiO3 priming increased final germination percentage (FGP) and (3/6/9h)-KNO3 increased FGP, coefficient velocity of germination (CVG), compared to control. An improvement in mean germination rate (MGR) and mean germination time (MGT)  was shown by 6h-Na2SiO3 and all KNO3 treatment times and increase of Vigor index (I) was observed at 3h-KNO3. Pretreatment with (3/6/9h)-Na2SiO3 and all h-KNO3 decreased T50 at stress and in non stress conditions, 9h-Na2SiO3 and 9h-KNO3 caused a decrease in mean daily germination (MDG) and an increase in Timson index and improvement of coefficient uniformity of germination (CUG). 12 hour treatments from both substances exacerbated the conditions and decreased the FGP, Vig (I) and (II) and decreased CVG. All-Na2SiO3 and (9/12)-KNO3 decreased the dry weight of shoots at stress. Proline was raised only with KNO3 and salt affected pigments negatively and priming increased them. In conclusion, priming elevated tolerance to salt stress and treatment compositions with the lower times were more efficient.

کلیدواژه‌ها [English]

  • KNO3
  • Medicago sativa cv. Hamadani
  • Na2SiO3
  • Priming
  • salt stress

یونجه، مهم‌ترین گیاه علوفه‌ای جهان و بومی ایران است که به جهت خوش‌خوراکی، دامنه وسیع سازگاری با محیط و تولید محصول زیاد و با کیفیت، ملکه نباتات نام گرفته است. گیاه یونجه نقش مهمی را در تأمین علوفه خشک و چرای مستقیم دام داشته و در اصلاح مراتع سردسیری و دیم‌زارهای پرشیب و کم بازده مورد استفاده است (Summers, 1998).

سطح زیر کشت یونجه در دنیا حدود 32 میلیون هکتار است که سهم ایران در یک دهه (1373 تا 1382) در حدود 600 هزار هکتار بوده است (www.maj.ir, 2015). بررسی‌ها نشان داده است که جوانه‌زنی در واقع یک مرحله حساس است که تراکم و جمعیت گیاه کشت شده را تحت تأثیر قرار می‌دهد. به بیان دیگر، مراحل رشد اولیه گیاه حساس‌تر از مراحل بعدی آن هستند (Keiffer and Ungar, 1997).

تنش شوری، یک تنش غیرزیستی مهم دارای تأثیرات اساسی بر جوانه‌زنی است و از این طریق می‌تواند خسارات اقتصادی قابل توجهی را به تولید محصولات زراعی وارد آورد (Kayani et al., 1990). Dobrenz و همکاران (1986) گزارش نموده‌اند که گیاه یونجه در مرحله جوانه‌زنی بذر بسیار حساس به شوری است.گرچه این حساسیت می‌تواند در میان گونه‌ها و اکوتیپ‌های یونجه از درجات مختلفی برخوردار باشد (Torabi, 2011).

از مجموع 8/6 میلیون هکتار از اراضی کشاورزی ایران که دارای خاک‌هایی با غلظت‌های مختلف شوری است، حدود 3/4 میلیون هکتار، منحصراً دارای مشکل شوری است و حدود 5/2 میلیون هکتار علاوه بر شوری، مشکلاتی در رابطه با جنس خاک، معضل فرسایش و کمبود آب‌های زیرزمینی را نیز دارا می‌باشند (Moemeni, 2010).

منابع بسیاری بر اهمیت فتوسنتز در رابطه با متابولیسم فعال و مقدار انرژی و قند تولید شده در گیاه دلالت دارند و مقدار کلروفیل را در شرایط تنش شوری به عنوان یک شاخص حساس برای پی بردن به وضعیت متابولیکی سلول می‌دانند (Chutipaijit et al., 2011).

با توجه به اهمیت ویژه یونجه در تأمین علوفه دامی، تثبیت زیستی نیتروژن هوا و نیاز به افزایش تولید و توسعه زراعت یونجه، و نیز با توجه به این که حساسیت یونجه به شوری در مرحله جوانه‌زنی، در کاهش کمّیت و کیفیت محصول به شدت مؤثر است، از روش پرایمینگ به منظور افزایش آمادگی بذر در مقابله با تنش شوری استفاده شد.

اساس این روش بر آن است که بذور پیش از کاشت، در واقع با یک مرحله هیدراتاسیون محدود تیمار می‌شوند که از این روش اغلب برای افزایش کارائی گیاهان زراعی استفاده می‌شود (Bradford, 1986). در پرایمینگ، آغشته شدن کامل بذور به آب برای ممانعت از خروج ریشه‌چه صورت نمی‌گیرد، بلکه آغشتگی محدود و کوتاه‌مدت به آب، توسط راهکارهای مختلف نظیر: هیدروپرایمینگ، یا مواجهه با شرایط پتانسیل‌های آبی پایین نظیر اسموپرایمینگ (Chen and Arora, 2013) یا هالوپرایمینگ، به صورت تیمار با نمک‌های غیر‌آلی نظیر: KNO3 (Afzal et al., 2011) و KH2PO4 (Batool et al., 2015) انجام می‌گیرد که در نتیجه آن، بذور را به سمت و سوی جوانه‌زنی، تا پیش از مرحله خروج ریشه‌چه، سوق می‌دهد (Ashraf and Foolad, 2005). پیشرفت این مراحل در واقع با به راه افتادن وقایع درون سلولی و ساخت و ساز سلولی نظیر افزایش سنتز پروتئین‌هایی موسوم به Type II که در جوانه‌زنی دخیل هستند، انجام می‌شود و بذور پس از کاشت، در سرعت جوانه‌زنی و یکنواختی سبز شدن بهبود نشان می‌دهند. از سوی دیگر، در زمان پرایمینگ، هم به علت روبرو شدن بذور با یک تنش ملایم اولیه و هم به علت پیشرفت فرآیندهای ساخت و ساز سلول در مسیر جوانه‌زنی، بذور مقاومت بیشتری نیز نسبت به تنش‌ها به دست می‌آورند که حتی با خشک شدن آنها، از دست نمی‌رود، و به اصطلاح به صورت خاطره پرایمینگ (priming memory) باقی می‌ماند. در واقع، فرآیندی به نام cross-tolearnce که توسط تنش‌های غیر‌زیستی در هنگام پرایمینگ فعال می‌شود، می‌تواند از طریق پیشبرد فرآیندهای مولکولی و درون سلولی از جمله: بیان ژن‌ها و سنتز پروتئین‌های ویژه، سبب مقاومت بذور پرایم شده در مقابل تنش‌های محیطی در هنگام جوانه‌زنی گردد (Chen and Arora, 2013). گزارش‌هایی وجود دارد مبنی ابر این که اسموپرایمینگ ممکن است بتواند از طریق تغییر در بیوسنتز هورمون‌ها (افزایش نسبت جیبرلیک اسید به آبسیزیک اسید و اتیلن (Nakaune et al., 2012) و به راه انداختن مراحل سیگنالی عمل نماید. اسموپرایمینگ همچنین می‌تواند از طریق فعال‌سازی سیستم آنتی‌اکسیدانی سلول در بهبود وضعیت سلول برای مقابله با تنش‌های بعدی مؤثر باشد (Chen and Arora, 2011؛ (Wojtyla et al., 2013.

در رابطه با وقوع و پیشبرد وقایع سیگنالی در حین پرایمینگ، برخی تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی نظیر سالیسیلیک اسید، در واقع به عنوان یک شبه هورمون، می‌تواند سبب افزایش آنزیم‌های MPK3 و MPK6 (Nakagami et al., 2005) و همچنین موجب بالا نگه ‌داشتن نسبت هورمون اکسین و سیتوکینین برای ممانعت از کاهش تقسیم سلولی گردد، و از این طریق در مقابله سلول با تنش‌های غیر‌زیستی ایفای نقش نماید (Singh and Ushu, 2003).

بذور پرایم شده با Si در زمان کاشت، افزایش فعالیت سیستم آنتی‌اکسیدانی سلول و نیز بالا نگهداشتن محتوای آب سلول را نشان می‌دهند که در نتیجه امکان مقابله بذر با تنش را افزایش می‌دهد (Farooq et al., 2008). گزارش شده است که هالوپرایمینگ بذور با نمک‌ها نیز ممکن است بتواند از طریق جذب مقداری نمک به درون بذور و بنابراین کاهش پتانسیل اسمزی درونی (Zhang et al., 2010)، با افزایش دادن مقدار کربوهیدرات‌ها و نیز اسمولیت‌های سازگار، در القای مقاومت بذر به تنش شوری مؤثر باشد (Jisha and Puthur, 2014).

بررسی منابع موجود در رابطه با یونجه، نشان می‌دهد که هیدروپرایم و اسموپرایم بذور یونجه با برخی مواد نظیر: مانیتول، کربنات سدیم، سالیسیلیک اسید و نیز تیمار با یک قارچ‌کش (Triadimefon)، به افزایش مقاومت در برابر تنش شوری منجر شده است Torabian, 2010)؛ Amooaghaei, 2011؛ Najari et al., 2011؛ (Arab and Ehsanpour, 2012. از سوی دیگر، بررسی توصیه‌های ترویجی به کشاورزان گویای آن است که به منظور بهبود وضعیت کشت بذر یونجه در مزرعه، پیش از کشت، از کودهای شیمیایی پتاسیمی و فسفری، برخی از عناصر ریزمغذی و همین طور ازتی در خاک استفاده گردد (Berg et al., 2005). بنابراین، به نظر رسید با توجه به پیش‌بینی تأثیر مفید این عناصر در کمّیت و کیفیت یونجه و نیز به منظور القای تحمل تنش در بذرها، پرایمینگ با تیمارهای Na2SiO3 (سدیم متاسیلیکات) و KNO3 (نیترات پتاسیم) Azooz, 2009)؛ Batool et al., 2015؛ (Norouzi Haroni et al., 2015 روی بذور پیش از کاشت، اعمال شده و سپس شاخص‌های رشد و جوانه‌زنی بذر یونجه در دو حالت اعمال تنش شوری (200 میلی‌مولار کلرید سدیم) و عدم وجود تنش (آب مقطر) با یکدیگر مقایسه گردند.

 

مواد و روش‌ها.

رقم همدانی، یکی از ارقام معروف گونه Medicago Sativa یونجه در ایران است که برای کاشت در مناطقی که دارای زمستان‌های سرد و طولانی و تابستان معتدل نظیر همدان هستند، بسیار مناسب است. این رقم، در مناطق مرتفع یا کوهستانی نظیر همدان، به خوبی رشد می‌کند و محصول مناسبی تولید می‌نماید. برخی مناطق معتدل و سرد دیگر نظیر: اراک، شمال خراسان، کردستان و سایر مناطق با آب و هوای مشابه، نیز برای کشت این رقم مناسب هستند(Khodabandeh, 2009).

.آزمون تعیین غلظت مناسب کلرید سدیم جهت اعمال تنش شوری: برای تعیین غلظت مناسب شوری و بررسی تأثیر آن بر بذور پرایم شده، غلظت‌های صفر (شاهد یا آب مقطر)، 50، 100، 150، 200، 250 و 300 میلی‌مولار نمک کلرید سدیم تهیه شد. ابتدا بذور با محلول ویتاواکس با غلظت 2/0 درصد به مدت 10 دقیقه ضدعفونی شد و سپس در پتری‌دیش‌های حاوی کاغذ صافی قرار گرفتند. مقدار 6 میلی‌لیتر از آب مقطر استریل به نمونه شاهد و 6 میلی‌لیتر از محلول‌های نمک کلرید سدیم با غلظت‌های مذکور به هر یک از پتری‌دیش‌های دیگر به عنوان تیمار افزوده شد. برای هر غلظت، تعداد چهار پتری‌دیش، هر یک به عنوان یک تکرار و هر یک حاوی 40 عدد بذر سالم در نظر گرفته شد، همچنین گروه شاهد نیز در چهار تکرار تهیه گردید. پتری‌دیش‌های محتوی بذور در شرایط فتوپریودیک، دوره روشنایی 16 ساعت در دمای 2±25 درجه سانتیگراد و طول دوره تاریکی 8 ساعت در دمای 2±17 درجه سانتیگراد قرار داده شدند. جوانه‌زنی به طور مرتب و هر 24 ساعت ارزیابی شد. خروج ریشه‌چه به اندازه 1 میلی‌متر به عنوان جوانه‌زنی در نظر گرفته شد (De Castro et al., 2000). شمارش بذور جوانه‌زده تا روز دوازدهم و نیز سنجش مقدار رنگدانه‌های کلروفیل و کاروتنوئید، طول و وزن خشک اندام‌های هوایی و زیرزمینی و مقدار پرولین، در روز دوازدهم جوانه‌زنی صورت گرفت.

شرایط و مراحل پرایمینگ بذور: در پژوهش حاضر، پرایمینگ با محلول‌های KNO3 (9/0 درصد) و Na2SiO3 (5/1 میلی‌مولار) در چهار مدت زمانی 3، 6، 9 و 12 ساعت، در دمای اتاقک رشد انجام گرفت. غلظت‌های استفاده شده از بررسی برخی منابع با مقداری تغییر به کار برده شدند (Ahmadvand et al., 2012؛ (Torabi et al., 2012. بدین منظور، بذور سالم یونجه همدانی با محلول ویتاواکس 2/0 درصد، به مدت 10 دقیقه ضدعفونی شدند. آنگاه، بذور در پتری‌دیش‌ها قرار گرفته و میزان 8 میلی‌لیتر از تیمارهای مزبور به هر یک از پلیت‌ها افزوده شد. در مرحله بعد، پتری‌دیش‌های محتوی بذور در دمای 2±25 درجه سانتیگراد و در شرایط تاریکی قرار داده شدند. در پایان ساعات مذکور، تیمارهای پرایمینگ قطع شد و بذرها با دستمال کاغذی نرم و بدون کُرک آبگیری شده، برای خشک شدن، به مدت 48 ساعت در دمای فوق قرار گرفتند.

اعمال تنش شوری بر بذور پرایم شده: پس از خشک کردن کامل بذور پرایم شده تا رسیدن به محتوای رطوبت اولیه، تعداد 40 بذر به طور تصادفی درون پتری‌دیش‌هایی با قطر 10 سانتی‌متر دارای دو قطعه کاغذ صافی (به عنوان بستر و نیز پوشش سطحی بذور) قرار گرفتند و 8 میلی‌لیتر از محلول کلرید سدیم 200 میلی‌مولار به نیمی از پتری‌دیش‌ها (شرایط تنش) و معادل آن نیز آب دوبار تقطیر به نیم دیگر پتری‌دیش‌ها (شرایط بدون تنش، آب مقطر) اضافه گردید. برای هر تیمار در سطوح زمانی گفته شده، 4 پتری‌دیش در شرایط شوری و 4 پتری‌دیش دیگر در شرایط آب مقطر (هر پتری‌دیش به عنوان یک تکرار) در نظرگرفته شد، برای گروه شاهد (بذور پرایم نشده) نیز شرایط مشابه مهیا گردید. سپس، همه پتری‌دیش‌های محتوی بذور با طول دوره روشنایی و تاریکی مطابق با مراحل قبل قرار داده شدند و کاغذهای صافی هر چهار روز یک‌بار تعویض گردید. ارزیابی و شمارش بذور جوانه‌زده در یک دوره 12 روزه انجام شد تا برای ارزیابی پرولین و برخی شاخص‌های رشد، بیومس کافی فراهم آید. در روز دوازدهم، به منظور سنجش میزان رنگیزه‌ها، اندازه‌گیری طول و وزن خشک ساقه‌چه، ریشه‌چه و سنجش مقدار پرولین برداشت بخش‌های هوایی و زیرزمینی گیاهچه‌های حاصل (با جداسازی از منطقه یقه)، انجام شد. اندازه‌گیری مقدار کلروفیل‌های a و b و کاروتنوئید کل با روش Lichtenthaler (1987) و با استفاده از متانول خالص و دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل 6300، شرکت JENWAY، انگلستان) بر حسب میکرو‌گرم رنگدانه بر میلی‌گرم وزن تر برگ، محاسبه گردید. کلروفیل کل از مجموع مقادیر کلروفیل‌های a و b به دست آمد.

برای سنجش میزان پرولین، از گیاهچه کامل استفاده شد و این شاخص با روش Bates و همکاران (1973) بر حسب میکروگرم پرولین بر میلی‌گرم وزن تر بافت اندازه‌گیری گردید. سایر مؤلفه‌ها و شاخص‌ها، بر اساس رابطه‌های ذیل محاسبه و نتایج آن در قالب جدول‌هایی ارایه شد.

 

 

رابطه 1: درصد جوانه‌زنی نهایی (Final Germination Percentage)، (Kader, 2005).

100× (تعداد کل بذر/تعداد نهایی بذر جوانه‌زده) = FGP.

رابطه 2: میانگین زمان جوانه‌زنی (Mean Germination Time)، (Kader, 2005).

f: بذور جوانه‌زده در روز x                                                                                                                     MGT = ∑f. x / ∑f.

رابطه 3: میانگین روزانه جوانه‌زنی (Mean Daily Germination)، (Ranal and Santana, 2006).

تعداد روزهای آزمایش/MDG = FGP

رابطه 4: ضریب سرعت جوانه‌زنی (Coefficient of Velocity of Germination)، (Jones and Sanders, 1987).

CVG = 100 × (N1 + N2 + · · · + Nx)/ × N1T1 + · · · + NxTx.

N: تعداد بذر جوانه‌زده در هر روز؛ T: شماره روز مربوط به تعداد Nام

رابطه 5: میانگین سرعت جوانه‌زنی، (Mean Germination Rate)، (Labouriau, 1970).

n: تعداد بذرهای جوانهزده در هر روز/ تعداد روزها از آغاز آزمایش                                 MGR = CVG/100

رابطه 6: شاخص تیمسون (Timson Index)، Timson, 1965)؛ (Pujol et al., 2000.

Gi: درصد بذور جوانه‌زده در هر روز؛ T: تعداد کل روزهای آزمایش                                                                Gi/T∑TI =

رابطه 7: میانگین زمان لازم برای رسیدن به 50 درصدجوانه‌زنی (T50)، (Salehzade et al., 2009).

T50 = ti + [(N/2-ni)(tj-ti)]/(nj-ni) N.

N: تعداد نهایی بذر جوانه‌زده؛ ni و nj: به ترتیب مجموع بذور جوانه‌زده در زمان‌های ti و tj به طوری که ni<N/2<nj

رابطه 8: ضریب یکنواختی جوانه‌زنی (Coefficient of Uniformity of Germination)، (Ranal and Santana, 2006).

CUG = ∑i=1k ni / ∑i=1k (D-Di)2 ni, D= CVG/100.

ni: تعداد بذور جوانه‌زده در هر روز؛ Di: تعداد روزها از شروع کاشت

رابطه 9: تعیین ضریب آلومتری (Coefficient of Allometry)، (Shams-Esfandabadi et al., 2005).

Ls: طول ساقه؛ Lr: طول ریشه                                                                                                                 CA= LS /Lr

رابطه 10: شاخص بنیه یک (شاخص طولی جوانه‌زنی) (Vigor Index (I))، (Abbasian and Moemeni, 2013).

درصد جوانه‌زنی × (ارتفاع ساقه‌چه + ارتفاع ریشه‌چه)Vigour Index (I) =

رابطه 11: شاخص بنیه دو (شاخص وزنی جوانه‌زنی) (Vigor Index (II))، (Abbasian and Moemeni, 2013).

درصدجوانه‌زنی× (وزنخشک ساقه‌چه + وزن خشک ریشه‌چه) Vigour Index (II) =

 

 

طراحی آزمایش در قالب طرح کاملاً تصادفی انجام شد. تیمارها شامل پرایمینگ: Na2SiO3 و KNO3 و مدت زمان شامل صفر (شاهد یا بدون پرایمینگ)، 3، 6، 9 و 12 ساعت و اعمال تنش شوری به صورت 200 میلی‌مولار نمک (شرایط تنش) و شرایط بدون تنش (یا آب مقطر) بودند که هر یک از ترکیب‌های تیماری ذکر شده در چهار تکرار انجام گرفت و هر پتری‌دیش حاوی 40 عدد بذر به عنوان یک تکرار لحاظ شد. محاسبه و دسته‌بندی داده‌های آزمون با نرم‌افزار Excel انجام شد. سپس نتایج به دست آمده با نرم‌افزار SPSS نسخه 19، تحت آنالیز واریانس ANOVA و مقایسه میانگین چند دامنه دانکن قرار گرفته و داده‌ها به صورت جدول ارایه شد.

نتایج.

.تعیین غلظت مناسب شوری جهت اعمال تنش: شکل 1-A نشان می‌دهد که میانگین سرعت جوانه‌زنی بذور، با افزایش غلظت نمک کلرید سدیم به صورت تدریجی کاهش یافته، ضریب آلومتری یا نسبت طول ساقه‌چه به ریشه‌چه (شکل 1-B)، افزایش می‌یابد، که این موضوع به علت کاهش شدیدتر طول ریشه‌چه نسبت به ساقه‌چه است. شکل 1-C نشان می‌دهد که از غلظت 200 میلی‌مولار نمک به بعد، درصد جوانه‌زنی کاهش می یابد. غلظت‌های 200 میلی‌مولار و بالاتر در محدوده شوری‌های زیاد قرار دارد و در مطالعه حاضر، این غلظت به عنوان غلظت مورد نظر برای اعمال تنش شوری در نظر گرفته شد.

.بررسی تأثیر تیمارهای پرایمینگ بر صفات بررسی شده: بررسی داده‌های جدول 1 نشان می‌دهد که تنش شوری سبب افت قابل ملاحظه درصد جوانه‌زنی در بذور شاهد شده است. در حالی که برخی تیمارها نظیر تیمار 3 ساعته Na2SiO3 و 3، 6 و 9 ساعته KNO3، سبب بهبود و افزایش درصد جوانه‌زنی بذور (FGP) در شرایط تنش، در مقایسه با وضعیت شاهد در تنش (200 میلی‌مولار نمک کلرید سدیم) شده است، گرچه درصد جوانه‌زنی آنها به مقدار آن در شاهد بدون تنش (آب مقطر) نرسید. تیمارهای 12 ساعته Na2SiO3 و KNO3، هر دو باعث بدتر شدن وضعیت و کاهش درصد جوانه‌زنی بذور در شرایط تنش حتی در مقایسه با شاهد در تنش، شدند. درصد جوانه‌زنی کلیه بذور پرایم شده‌ای که در شرایط بدون تنش (آب مقطر) قرار گرفتند، مشابه وضعیت شاهد در آب بود.

مقایسه نمونه‌های شاهد با یکدیگر نشان می‌دهد که میانگین زمان جوانه‌زنی (MGT) بر اثر تنش شوری، تقریبا به میزان 5/3 برابر افزایش یافته است که نشان‌دهنده تأخیر در جوانه‌زنی بذور یا به بیان دیگر، کاهش سرعت جوانه‌زنی بذور بر اثر اعمال کلرید سدیم در محیط‌کشت است. بذور پرایم شده با Na2SiO3 6 ساعته و کلیه سطوح زمانی تیمار KNO3 هنگامی که بذور در تنش قرار گرفتند، بهبود وضعیت نسبت به شاهد در تنش را نشان دادند، اما مقدار عددی این شاخص در آنها به شاهد در آب نرسید. تیمار Na2SiO3 12 ساعته، شرایط را حتی نسبت به شاهد در تنش بدتر نمود و سبب افزایش این شاخص به 07/4 روز در شرایط تنش گردید (جدول 1).

تیمارهای 9 ساعته Na2SiO3 و KNO3 در شرایط بدون تنش شوری یا آب، موجب ارتقای بسیار خوب وضعیت متوسط جوانه‌زنی روزانه (MDG) حتی نسبت به شاهد در آب شدند، در حالی که همین تیمارها در شرایط تنش، تغییری در وضعیت بذور ایجاد نکردند (جدول 1). این موضوع نشان‌دهنده بهبود وضعیت شاخص میانگین جوانه‌زنی بذور در روز را بر اثر اعمال پرایمینگ در شرایط بدون تنش است، گرچه تیمارهای پرایمینگ، در شرایط تنش، قادر به افزایش تعداد میانگین جوانه‌زنی در روز نبودند. ضریب سرعت جوانه‌زنی (CVG) که افزایش آن نشان‌دهنده افزایش میزان سرعت جوانه‌زنی بذور است، بر اثر تنش شوری کاهش یافت. تیمار 6 ساعته Na2SiO3 و تیمارهای 3، 6 و 9 ساعته KNO3، موجب بهبود وضعیت در شرایط تنش نسبت به شاهد شدند. اغلب تیمارها در شرایط بدون تنش، وضعیتی مشابه شاهد در آب را نشان دادند (جدول 1).

 

   

شکل 1- تأثیر غلظت‌های مختلف شوری (میلی‌مولار) نمک کلرید سدیم بر شاخص‌های: (A میانگین سرعت جوانه‌زنی، (B ضریب آلومتری بذور یونجه و (C درصد جوانه‌زنی نهایی بذور یونجه (Medicago sativa) رقم همدانی در یک آزمون 12 روزه. مقادیر، میانگین چهار تکرار ±StD  بوده، حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار بر اساس آزمون دانکن در سطح p˂0.05 است.

 

 

جدول 1- مقایسه میانگین اثر نوع تیمار و سطوح مختلف زمان پرایمینگ بر شاخص‌های جوانه‌زنی بذور یونجه (Medicago sativa). مقادیر، میانگین چهار تکرار ±StD  بوده، حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار بر اساس آزمون دانکن در سطح p˂0.05 است. FGP: درصد جوانه‌زنی نهایی، MGT: میانگین زمان جوانه‌زنی، MDG: میانگین روزانه جوانه‌زنی، CVG: ضریب سرعت جوانه‌زنی، MGR: میانگین سرعت جوانه‌زنی، CA: ضریب آلومتری.

CA

MGR (در روز)

CVG

MDG (درصد بذر در روز)

MGT (روز)

FGP (درصد)

زمان (ساعت)

تیمار

b07/2

i29/0

fg4/29

e00/11

ab47/3

d2/70

0

شاهد در تنش (بدون پرایم)

c70/0

a-d95/0

ab1/95

cd6/39

e05/1

a4/99

0

شاهد در آب (بدون پرایم)

b94/1

g-i33/0

e-g3/33

e17/9

b-d01/3

c1/79

3

اعمال تنش شوری، به بذور
پرایم شده با Na2SiO3

b12/2

gh38/0

e0/38

e89/7

d62/2

d5/67

6

b10/2

hi31/0

fg1/31

e37/7

bc37/3

d6/66

9

ab38/2

i26/0

g4/26

e44/4

a07/4

f7/43

12

c93/0

c-e89/0

bc7/88

d49/30

e13/1

a3/99

3

بدون تنش شوری (در آب مقطر)،
پرایم شده با Na2SiO3

c89/0

a-c96/0

ab4/96

c5/49

e04/1

a3/99

6

c94/0

ab98/0

a-c6/94

b9/82

e06/1

a3/99

9

c76/0

e85/0

c6/84

c0/50

e26/1

a/100

12

ab39/2

f51/0

d7/50

e95/10

d50/2

b6/85

3

اعمال تنش شوری، به بذور
اسموپرایم شده  باKNO3

b33/2

gh39/0

e6/38

e23/11

d40/2

b6/80

6

b09/2

f50/0

de3/45

e03/9

d33/2

c7/78

9

a96/2

g41/0

fg8/31

e50/6

cd72/2

e3/53

12

c3/1

b-e91/0

ac6/90

cd5/39

e1/1

a100

3

بدون تنش شوری (در آب مقطر)،
اسموپرایم شده با KNO3

c04/1

ab98/0

ab5/97

c1/49

e03/1

a1/98

6

c34/1

a99/0

a3/99

a7/99

e01/1

a3/99

9

c03/1

de88/0

bc0/88

c0/50

e14/1

a100

12

 


 

 

تیمار 6 ساعته Na2SiO3 و کلیه سطوح زمانی KNO3، موجب افزایش میانگین سرعت جوانه‌زنی (MGR)، و بهبود وضعیت بذور در تنش، نسبت به شاهد در تنش شدند، اما قادر به افزایش جوانه‌زنی به میزان شاهد در آب نبودند. تیمارهای پرایمینگ در شرایط تنش، سبب تغییری در ضریب آلومتری (CA)، نسبت به شاهد در تنش نشدند. زیرا در کلیه موارد، رشد ساقه‌چه و ریشه‌چه بر اثر نمک، به یک میزان کاهش یافت. تنها در تیمار 12 ساعته KNO3، به دلیل کاهش شدیدتر طول ریشه‌چه نسبت به ساقه‌چه، افزایش ضریب آلومتری مقداری بیش از شاهد در تنش مشاهده گردید (جدول 1).

تیمار 3 ساعته KNO3 موجب بهبود شاخص ویگور یک (Vig I) در تنش گردید، اما تیمارهای 12 ساعته Na2SiO3 و KNO3، سبب افت شاخص و بدتر شدن وضعیت، حتی نسبت به شاهد در تنش شدند (جدول 2).

در نمونه‌های پرایم نشده، وزن خشک ساقه تحت تأثیر تنش شوری تغییر نکرد، اما وزن خشک ریشه‌چه کاهش یافت. تیمارهای Na2SiO3 و تیمارهای 9 و 12 ساعته KNO3 نیز سبب کاهش وزن خشک ساقه‌چه در تنش شدند.

 

 

جدول 2- مقایسه میانگین اثر نوع تیمار و سطوح مختلف زمان پرایمینگ بر شاخص‌های رشد، جوانه‌زنی و مقدار پرولین در بذور یونجه (Medicago sativa). مقادیر، میانگین چهار تکرار ±StD  بوده، حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار بر اساس آزمون دانکن در سطح p˂0.05 است.

پرولین
(میکروگرم بر میلی‌گرم وزن تر)

ضریب یکنواختی
جوانه‌زنی

زمان رسیدن به 50 درصد
جوانه‌زنی (روز)

شاخص تیمسون

شاخص ویگور دو

وزن خشک ریشه
(میلی‌گرم)

وزن خشک ساقه
(میلی‌گرم)

شاخص ویگور یک

زمان
(ساعت)

تیمار

a52

f43/0

a96/2

d2/11

bc130

c-f25/0

ab64/1

gh122

0

شاهد در تنش (بدون پرایم)

d7

bc2/26

f01/0

bc6/39

a812

a59/0

ab61/1

a479

0

شاهد در آب (بدون پرایم)

d2/2

f29/0

cd78/1

d1/9

cd102

d-f24/0

d06/1

fg142

3

اعمال تنش شوری،
به بذور پرایم شده با Na2SiO3

d6/3

f33/0

cd6/1

d9/7

cd3/91

ef19/0

b-d17/1

g-i107

6

d8/5

f28/0

bc98/1

d6/6

cd7/90

ef20/0

cd14/1

hi1/88

9

d6/2

f15/0

ab44/2

d4/4

de6/71

b-e36/0

d09/1

i7/63

12

d9/2

c4/21

f01/0

c4/30

a190

b-e34/0

a-c58/1

a-d450

3

بدون تنش شوری (در آب مقطر)، پرایم شده با Na2SiO3

d2/3

bc3/25

f01/0

b5/49

a201

bc41/0

ab61/1

a-e434

6

d3/2

cd4/18

f01/0

a9/82

a200

b-d39/0

ab63/1

c-e409

9

d5/2

ef81/5

f01/0

bc7/43

a199

ab44/0

a-c55/1

ab476

12

c16

f35/0

de3/1

d9/10

a195

b-f28/0

a94/1

f175

3

اعمال تنش شوری،
به بذور اسموپرایم شده باKNO3

c20

f35/0

e05/1

d0/14

b147

d-f23/0

a-c57/1

fg144

6

c17

f32/0

e93/0

d0/9

bcd111

b-f27/0

cd13/1

f-h132

9

b27

f26/0

c-e5/1

d4/8

e9/44

f11/0

d73/0

i7/66

12

d5

de3/11

f01/0

bc5/39

a213

b-d39/0

a75/1

de5/394

3

بدون تنش شوری (در آب مقطر)، اسموپرایم شده با KNO3

d4

ab0/32

f01/0

b1/49

a213

bc43/0

a01/2

b-e424

6

d6

a3/36

f01/0

a1/87

a210

b-e34/0

a78/1

e372

9

d6

d-f7/9

f01/0

b0/50

a218

b-e35/0

a84/1

c-e418

12

 


 

 

در ارتباط با ریشه‌چه، تیمارهای پرایمینگ سبب کاهش وزن خشک ریشه‌چه در شرایط بدون تنش (آب مقطر) شدند اما مقادیر، از مقدار وزن خشک ریشه‌چه در شرایط تنش بیشتر بودند (جدول 2). شاخص ویگور دو (Vig II) که با مجموع مقادیر وزن خشک ساقه‌چه و ریشه‌چه مرتبط است، نیز در اثر تنش شوری کاهش یافت، اما بر اثر تیمار 3 ساعته KNO3 به مقدار آن در شاهد در آب رسید. پرایمینگهای 12 ساعته هر دو تیمار، این شاخص را به مقداری پایینتر از شاهد در تنش رساند. نمونه‌های تیمار شده در آب، شرایطی مشابه شاهد در آب داشتند (جدول 2). تیمار 9 ساعته با Na2SiO3 و KNO3، شاخص تیمسون (TI) که بالا بودن آن نشان‌دهنده سرعت بیشتر جوانه‌زنی بذور است را در شرایط بدون تنش، به مقداری خیلی بیشتر از شاهد در آب افزایش داد (جدول 2). تیمارهای سطوح زمانی 3، 6 و 9 ساعته Na2SiO3 و تمامی سطوح زمانی KNO3، سبب کاهش زمان لازم برای رسیدن به 50 درصد کل جوانه‌زنی (T50) و بهبود شرایط شد اما به اندازه شاهد در آب نرسید. کاهش زمان رسیدن به 50 درصد کل جوانه‌زنی، میتواند در کاهش فاصله جوانهزدن بذور و بنابراین بهبود وضعیت سبز شدن دارای اهمیت باشد. ضمن این که بذور پرایم شده در آب دارای شرایطی مشابه شاهد خود بودند (جدول 2). دو تیمار 6 و 9 ساعته KNO3 سبب بهبود و افزایش ضریب یکنواختی جوانه‌زنی (CUG) بذور در شرایط آب شدند. اما تیمار 12 ساعته Na2SiO3 باعث بدتر شدن وضعیت و کاهش ضریب یکنواختی تا حد شاهد در تنش، برای بذور در شرایط آب شد (جدول 2). افزایش این ضریب نشان‌دهنده یکنواختی بیشتر در سبز شدن و کاهش بدسبزی (عدم ظهور یکسان و همزمان گیاهچه‌ها) بذور است.

بنابراین به طور کلی، شاخص‌های FGP، MGT، CVG، MGR و T50 در بیشتر حالت‌ها نشان‌دهنده برتری تیمارهای Na2SiO3 3 و 6 ساعته و نیز کلیه ترکیب‌های زمانی تیمار KNO3 در شرایط تنش بود و در شرایط فقدان تنش، در بیشتر حالت‌ها، وضعیت مشابه نمونه شاهد در آب بود اما برتری ترکیب‌های تیماری در زمانهای 6 و 9 ساعت با هر دو ماده نیز در این شرایط مشاهده شد.

با مقایسه شاهد در آب و شاهد در تنش، تفاوت قابل ملاحظه و بیش از 7 برابری مقدار پرولین در شاهد تنش شوری، نسبت به شاهد در آب، ملاحظه گردید. کلیه سطوح زمانی تیمار KNO3 موجب افزایش مقدار پرولین در بذور در تنش اما تا کمتر از مقدار شاهد در تنش گردیدند، سایر تیمارها تغییری نداشتند. افزایش مقدار پرولین در تیمار 12 ساعته KNO3 در تنش، از سه سطح زمانی دیگر بیشتر بود و به نظر میرسد، این مورد که در اغلب شاخص‌ها نیز وضعیت مناسبی نداشته، بهبود وضعیت بذر در آن ملاحظه نمیشود، ممکن است نشاندهنده شدت مقابله با تنش باشد. تیمار Na2SiO3 در هیچ یک از نمونه‌ها از جمله تیمار 12 ساعته سبب افزایش مقدار پرولین نشد (جدول 2). مقدار کلروفیل a (Chl a) در شاهد در تنش کاهش یافت و به حدود یک سوم مقدار آن در شاهد در آب رسید. اغلب تیمارهای Na2SiO3 و کلیه تیمارهای KNO3، مقدار کلروفیل گیاهچه در تنش را به میزان شاهد در آب افزایش دادند. وضعیت کلیه تیمارها در آب نیز مشابه شاهد در آب بود، به غیر از آن که تیمار 12 ساعته KNO3، مقدار کلروفیل a گیاهچه در شرایط بدون تنش را به میزان بیشتری افزایش داد و به 5/1 برابر مقدار آن در شاهد در آب رسانید (جدول 3). کلروفیل b (Chl b) نیز در اثر تنش کاهش یافت، اما اغلب تیمارها سبب افزایش مقدار آن در شرایط تنش شدند (جدول 3). به علت تغییرات تقریباً هماهنگ هر دو کلروفیل در بیشتر حالت‌های تنش و غیرتنش، نسبت کلروفیل a به b تغییر چندانی نداشت، گرچه در تیمار با KNO3 مقداری افزایش مشاهده شد (جدول 3). اغلب تیمارها در تنش، سبب افزایش مقدار کلروفیل کل (T Chl) به میزان شاهد در آب شدند (جدول 3). مقدار کاروتنوئید کل تنها بر اثر تیمار 6 ساعته Na2SiO3 در شرایط تنش افزایش یافت. نسبت کاروتنوئید به کلروفیل نیز به دلیل افزایش مقدار کلروفیل در بیشتر حالت‌ها کاهش یافت (جدول 3).

بنابراین، به طور کلی، تنش شوری سبب کاهش مقدار کلروفیل‌های a و b و کلروفیل کل شد و مقدار کاروتنوئید کل را نیز کاهش داد، اما پرایمینگ با KNO3و Na2SiO3، تقریباً در تمامی حالت‌ها، سبب افزایش مقدار کلروفیل‌ها در گیاهچه در حالت تنش شد، در حالی که نسبت کلروفیل‌ها و مقدار کاروتنوئید را تحت تأثیر قرار نداد. در عین حال، در برخی موارد نیز تأثیر تیمارها (به طور عمده در شرایط آب) موجب بهبود شاخص‌ها به وضعیتی بهتر از شاهد در آب گردید.

 

 

جدول 3- مقایسه میانگین اثر نوع تیمار و سطوح مختلف زمان پرایمینگ بر رنگدانههای فتوسنتزی گیاهچه یونجه (Medicago sativa). بر حسب میکروگرم بر میلی‌گرم وزن تر. مقادیر، میانگین چهار تکرار ±StD  بوده، حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار بر اساس آزمون دانکن در سطح p˂0.05 است.

کاروتنوئید کل
به کلروفیل کل

کاروتنوئید کل

کلروفیل کل

کلروفیل a به کلروفیل b

کلروفیل b

کلروفیل a

زمان (ساعت)

تیمار

b26/0

b-e07/0

g27/0

d79/0

h15/0

h12/0

0

شاهد در تنش (بدون پرایم)

c09/0

b-e08/0

a-e87/0

b-d01/1

b-f43/0

b-d44/0

0

شاهد در آب (بدون پرایم)

c02/0

f02/0

a-e93/0

d88/0

a-e49/0

b-d44/0

3

اعمال تنش شوری، به بذور
پرایم شده با Na2SiO3

a40/0

a27/0

ef63/0

d84/0

c-g35/0

e-g28/0

6

c03/0

f02/0

fg53/0

a-d04/1

f-h27/0

f-h26/0

9

c02/0

ef03/0

b-f84/0

d76/0

a-d50/0

d-f34/0

12

c05/0

f02/0

g31/0

d88/0

gh17/0

gh15/0

3

بدون تنش شوری (در آب مقطر)، پرایم شده با Na2SiO3

c05/0

d-f05/0

a-d02/1

cd93/0

a-c53/0

a-d49/0

6

c05/0

d-f05/0

a-c10/1

d88/0

ab58/0

a-d52/0

9

c04/0

d-f05/0

a21/1

d87/0

a65/0

ab56/0

12

c12/0

b-d08/0

d-f67/0

ab26/1

e-h29/0

c-f38/0

3

اعمال تنش شوری، به بذور
اسموپرایم شده با KNO3

c09/0

b-e07/0

a-e87/0

a-c23/1

b-f40/0

a-d 48/0

6

c06/0

d-f04/0

b-f78/0

ab32/1

c-g34/0

b-d44/0

9

c07/0

c-f06/0

a-f87/0

d88/0

c-f38/0

a-d48/0

12

c09/0

c-f05/0

b-f81/0

ab281

c-f37/0

b-d44/

3

بدون تنش شوری (در آب مقطر)، اسموپرایم شده با KNO3

c14/0

b11/0

c-f75/0

a34/1

d-h32/0

b-e43/0

6

c07/0

b-e07/0

a-e92/0

ab27/1

b-f41/0

a-c52/0

9

c1/0

bc01/0

ab1/1

ab30/1

a-e48/0

a62/0

12


 

بحث.

گیاه یونجه با آستانه تحمل حدود 20 و حداکثر تحمل 160 میلی‌مولار نمک کلرید سدیم، یک گیاه نسبتاً حساس به شوری شناخته می‌شود (Shannon, 1984)، اما بررسی میزان تحمل آن میبایست در سه مرحله رشدی یعنی جوانه‌زنی، رشد گیاهچه و رشد مجدد گیاه بالغ پس از برداشت، بررسی شود (Smith, 1984)، زیرا تحمل گیاه به شوری با افزایش رشد و توسعه آن، افزایش مییابد (Darvishi et al., 2005). از سویی، مرحله جوانه‌زنی یونجه نیز نخستین و حساسترین مرحله نسبت به تنش شوری است (Dobrenz et al., 1986).

بر اساس منابع، غلظت‌های نمکی محدوده 150 میلی‌مولار و بالاتر، در گروه بسیار شور (highly saline) دستهبندی میشوند Pitman and Läuchli, 2002) به نقل از Hasanuzzaman و همکاران (2013)). در آزمون اعمال غلظت‌های مختلف نمک، درصد جوانه‌زنی بذور یونجه رقم همدانی از غلظت 200 میلی‌مولار نمک به بعد، کاهش یافت. بنابراین غلظت 200 میلی‌مولار به عنوان یک غلظت نمکی بالا که بر شاخص‌های جوانه‌زنی و رشد بذور اثر منفی دارد اما سبب مرگ گیاهچه نیز نمیگردد و از سوی دیگر، تلاش در جهت بهبود رویش بذور برای رشد در خاک‌های دارای این محدوده نمکی نیز منطقی‌تر و محتملتر به نظر می‌رسد، برای اعمال تنش شوری انتخاب گردید. در محیط طبیعی نیز امکان رشد و استقرار یونجه در زمینهای با شوری بیشتر از 200 میلی‌مولار بسیار پایین است. نتایج حاصل از یک مطالعه در ارزیابی درصد جوانه‌زنی بذر یونجه رقم همدانی در غلظت‌های مختلف نمک، به معرفی غلظت‌های 150 و 200 میلی‌مولار به عنوان غلظت‌های مؤثر در کاهش شدید درصد جوانه‌زنی منجر گردید (Amooaghaei, 2011). بنابراین، کاهش درصد جوانه‌زنی از شوری 200 میلی‌مولار به بعد، ممکن است بتواند در تعیین حساسیت و تحمل بذر به تنش شوری نیز مورد توجه قرار گیرد.

Soltani و همکاران (2012) غلظت بحرانی حساسیت به شوری در اندام‌های هوایی را از روی تأثیر بر تعداد برگ در بوته، طول ساقه، طول گیاه، وزن تر و خشک، (در برخی از ارقام یونجه نظیر همدانی، قرهیونجه، رهنانی، نیکشهری و یزدی)، 150 و برای شاخص طول ریشه، غلظت 300 میلی‌مولار معرفی نمودند. در مطالعه حاضر، طول ساقه گیاهچه (12 روزه) در غلظت‌های 200 و 250 میلی‌مولار، و نیز طول ریشه‌چه و کلیه وزن‌های تر و خشک ساقه‌چه و ریشه‌چه از غلظت 50 میلی‌مولار به بعد کاهش معنیداری را نسبت به شاهد (فاقد نمک) نمایان ساختند (نتایج نشان داده نشده است). همچنین ضریب آلومتری یا نسبت طول ساقه‌چه به ریشه‌چه در این شرایط با افزایش غلظت نمک اعمال شده افزایش یافت که این مورد، به دلیل تفاوت در میزان حساسیت و میزان کاهش رشد ساقه‌چه و ریشه‌چه نسبت به تغییر فشار تورژسانس و سمّیت نمک است (Taize and Ziger, 2000). میزان این حساسیت می‌تواند در گیاهان مختلف متفاوت باشد، برای نمونه در یک بررسی، گیاه Nepeta persica با افزایش میزان شوری، کاهش شدیدتری را در طول ساقه‌چه در مقایسه با طول ریشه‌چه نشان داد، به طوریکه ضریب آلومتری در آن کاهش یافت (Ali Mohammadizad et al., 2013) در حالی که بررسی دیگر، کاهش شدیدتر طول ریشه‌چه یعنی وضعیتی مشابه تحقیق حاضر را نشان داده است
(Amoo-Zad-Khalili et al., 2013).

اعمال شوری 200 میلی‌مولار سبب کاهش شدید طول ساقه‌چه و افت شدیدتر طول ریشه‌چه نسبت به شاهد بدون تنش (در آب) گردید. پرایمینگ بذور با Na2SiO3 و KNO3 در برخی از سطوح زمانی سبب مقداری افزایش در طول ریشه‌چه و ساقه‌چه در شرایط تنش گردید، اما از آنجا که این مقادیر را تقریباً به یک میزان افزایش داد، ضریب آلومتری در بذور پرایم شده تفاوت معنیداری با شاهد در تنش نشان نداد. بذور پرایم شده در شرایط بدون تنش نیز طول ریشه‌چه و ساقه‌چه کمتری نسبت به شاهد در آب داشتند، اما در این حالت، نسبت ساقه‌چه به ریشه‌چه همچنان ثابت ماند. بر اساس منابع، عوامل منتج به کاهش طول ساقه و ریشه در شرایط تنش، کاهش پتانسیل اسمزی محیط و مقدار آب سلول، تجمع یون‌های سمّی نظیر سدیم و کلر، کاهش مقدار فتوسنتز، تولید رادیکالهای آزاد و نیز کاهش مقدار فسفر دانسته شده (Overlach et al., 1993؛ Munns, 2002؛ (Blomster et al., 2011 و مشخص شده است که در مواجهه با تنش نمکی، اغلب رشد ساقه بیشتر از ریشه کاهش مییابد (Lauchli and Epstein, 1990) اما برخی گزارشها نیز گویای تأثیرپذیری منفی بیشتری در بخش ریشهها هستند Bar et al., 1997)؛ Ebadi Almas et al., 2013).

به طور کلی، غلظت‌های کمتر نمک، سبب اندکی افزایش طول در ریشهها می‌شود، در حالی که غلظت‌های بیشتر، از رشد طولی ریشهها میکاهند (Wang et al., 2009؛ (Zolla et al., 2010. بررسیها نشان داده است که کاهش رشد ریشه در واقع نتیجه ممانعت چرخه سلولی و کاهش اندازه مریستم انتهای ریشه است
(West et al., 2004). گزارشها همچنین بیانگر این است که در تنش‌های کوتاه مدت نیز طول ریشه کاهش یافته، اما مشاهده شده است که ظرفیت جذب ریشه برای جبران کاهش سطح جذب در این شرایط افزایش مییابد، در حالی که در تنش‌های طولانی مدت نمک، کاهش رشد ریشه و آسیب دیدن سلولهای آن نیز اتفاق افتاده، در نتیجه مشکلات عدم تعادل مقدار آب در گیاه و سمّیت یونی، سبب بروز آسیب و کاهش رشد در اندام‌های هوایی نیز میگردد (Wang et al., 2006).

از سوی دیگر، دلایل احتمالی کاهش رشد ریشه میتواند به تلاش گیاه برای کاهش دادن منطقه جذب فعال ریشه و به طور کلی سطح قابل جذب فعال ریشه در شرایط تنش نمکی و سمّیت یونی و نیز کاهش رشد مناطقی از ریشه بازگردد که به اجبار و به طور مستقیم با تغییرات و نوسانات محیطی در ارتباط هستند.

در نتایج مطالعه حاضر، مشابه پژوهش Ben Ahmed و همکاران (2001) وزن خشک ریشه‌چه نیز بر اثر اعمال تنش شوری بیشتر از ساقه‌چه کاهش یافت. بر اساس نظر پژوهشگران، این مسأله میتواند به افزایش و تجمع مقدار Na+ و Cl- و کاهش مقدار K+ در ریشهها نسبت داده شود. البته برخی مطالعات نیز نشان داده است که بر اثر تنش شوری، وزن خشک ساقه‌چه، بیشتر از ریشه‌چه کاهش یافته است (Rezai et al., 2013). بر اساس نظر Manaa و همکاران (2014)، کاهش وزن خشک کل گیاه میتواند به علت افزایش و تجمع مقدار Na+ و Cl- و کاهش مقدار K+ در ساقهها و اندامهای هوایی رخ دهد. بنابراین، چه در پاسخ به افزایش میزان شوری و چه در پاسخ به یک غلظت نمکی، گزارش‌های متفاوتی از میزان حساسیت ساقه و ریشه وجود دارد. اما به طور کلی، عقیده بر آن است که در گیاهان به ویژه در غلات، بین قدرت انتخاب و ورود یون K+ نسبت به یون Na+ به سلول و میزان مقاومت نسبت به تنش نمکی، یک رابطه خطی و مثبت وجود دارد و یک تفاوت معنیدار میتواند در میزان قدرت انتخاب اندام‌های هوایی در مقایسه با اندام‌های زیرزمینی وجود داشته باشد (Ben Ahmed et al., 2001).

گزارش‌ها نشان می‌دهد که پرایمینگ میتواند در افزایش درصد جوانه‌زنی نهایی و بنیه بذرهای حساس به تنش و ضعیف مؤثر واقع شود. بر اساس بررسیها، تیمار پرایمینگ با سالیسیلیک اسید، سبب افزایش درصد جوانه‌زنی، شاخص ویگور و مقدار کلروفیل‌های a و b در شرایط تنش شوری می‌شود (Khomari et al., 2014). بر اساس منابع، بر اثر پیش‌تیمار بذور با KNO3، افزایش درصد جوانه‌زنی و وزن خشک گیاهچه (Ahmadvand et al., 2012)، کاهش میانگین زمان جوانه‌زنی (Sheidaie et al., 2012) و افزایش سرعت جوانه‌زنی (Lara et al., 2014) مشاهده شده است.

نتایج پژوهش حاضر نشان می‌دهد که تنش شوری سبب افت درصد جوانه‌زنی (FGP) شده است، اما پرایمینگ 3 ساعته با Na2SiO3 و KNO3 در زمان‌های 3، 6 و 9 ساعت، همگی سبب ارتقای این شاخص در شرایط تنش شد.

تنش شوری میتواند از طریق کاهش پتانسیل اسمزی (Bliss et al., 1986) یا ایجاد سمّیت یونی (Hampson and Simpson, 1990)، یا از هر دو راه (Huang and Redmann, 1995) سبب افت میزان جوانه‌زنی بذور گردد. اما تیمار با KNO3 از طریق کاهش مقدار آغشتگی اولیه بذر به آب و تأمین زمان بیشتری برای ترمیم آسیب و نظم‌یابی مجدد غشاها، سبب بهبود وضعیت مقدار آب سلولها شده، جوانه‌زنی و ویگور بذر را افزایش می‌دهد. تأثیر پرایمینگ با سیلیکون در بهبود توانایی سیستم آنتیاکسیدانی سلول برای از بین بردن آثار سمّیت یونی و افزایش مقاومت به دهیدراتاسیون و بهبود وضعیت آب سلول نیز گزارش شده است (Ahmed et al., 2013). افزون بر این، به طور کلی پرایمینگ بذر سبب پیشبرد مراحل آمادهسازی بذر برای جوانه‌زنی و نیز طولانی شدن مرحله دوم در الگوی جذب آب توسط بذر میشود که در نتیجه آن بسیاری از وقایع مهم نظیر سنتز mRNAها، پروتئینها، افزایش مقدار سطح انرژی سلول، تعمیر DNA و غیره پیشرفت میکنند. به بیان دیگر، پرایمینگ چرخه سلولی را پیش برده، تا مرحله میتوز ارتقا می‌دهد (Varier et al., 2010)، که این فرآیندها میتواند در افزایش سرعت و میزان جوانه‌زنی کاملاً مؤثر باشد.

میانگین زمان جوانه‌زنی (MGT) نیز از حدود 1 روز در شاهد بدون تنش، به حدود 5/3 روز در شرایط شوری افزایش یافت اما پرایمینگ با Na2SiO3 در یکی از سطوح زمانی (6 ساعته) و KNO3 در همگی ترکیب‌های زمانی، سبب کاهش میانگین زمان جوانه‌زنی شد. بهبود میانگین سرعت جوانه‌زنی (MGR) در رابطه با تأثیر تیمارها، وضعیتی مشابه شاخص میانگین زمان جوانه‌زنی داشت و ضریب سرعت جوانه‌زنی (CVG) نیز توسط Na2SiO3 6 ساعته افزایش یافت. به طور کلی، هر سه شاخص ذکر شده نشان‌دهنده تأثیر پرایمینگ در جهت کاهش زمان و افزایش سرعت جوانه‌زنی و خروج ریشه‌چه در شرایط تنش است. اما بر اساس جدول 1 اختلافی نیز میان آنها در موارد جزیی نظیر معنیدار بودن تأثیر تیمارهای 12 ساعته Na2SiO3 و KNO3 وجود دارد. یک بررسی کلی روی دادههای این شاخص‌ها نشان می‌دهد که مقادیر این شاخص‌ها (MGR و CVG) در شاهد در آب، به ترتیب: 27/3، 2/3 برابر مقدار آنها در شاهد در تنش بود و برای MGT نیز زمان مورد نظر در شاهد در تنش، 3/3 برابر زمان جوانه‌زنی در شاهد در آب بوده است. این مقایسه بین شاخص‌هایی که در واقع بیانگر یک مفهوم هستند، نشان می‌دهد که علیرغم آن که مقادیر در نمونه‌های شاهد آنها تقریباً مشابه بوده و تفاوتهای جزیی دارد، اما در رابطه با تیمارها، معنیدار بودن تأثیر این شاخص‌ها میتواند متفاوت باشد. به همین دلیل، با آن که ارزیابی هر سه شاخص، که در واقع همگی بیانگر سرعت جوانه‌زنی هستند، ممکن است بیفایده به نظر برسد، اما بررسی و مقایسه فوق نشان می‌دهد که نتایج بررسی سه شاخص مزبور به ویژه در رابطه با تأثیر پرایمینگ 12 ساعته دارای تفاوت است.

بنابراین به نظر میرسد بررسی و محاسبه شاخص‌های مرتبط در زمینه تأثیر تیمارها سودمند است و می‌تواند به اطمینان محقق جهت گزینش بهترین تیمار بیافزاید. در همین رابطه، تیمار زمانی 12 ساعته در بهبود شاخص میانگین سرعت جوانه‌زنی و زمان لازم برای رسیدن به 50 درصد جوانه‌زنی در تنش، صرفاً در تیمار KNO3 مؤثر بود، در حالی که شاخص‌های درصد جوانه‌زنی، میانگین زمان جوانه‌زنی، ضریب سرعت جوانه‌زنی، ضریب آلومتری، شاخص ویگور یک و دو، اغلب در هر دو تیمار Na2SiO3 و KNO3 تأثیر منفی تیمار 12 ساعته را نشان دادهاند که در واقع شرایطی بدتر از شاهد در تنش را برای بذور نشان می‌دهد. بر همین اساس، به نظر می‌رسد که تیمارهای 12 ساعته نیترات پتاسیم و سیلیکون، برای پرایمینگ بذور یونجه رقم همدانی در جهت ایجاد تحمل به شوری، گزینه مناسبی نباشند. با وجود این، اگر بهبود وضعیت گیاهچه (و نه جوانه‌زنی بذر) از نظر میزان کلروفیل مورد نظر باشد، ترکیب تیماری 12 ساعته هر دو ماده نیز مفید به نظر میرسد.

بر اساس نتایج پژوهش حاضر، تنش شوری سبب کاهش معنیدار (p˂0.05) بنیه بذر یونجه شاهد در تنش، نسبت به شاهد در آب گردید. مقدار بنیه بذر، یعنی شاخص‌های ویگور یک و دو در اثر پرایمینگ با KNO3، 3 ساعته افزایش یافتند و به مقدار آن در شاهد در آب رسیدند.

همچنین، بر اساس منابع، پرایمینگ سبب میشود که بذور پرایم شده به جوانه‌زنی سریع و پیش رونده وادار شده و مقدار و یکنواختی گیاهچههای سبز شده در آنها بهبود یابد. ضریب یکنواختی جوانه‌زنی (CUG) در پژوهش حاضر، بر اثر اعمال شوری، از یک مقدار بیشینه در کشت شاهد بدون تنش به یک مقدار کمینه در شاهد در تنش رسید و به میزان 3/98 درصد کاهش یافت. پرایمینگ، سبب بهبود این شاخص در شرایط تنش نشد، اما کاشت بذور پرایم شده با تیمارهای 6 و 9 ساعته KNO3 در شرایط بدون تنش، به ترتیب موجب 18 و 27 درصد ارتقای این شاخص نسبت به شاهد در آب و افزایش یکنواختی کشت در شرایط طبیعی شد. نتایج، همچنین نشان داد که در اغلب موارد، شرایط بذور پرایم شده در آب، مشابه شاهد در آب بوده و در موارد کمتر، افت شاخص‌ها برای بذور پرایم شده در آب مشاهده گردید.

تنش شوری سبب کاهش مقادیر کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کاروتنوئید گردید، در حالی که پرایمینگ آنها را افزایش داد. کاهش مقدار کلروفیل در شوری زیاد میتواند به علت افزایش فعالیت آنزیم کلروفیلاز (Rao and Rao, 1981) یا تأثیر تخریبی رادیکالهای آزاد اکسیژن (ROS) تولید شده در شرایط تنش باشد (Navari-Izzo et al., 1990). افزایش مقدار کلروفیل گیاه بر اثر تیمارهای Na2SiO3 و KNO3 نیز میتواند دال بر تخفیف آثار تنش شوری و کاهش صدمه به کلروفیل باشد Lee et al., 2010)؛ Kumar et al., 2014).

بر اساس نظر پژوهشگران، به خوبی مشخص شده است که برای برخی گونههای گیاهی بالاتر بودن نسبت K+/Na+ ممکن است مهمتر از پایین نگه داشتن مقدار سدیم باشد (Cuin et al., 2003). اثر مثبت KNO3 میتواند به علت افزایش نسبت پتاسیم به سدیم در بذور پرایم شده باشد، گرچه استفاده از مونو پتاسیم فسفات (KH2PO4) باعث افزایش مقدار کلروفیل‌های a و b، به میزانی که KNO3آن را افزایش داد، نشد (Armand Torab and Madadkar Haghjou, 2015). بنابراین، به نظر میرسد عوامل دیگری سبب تأثیرگذاری KNO3 شده باشند. نتایج بررسی Lara و همکاران (2014) نشان داد که پرایمینگ بذور گوجهفرنگی با KNO3 سبب فعال‌سازی و نیز سنتز آنزیم نیترات ردوکتاز (NR) و تولید نیتریت/ نیتریک اکساید (NO) شد که علاوه بر افزایش جذب و متابولیسم آنیون نیترات، سنتز نیتریک اکساید و به راه افتادن مسیرهای سیگنالی را موجب میگردد. در تحقیق مزبور، همچنین فعال‌سازی سیستم آنتیاکسیدانی آنزیمی سلول در اثر تأثیر NO مشاهده شد که سبب مقابله بیشتر بذور با تنش گردید. بر اساس منابع، پتاسیم همچنین در برقراری تعادل پتانسیل غشا، تورگر سلولی و تنظیم فشار اسمزی، فعال‌سازی آنزیم‌های دخیل در سنتز پروتئین و کربوهیدرات با تحت تأثیر قرار دادن قابلیت نفوذ غشا، حرکت روزنهها و قطبیت غشا نقش دارد Preece and Read, 1993)؛ Maathuis and Sanders, 1996؛ Elumalai et al., 2002). در بیشتر تیمارها، Na2SiO3 در مقایسه با KNO3 تأثیرگذاری کمتری بر بهبود شاخص‌ها و القای تحمل بذر به تنش داشت، با این حال، در سه زمان پرایمینگ 3، 6 و 9 ساعت، توانست T50 یا زمان رسیدن به نصف جوانه‌زنی بذور را کاهش دهد. این ماده همچنین مقادیر کلروفیل‌ها را افزایش داد اما مقدار پرولین در اثر تیمار با آن افزایش نیافت. بررسیهای Lee و همکاران (2010) نشان داده است که تیمار گیاه سویا تحت تنش شوری با Na2SiO3 خارجی سبب افزایش رشد و توسعه گیاه شده و اثر تنش شوری را کاهش می‌دهد. بنابراین، احتمال میرود که کاهش مقدار پرولین در بذور پرایم شدهایکه در شرایط شوری قرار گرفتهاند، به دلیل افزایش تحمل بذور به شوری و کم شدن آثار سوء آن باشد، زیرا تنش شوری به طور مشخص مقدار پرولین را افزایش می‌دهد. البته با آن که تجمع پرولین در تنش اسمزی به خوبی اثبات شده است، اما هنوز یک توافق کلی در رابطه با نقش پرولین در پاسخ به تنش وجود ندارد Kavi Kishor et al., 2005) به نقل از Lee و همکاران (2010)). برتری قابل توجه مقدار پرولین در شاهد در تنش، به مقدار آن در شاهد در آب و نیز کاهش آن در بذور پرایم شده در جدول 2 مشاهده میگردد.

 

جمع‌بندی.

تنش شوری 200 میلی مولار کلرید سدیم سبب افت شاخص‌های جوانه‌زنی بذر و نیز رشد گیاهچه یونجه رقم همدانی گردید. ترکیب‌های تیماری حاوی KNO3 در بهبود شاخص‌های ارزیابی شده از تیمارهای Na2SiO3 مؤثرتر به نظر رسید. ترکیب‌های تیماری پرایمینگ با مدت زمانهای کمتری از هر دو تیمار (Na2SiO3 و KNO3)، در شرایط تنش شوری، سودمندتر از زمان‌های پرایمینگ 12 ساعته آنها بود، گرچه تیمارهای 3 و 6 ساعته Na2SiO3 و هر سه زمان (3، 6 و 9 ساعت) KNO3، در بهبود شاخص‌ها، دارای اهمیت بود. این امر که زمان تیمار یکی از مهم‌ترین عوامل تأثیرگذار بر کارآمدی پرایمینگ است، به این علت است که هر نمونه بذر در یک زمان ویژه، قادر است آمادگی لازم برای فعل و انفعالات بیوشیمیایی جوانه‌زنی در حین پرایمینگ را کسب نماید. بذور پرایم شده در شرایط بدون تنش (آب) اغلب وضعیتی مشابه بذور پرایم نشده در آب (شاهد در آب) داشتند. برخی موارد، از ارتقای شاخص‌ها بر اثر پرایمینگ حتی بیشتر از شاهد بدون تنش حکایت داشت. در مجموع، تیمارهای پرایمینگ سبب افزایش جوانه‌زنی، کاهش زمان جوانه‌زنی و افزایش رنگدانهها در شرایط تنش شوری شد که میتواند بیانگر افزایش سطح تحمل بذر یونجه به تنش شوری باشد.

 

سپاسگزاری.

نگارندگان از امور پژوهشی دانشگاه لرستان به خاطر حمایت مالی پژوهش حاضر سپاسگزاری می‌نمایند.

 

 

Abbasian, A. and Moemeni, J. (2013) Effects of salinity stress on seed germination and seedling vigor indices of two halophytic plant species (Agropyron elongatum and A. pectiniforme). International Journal of Agriculture and Crop Sciences 5(22): 2669-2676.

Afzal, I., Hussain, B., Basra, S. M. A. and Habib Ullah, S. (2011) Halopriming triggers higher germination potential and early seedling growth of tomato. Journal of Agriculture and Social Science 7(3): 105-108.

Ahmadvand, G., Soleimani, F., Saadatian, B. and Pouya, M. (2012) Effects of seed priming on germination and emergence traits of two soybean cultivars under salinity stress. International Research Journal of Applied and Basic Sciences 3(2): 234-241.

Ahmed, M., Kamran, A., Muhammad, A., Qadeer, U., Ahmed, Z. I. and Goyal, A. (2013) Silicon priming: a potential source to impart abiotic stress tolerance in wheat: A review. Australian Journal of Crop Science 7(4): 484-491.

Ali Mohammadizad, H., Khazaei, I., Ghafari, M., Fatehi Sinehsar, M. F. and Barzegar, R. (2013) Effect of salt and drought stresses on seed germination and early seedling growth of Nepeta persica. International Journal of Farming and Allied Sciences 2(21): 895-899.

Amooaghaei, R. (2011) The effect of hydro and osmopriming on alfalfa seed germination and antioxidant defenses under salt stress. African Journal of Biotechnology 10(33): 6269-6275.

Amoo-Zad-Khalili, Z., Mohamadi Todashki, M. R. and Eshraghi-Nejad, M. (2013) The effect of hydro and osmo (ZnSO4) priming on seed germination characteristics under salt (NaCl) stress on Silybum marianum (Milk thistle) seeds. International Journal of Agriculture and Crop Sciences 5(24): 2979-2984.

Arab, L. and Ehsanpour, A. A. (2012) Improvement of some physiological responses of alfalfa (Medicago sativa L.) under in vitro salt stress using triadimefon. Progress in Biological Sciences 3(1): 31-40.

Armand Torab, K. and Madadkar Haghjou, M. (2015) The effect of monopotassium phosphate priming on growth and germination in Medicago sativa. 1st National Conference of Agriculture, Koohdasht, Iran (in Persian).

Ashraf, M. and Foolad, M. R. (2005) Pre-sowing seed treatment a shotgun approach to improve germination, plant growth and crop yield under saline and non-saline conditions. Advances in Agronomy 88: 223-269.

Azooz, M. M. (2009) Salt stress mitigation by seed priming with salicylic acid in two faba bean genotypes differing in salt tolerance. International Journal of Agriculture and Biology 11(4): 343-350.

Bar, Y., Apelbaum, A., Kafkafi, U. and Goren, R. (1997) Relationships between chloride and nitrate and its effect on growth and mineral composition of avocado and citrus plants. Journal of Plant Nutrition 20(6): 715-731.

Bates, L. S., Waldren, R. P. and Teare, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and Soil 39(1): 205-207.

Batool, A., Ziaf, K. and Amjad, M. (2015). Effect of halo-priming on germination and vigor index of cabbage (Brassica oleracea var. capitata). Journal of Environmental and Agricultural Sciences 2(7): 1-8.

Ben Ahmed, H., Zid, E. and Grignon, C. (2001) Salt sensitivity and K/Na selectivity in Setaria verticillata. Plant Nutrition 92: 418-419.

Berg, W. K., Cunningham, S. M., Brouder, S. M., Joern, B. C., Johnson, K. D. and Volenec, J. J. (2005) Influence of phosphorus and potassium fertilization on alfalfa yield and yield components. Crop Science 45(1): 297-304.

Bliss, R. D., Plattaloia, K. A. and Thomson, W. W. (1986) Osmotic sensitivity in relation to salt sensitivity in germinating barley seeds. Plant Cell and Environment 9(9): 721-725.

Blomster, T., Salojärvi, J., Sipari, N., Brosché, M., Ahlfors, R., Keinänen, M., Overmyer, K. and Kangasjärvi, J. (2011) Apoplastic reactive oxygen species transiently decrease auxin signaling and cause stress-induced morphogenic response in Arabidopsis. Plant Physiology 157(4): 1866-1883.

Bradford, K. J. (1986) Manipulation of seed water relations via osmotic priming to improve germination under stress conditions. Horticultural Science 21(5): 1005-1112.

Chen, K. and Arora, R. (2011) Dynamics of the antioxidant system during seed osmopriming, post-priming germination and seedling establishment in Spinach (Spinacia oleracea). Plant Science 180(2): 212-220.

Chen, K. and Arora, R. (2013) Priming memory invokes seed stress-tolerance. Environmental and Experimental Botany 94: 33-45.

Chutipaijit, S., Cha-um, S. and Sompornpailin, K. (2011) High contents of proline and anthocyanin increase protective response to salinity in Oryza sativa L. spp. indica. Australian Journal of Crop Science 5(10): 1191-1198.

Cuin, T. A., Miller, A. J., Laurie, S. A. and Leigh, R. A. (2003) Potassium activities in cell compartments of salt-grown barley leaves. Journal of Experimental Botany 54(383): 657-661.

Darvishi, B., Poustini, K. and Tavakol-Afshari, R. (2005) Photosynthetic reaction of four native cultivars of alfalfa of Iran to salinity stress. Journal of Agriculture Science of Iran 36(6): 1529-1538 (in Persian).

De Castro, R. D., van Lammeren, A. A., Groot, S. P., Bino, R. J. and Hilhorst, H. W. (2000) Cell division and subsequent radicle protrusion in tomato seeds are inhibited by osmotic stress but DNA synthesis and formation of microtubular cytoskeleton are not. Plant Physiology 122(2): 327-336.

Dobrenz, A., Robinson, D. and Smith, S. (1986) Improving the germination salt tolerance of alfalfa. In: Forage and Grain Reports. Univeristy of Arizona, Cooperature Extension Service press, Arizona.

Ebadi Almas, D., Bagherikia S. and Mahdavi Mashaki, K. (2013) Effects of salt and water stresses on germination and seedling growth of Artemisia vulgaris L.. International Journal of Agriculture and Crop Sciences 56(11): 762-765.

Elumalai, R. P., Nagpal, P. and Reed, J. W. (2002) A mutation in the Arabidopsis KT2/KUP2 potassium transporter gene affects shoot cell expansion. Plant Cell 14(1): 119-131.

Farooq, M., Aziz, T., Basra, S. M. A., Cheema, M. A. and Rehman, H. (2008) Chilling tolerance in hybrid maize induced by seed priming with salicylic acid. Journal of Agronomy and Crop Science 194(2): 161-168.

Hampson, C. R. and Simpson, G. M. (1990) Effects of temperature, salt and osmotic potential on early growth of wheat (Triticum aestivum) germination. Canadian Journal of Botany-Revue Canadienne De Botanique 68(3): 524-528.

Hasanuzzaman, M., Nahar, K. and Fujita, M. (2013) Plant response to salt stress and role of exogenous protectants to mitigate salt-induced damages. In: Ecophysiology and responses of plants under salt stress (Eds Ahmad, P., Azooz, M. M. and Prasad, M. N. V.) 25-87. Springer, New York.

http://www.maj.ir/portal/File/ShowFile.aspx?ID=95f9affc-8eb0-44f8-8113-1a23cf5bb07c. Retreived from: www.maj.ir On: 27 June 2015.

Huang, J. and Redmann, R. E. (1995) Salt tolerance of Hordeum and Brassica species during germination and early seedling growth. Canadian Journal of Plant Science 75(4): 815-819.

Jisha, K. C. and Puthur, J, T. (2014) Halopriming of seeds imparts tolerance to NaCl and PEG induced stress in Vigna radiata (L.) Wilczek varieties. Physiology and Molecular Biology of Plants 20(3): 303-312.

Jones, K. W. and Sanders, D. C. (1987) The influence of soaking pepper seed in water or potassium salt solutions on germination at three temperatures. Journal of Seed Technology (USA) 11(1): 97-102.

Kader, M. A. (2005) A comparison of seed germination calculation formulae and the associated interpretation of resulting data. Royal Society of New South Wales 135: 65-75.

Kavi Kishor, P. B., Sangam, S., Amrutha, R. N., Sri-Laxmi, P., Naidu, K. R., Rao, K. R. S. S., Rao, S., Reddy, K. J., Theriappan, P. and Sreenivasulu, N. (2005) Regulation of proline biosynthesis, degradation, uptake and transport in higher plants: Its implications in plant growth and abiotic stress tolerance. Current Science 88: 424-438.

Kayani, S. A., Nagvi, H. and Ting, I. P. (1990) Salinity effects on germination and mobilization of reserves in jojob seed. Crop Science 30(3): 704-708.

Keiffer, C. and Ungar, I. (1997) The effect of extended exposure tohypersaline conditions on the germination of five inland halophyte species. American Journal of Botany 84: 104-111.

Khodabandeh, N. (2009) Cultivation of forage plants. Nashr-e-Elm-e-Keshavarzi Press, Tehran (in Persian).

Khomari, S., Soltani-nezhad, M. and Sedghi, M. (2014) Effect of seed vigour and pretreatment on germinability and seedling growth of safflower under drought and salinity conditions. International Journal of Farming and Allied Sciences 3(12): 1229-1233.

Kumar, S., Bose, B. and Pradhan, N. (2014) Potassium nitrate priming affects the activity of nitrate reductase and chlorophyll content in late sown sesame (Sesamum indicum L.). Trends in Biosciences 7: 4466-4470.

Labouriau, L. G. (1970) On the physiology of seed germination in Vicia graminea Sm. I. Anais da Academia Brasileira de Ciências 42: 235-262.

Lara, T. S., Lira, J. M. S., Rodrigues, A. C., Rakocevic, M. and Alvarenga, A. A. (2014) Potassium nitrate priming affects the activity of nitrate reductase and antioxidant enzymes in tomato germination. Journal of Agricultural Science 6(2): 72-80.

Lee, S. K., Sohn, E. Y., Hamayun, M., Yoon, J. Y. and Lee, I. J. (2010) Effect of silicon on growth and salinity stress of soybean plant growth under hydroponic system. Agroforestry Systems 80(3): 330-340.

Lichtenthaler, H. K. (1987) Chlorophylls and carotenoids pigments of photosynthetic biomembrane. Methods of Enzymology 148: 350-382.

Maathuis, F. J. M. and Sanders, D. (1996) Mechanisms of potassium absorption by higher plant roots. Physiologia Plantarum 96(1): 158-168.

Manaa, A., Mimouni, H., Terras, A., Chebil, F., Wasti, S., Gharbi, E. and Ben Ahmed, H. (2014) Superoxide dismutase isozyme activity and antioxidant responses of hydroponically cultured Lepidium sativum L. to NaCl stress. Journal of Plant Interactions 9(1): 440-449.

Moemeni, A. (2010) Geographical distribution and salinity levels of soil resources of Iran. Journal of Soil Researches (Soil and Water Sciences) 24: 203-215 (in Persian).

Munns, R. (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell and Environment 25(2): 239-250.

Najari, S., Sepehri, A., Seyedi, M. and Zahedi, M. (2011) Effect of osmo priming sodium carbonate in different cultivars seeds of Medicago sativa L. under salt stress. 1st National Conference of New Topics in Agriculture, University of Saveh, Saveh, Iran (in Persian).

Nakagami, H., Pitzschke, A. and Hirt, H. (2005) Emerging MAP kinase pathways in plant stress signaling. Trends in Plant Science 10(0037): 339-346.

Nakaune, M., Hanada, A., Yin, Y-G., Matsukura, C., Yamaguchi, S. and Ezura, H. (2012) Molecular and physiological dissection of enhanced seed germination using short-term low-concentration salt seed priming in tomato. Plant Physiology and Biochemistry 52: 28-37.

Navari-Izzo, F., Quartacci, M. F. and Izzo, R. (1990) Water-stress induced changes in protein and free amino acids in field grown maize and sun flower. Plant Physiology and Biochemistry 28(4): 531-537.

Norouzi Haroni, N., Tabari, M. and Dey, D. (2015) Effect of halopriming treatment on seed germination and seedling emergence of Judas tree (Cercis siliquastrum L., Caesalpiniaceae) from Zanjan, Iran. African Journal of Agricultural Research 10(23): 2355-2362.

Overlach, S., Diekmann, W. and Raschke, K. (1993) Phosphate translocator of isolated guard-cell chloroplasts from Pisum sativum L. transport glucose-6-phosphate. Plant Physiology 101(4): 1201-1207.

Pitman, M. G. and Läuchli, A. (2002) Global impact of salinity and agricultural ecosystems. salinity, environment plants molecules. Kluwer Academic Press, Dordrecht.

Preece, J. E. and Read, P. E. (1993) Mineral nutrition, the biology of horticulture crop. 2nd edition, John Wiley & Sons Inc., Hoboken, New Jersey.

Pujol, J. A., Calvo, F. J. and Ramírez-Díaz, L. (2000) Recovery of germination from different osmotic conditions by four halophytes from southeastern Spain. Annals of Botany 85(2): 279-286.

Ranal, M. A. and Santana, D. G. (2006) How and why to measure the germination process? Revista Brasileira de Botanical 29(1): 1-11.

Rao, G. G. and Rao, G. R. (1981) Pigment composition and chlorophyllase activity in pigeon pea (Cajanus indicus) and gingelly (Sesamum indicum) under NaCl salinity. Indian Journal of Experimental Biology 19: 768-770.

Rezai, S., Orojloo, M., Shirani Bidabadi, S. and Soleimanzadeh, M. (2013) Possible role of methyl jasmonate in protection to NaCl-induced salt stress in pepper cv. Green Hashemi. International Journal of Agriculture and Crop Sciences 6(17): 1235-1238.

Salehzade, H., Izadkhah Shishvan, M., Ghiyasi, M., Forouzin, F. and Abbasi Siyahjani, A. (2009) Effect of seed priming on germination and seedling growth of wheat (Triticum aestivum L.) Research Journal of Biological Sciences 4(5): 629-631.

Shams-Esfandabadi, R., Shariati, M. and Modares-Hashemi, S. M. (2005) Study of some dormancy breacking treatments in five pronances of Stipa barbata Desf. Journal of Biology of Iran 18(1): 48-59 (in Persian).

Shannon, M. (1984) Breeding selection and genetics of salt tolerance. In: Salinity tolerance in plants: strategies for crop improvement (Eds. Staples, R. C. and Toenniessen, G. H.) 300-308. John Wiley & Sons Inc., New York.

Sheidaie, S., Sadeghi, H., Yari, L., Oskouei, B. and Rahmani, M. (2012) Effect of seed treatments on germination indices of Sunflower (Helianthus annuus L.) hybrids under drought stress conditions. Technical Journal of Engineering and Applied Sciences 2(7): 157-161.

Singh, B. and Ushu, K. (2003) Salicylic acid induced physiological and biochemical changes in wheat seedlings under water stress. Growth Regulators 39(2): 137-141.

Smith, S. E. (1984) Salinity and the production of alfalfa. In: Plant and crop stress (Ed. Pessarakli, M.) Marcel Dekker Press, New York.

Soltani, A., Khodarahmpour, Z. and Ashraf Jafari, A. (2012) Study of genetic diversity tolerance to salinity stress in alfalfa (Medicago sativa L.) varieties basis on seedling growth. Journal of Crop Breeding 4(10): 29-45 (in Persian).

Summers, C. G. (1998) Integrated pest management in forage alfalfa. Integrated Pest Management Reviews 3: 127-154.

Taize, L. and Ziger, E. (2000) Plant physiology. 3rd edition. Sinauer Associates, Sunderland.

Timson, J. (1965) New method of recording germination data. Nature 207: 216-217.

Torabi, F., Majd, A. and Enteshari, S. (2012) Effect of exogenous silicon on germination and seedling establishment in Borago officinalis L.. Journal of Medicinal Plants Research 6(10): 1896-1901

Torabi, M., Halim, R. A., Sinniah, U. R. and Choukan, R. (2011) Influence of salinity on the germination of Iranian alfalfa ecotypes. African Journal of Agricultural Research 6: 4624-4630.

Torabian, A. R. (2010) Effect of salisylic acid on germination and growth of alfalfa (Medicago sativa L.) seedling under water potential loss at salinity stress. Plant Ecophysiology 2(4): 151-155.

Varier, A., Kuriakose Vari, A. and Dahlani, M. (2010) The subcellular basis of seed priming. Current Science 99(4): 450-456.

Wang, S., Guo, S., Li, J., Hu, X. and Jiao, Y. (2006) Effects of salt stress on the root growth and leaf water use efficiency of cucumber seedlings. Ying Yong Sheng Tai Xue Bao 17(10): 1883-1888.

Wang, Y., Li, K. and Li, X. (2009) Auxin redistribution modulates plastic development of root system architecture under salt stress in Arabidopsis thaliana. Journal of Plant Physiology 166(15): 1637-1645.

West, G., Inze, D. and Beemster, G. T. (2004) Cell cycle modulation in the response of the primary root of Arabidopsis to salt stress. Plant Physiology 135(2): 1050-1058.

Wojtyla, Ł., Kubala, S., Lechowska, K. and Garnczarska, M. (2013) Modulation of antioxidative metabolism in response to osmopriming in Brassica napus seeds improves germination under salt stress. Biotechnologia 94(3): 374-410.

Zhang, H., Irving, L. J., McGill, C. Matthew, C., Zhou, D. and Kemp, P. (2010) The effects of salinity and osmotic stress on barley germination rate: sodium as an osmotic regulator. Annals of Botany 106(6): 1027-1035.

Zolla, G., Heimer, Y. M. and Barak, S. (2010) Mild salinity stimulates a stress -induced morphogenic response in Arabidopsis thaliana roots. Journal of Experimental Botany 61(1): 211-224.