اثر همزیستی قارچ Piriformospora indica بر کمیت اسانس و برخی صفات فیزیولوژیک گیاه دارویی نعناع فلفلی در تنش شوری

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه زراعت، دانشکدة کشاورزی، دانشگاه صنعتی شاهرود، شاهرود، ایران

2 گروه زراعت، پژوهشکدة ژنتیک و زیست‌فناوری کشاورزی طبرستان، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران

چکیده

در پژوهش حاضر، تأثیر قارچ اندوفیت Piriformospora indicaبر برخی شاخص‌های فیزیولوژیک گیاه دارویی نعناع فلفلی در تنش شوری، با آزمایش مزرعه‌ای و به‏صورت فاکتوریل، در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی در سه تکرار بررسی شد. تیمارها شامل تلقیح با قارچ P. indica و چهار سطح شوری صفر، سه، شش و نه دسی‌زیمنس بر متر بودند. آبیاری با آب شور حاوی مخلوط آب دریای خزر و آب مقطر با چهار سطح شوری یاد‌شده انجام شد. وزن خشک برگ، میزان فنل کل، فلاونوئید، آنتوسیانین و فعالیت آنتی‌اکسیدانی کل، عملکرد اسانس، هدایت روزنه­ای و محتوای سدیم، فسفر، پتاسیم و نسبت سدیم به پتاسیم برگ سنجش شدند. نتایج نشان داد که افزایش تنش شوری؛ افزایش آنتوسیانین، فلاونوئید، محتوای سدیم و نسبت سدیم به پتاسیم برگ و کاهش محتوای فسفر و پتاسیم، وزن خشک برگ و عملکرد اسانس را باعث شد. تلقیح  قارچ P. indicaبه ریشة گیاه نعناع فلفلی به‌ترتیب افزایش 17 و 32 درصدی آنتوسیانین و فلاونوئید را نسبت به گیاهان شاهد موجب شد. همچنین تیمار قارچ به کاهش آثار منفی شوری بر هدایت روزنه‌ای، محتوای فسفر و پتاسیم، عملکرد اسانس و وزن خشک و محتوای سدیم برگ منجر شد. همزیستی قارچی در شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر، مقدار فنل کل برگ را 37 درصد و عملکرد اسانسرا 80 درصد نسبت به گیاهان شاهد افزایش داد. به نظر می رسد تلقیح قارچ P. indicaبه ریشه های گیاه دارویی نعناع فلفلی علاوه‌ بر تحریک سنتز ترکیبات فنولیک و اسانس، با افزایش جذب فسفر و پتاسیم تخفیف آثار تنش شوری را در این گیاه موجب می‌شود.
 

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effects of Piriformospora indica fungi symbiotic on the quantity of essential oil and some physiological parameters of peppermint in saline conditions

نویسندگان [English]

  • masome khalvandi 1
  • Mohamad reza amerian 1
  • hematollah pirdashti 2
  • mehdi baradaran firoozabadi 1
  • ahmad gholami 1
1 Department of Agronomy,Faculty of Agriculture,Shahrood University of Technology,Shahrood,Iran
2 Department of Agronomy, Genetic and Agricultural Biotechnology Institute of Tabarestan, Sari, Agricultural Sciences and Natural Resources University, Sari, Iran
چکیده [English]

In order to evaluate the effect of Piriformospora indica fungi inoculation on some physiological parameters of peppermint medicinal plant under salt stresses, a field experiment was arranged in a factorial experiment based on completely randomized design with three replications. Treatments including P.indica symbiosis and four salinity levels (irrigation with distilled water and the Caspian Sea water mixture at of 0, 3, 6 and 9 dS m-1). The measured parameters were leaf dry weight, leaf total phenolics, flavonoids, anthocyanins, radical scavenging, essential oil yield and the content of Na, P and K and stomatal conductance. Results showed that with increasing of salinity, the anthocyanins, flavonoids and Na content were increased, while P and K content, leaf dry weight and essential oil yield were decreased. The symbiotic fungi increased anthocyanins and flavonoids content by 17 and 31%, respectively as compared to the uninoculated control plants. Fungal treatment, reduced the negative effects of salinity on stomatal conductance, P and K content, leaf dry weight, essential oil yield and also decreased Na content in saline conditions. In 9 dS m-1 of salinity, fungi inoculation could increase total phenol content and essential oil yield up to 37 and 76%, respectively. It seems, the root inoculation of the peppermint medicinal plants with P. indica, stimulates the synthesis of phenolic compounds and essential oils, also increases the nutrient uptake which ameliorate the negative effects of salinity in the plant.
 
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Essential oils
  • Salinity
  • stomatal conductance
  • symbiotic fungus
  • total phenol

نعناع فلفلی (Mentha piperita) یکی از پرمصرف‌ترین گیاهان خانوادة نعناعیان (Labiataceae) است. آثار مفید این گیاه مربوط به ترکیبات موجود در اسانس آن است که به‌طور گسترده برای صنایع دارویی و محصولات غذایی استفاده می‌شود (Roodbari et al., (2013. این گیاه از نظر داروئی؛ اسپاسمولیتیک، کمک‌‌کنندة هضم غذا و سرشار از آنتی‌اکسیدان‌های غیر‌آنزیمی مانند ترکیبات فنلی است که در ویژگی آنتی‌اکسیدانی، ضد باکتریایی، ضد التهابی و سیستم دفاعی گیاه نقش مهمی دارند (Mousavi Nodoshan et al., 2010). عوامل متعددی از جمله تنش‌های محیطی (Gharib et al., 2014) تغییر در مقدار و کیفیت مواد موثر مانند آلکالوئید‌ها، گلیکوزیدها، استروئید‌ها، اسانس‌ و در‌‌نهایت، عملکرد گیاهان دارویی را موجب می‌شوند (Omid Beighi, 2011). همچنین شوری، یکی از مهم‌ترین تنش‌های محیطی، با افزایش یون‌های سمی مانند کلرید (Munns, 2002) به کاهش جذب آب و مواد مغذی (Parida and Das, 2005)، اختلال در فرایندهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی (Hajibagheri et (al., 2011و در نتیجه، کاهش رشد و تغییر بیوسنتز متابولیت‌های ثانویة (Alaei et al., 2014) گیاهان منجر می‌شود. گزارش‌های زیادی دربارة آثار تنش شوری بر عملکرد اسانس، متابولیت‌های ثانویه(Razmjoo et al., 2008; Roodbari et al., 2013; Aziz et al., 2008; (Ashraf et al., 2004 و زیست‌تودة گیاهان دارویی وجود دارد(Rahimi et al., 2012; Gharib et al., (2014. برای نمونه، برخی محققان در بررسی آثار تنش شوری بر نعناع، پونه (Roodbari et al., 2013; Aziz et al., 2008)، بابونه (Razmjoo et al., 2008) و علف هرز اسقف (Ashraf et al., 2004)، کاهش اسانس را گزارش کرده‌اند.

در سال‌های گذشته، پژوهشگران برای مقابله با پدیدة شوری، کاهش آثار زیان‌بار آن و بهبود عملکرد محصول به‌دنبال راهکارهای نوین مانند استفاده از ریزجانداران اندوفیت هستند. بدین‌منظور، استفاده از قارچ اندوفیت
P. indica یکی از راهبردهای نوین برای بهبود عملکرد گیاهان در شرایط نامطلوب محیطی مانند شوری آب و خاک مطرح شده است. این قارچاز ردة بازیدومیست‌ها، مشابه قارچ مایکوریز آربسکولار (Waller et al., 2005; (Varma et al., 1999 است و با ریشه‌های بسیاری از گیاهان، همزیست می‌شود (Rafiqi et al., 2013). این همزیستی، با روش‌های مختلف مانند افزایش رشد گیاه، بهبود جذب آب و مواد غذایی‌(Kari Dolatabadi et al., 2010; Zolfaghari et al., 2013)، و تحریک سیستم ایمنی گیاه (Jacobs et al., 2011) امکان توسعة کشت گیاه را در اقلیم‌هایی با تنش‌های زیستی و غیر‌زیستی مانند تنش شوری و خشکی فراهم می‌کند (Waller et al., 2005; Yaghoubian et al., 2014). برخی گزارش‌ها نشان می‌دهد که چنین رابطه‌ای افزایش ظرفیت آنتی‌اکسیدانی گیاه مارچوبه (Nahiyan and (Matsubara, 2012 و افزایش معنی‌دار رشد و تجمع آنتوسیانین را در گیاه دارویی ریحان (Lee and Scagel, 2009) و نعناع (Bagheri et al., 2014) موجب شد. همچنین این قارچ با ایجاد تغییرات درخور‌توجهی در فعالیت‌های آنزیمی و سازوکارهای فیزیولوژیک، به تجمع متابولیت‌های ثانویه مانند کاروتنوئیدها و پلی‌فنل‌ها در گیاهان میزبان منجر می‌شود (Bagheri et al., (2014. تلقیح این قارچ‌ها و حضور آن در ریزوسفر گیاهان، مانند ریحان (Zolfaghari et al., 2013)، نعناع (Ahmadi khoei et al., 2013) و رازیانه(Kari Dolatabadi et al., 2011) می‌تواند میزان اسانس را در این گیاهان افزایش دهد. در گیاهان مریم گلی، آویشن و پونة کوهی نیز مقدار مانول، تیمول و کارواکرول به‌طور چشمگیری بیشتر شد (Tarraf et al., 2015). استفاده از فناوری‌های مختلف کشت و کار برای افزایش بازده و عملکرد گیاهان و ممکن‌کردن استفاده از آب شور برای آبیاری، مدیریت ایدئال برای تامین تقاضای فزایندة مواد غذایی است. بنابراین، پژوهش حاضر با هدف ارزیابی تأثیر قارچ P. indica بر ویژگی‌های رشدی گیاه دارویی نعناع فلفلی در شرایط شور طراحی و انجام شد.

 

مواد و روش‌ها.

پژوهش حاضر، در مزرعة تحقیقاتی پژوهشکدة ژنتیک و زیست‌فناوری کشاورزی طبرستان واقع در دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری با عرض جغرافیایی 36 درجه و 39 دقیقة شمالی، طول جغرافیایی 53 درجه و چهار دقیقة شرقی و ارتفاع یازده متر پایین‌تر از سطح دریا اجرا شد. انجام این آزمایش به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی در سه تکرار و در سال زراعی 1394 بود. دو عامل بررسی‌شده شاملهمزیستی با قارچ P. indica (تلقیح با قارچ و بدون تلقیح) و چهار سطح شوری (آبیاری با آب شور حاوی مخلوط آب دریای خزر و آب معمول در غلظت‌های صفر، سه، شش و نه دسی‌زیمنس بر متر) بود. برخی از ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی خاک مزرعه و آب استفاده‌شده، در جدول 1 و 2 آورده شده است. سویة قارچ P. indica از آزمایشگاه قارچ‌شناسی دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری تهیه و در محیط کشت مایع کفر در پتریدیش به‌مدت دو هفته کشت شد؛ سپس به محیط‌کشت مایع، منتقل و به‌مدت دو هفته در انکوباتور با دمای 20 تا 25 درجة سانتیگراد و 50 دور در دقیقه در تاریکی قرار داده شد. ریزوم‌های نعناع فلفلی استفاده‌شده در این آزمایش از پژوهشکدة گیاهان دارویی جهاد دانشگاهی تهیه شد. ریزوم‌ها به دو قسمت بدون تلقیح و تلقیح با قارچ تقسیم شدند. ریزوم‌های تیمار تلقیح با قارچ، به‌مدت سه ساعت در سوسپانسیون قارچ (با غلظت 109 × 1 کلون بر میلی‌لیتر) غوطه‌ور شدند.

در تاریخ اول خرداد، ریزوم‌ها در کرت‌هایی با ابعاد 2×2 متر، فاصلة 25 سانتی‌متری روی ردیف و فاصلة 30 سانتی‌متری بین ردیف کشت شدند. بلافاصله پس از کاشت، آبیاری با آب غیرشور تا ظرفیت زراعی مزرعه انجام شد. در مدت رشد گیاهان، آبیاری با توجه به شرایط آب و هوایی منطقه به‌صورت قطره‌ای انجام شد؛ سپس تنش شوری در مرحلة شش‌برگی‌‌شدن بوته‌ها آغاز شد و تا ابتدای مرحلة گل‌دهی ادامه یافت. نمونه‌برداری‌ها برای صفات مد نظر، در ابتدای مرحلة گل‌دهی آغاز شد.

جدول 1- برخی از ویژگی فیزیکی و شیمیایی آزمایش خاک

شاخص

واحد

مقدار

بافت خاک

-

شنی- لومی

اسیدیته (pH)

-

26/7

هدایت الکتریکی (EC)

دسی‌زیمنس بر متر

63/0

کربن آلی

درصد

09/2

فسفر

میلی‌گرم برکیلوگرم

5/14

پتاسیم

میلی‌گرم بر کیلوگرم

270

نیتروژن

درصد

21/0

جدول 2- تجزیة شیمیایی آب دریا

شاخص

واحد

مقدار

هدایت الکتریکی (EC)

دسی‌زیمنس بر متر

15

اسیدیته (pH)

-

2/8

سدیم

میلی‌گرم بر لیتر

48/3768

پتاسیم

میلی‌گرم بر لیتر

11/77

کلسیم

میلی‌گرم بر لیتر

17

منیزیم

میلی‌گرم بر لیتر

5/54

 

پس از اعمال تنش شوری، اندازه‌گیری هدایت روزنه‌ای در آخرین برگ توسعه‌یافته، با دستگاه پرومتر (مدل 540-026/01، شرکتELE International ، United Kingdom) بین ساعات 10 تا 12 صبح انجام شد. میزان آنتوسیانین و فلاونوئید طبق روش Krizek و همکاران (1999)، به‌ترتیب در طول موج‌های 550 و 330 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل SPEKOL 1300، شرکت Analytic jena، کشور آلمان) خوانده‌شد.

برای تعیین مقدار ترکیبات فنل‌های کل از روش Meyers و همکاران (2003) با معرف فولین سیکالتو در طول موج 660 نانومتر و نمودار استاندارد گالیک اسید استفاده شد.  برای اندازه‌گیری ظرفیت تخریب رادیکال‌های فعال، ‌طبق روش Abe و همکاران (1998) مقدار 100 گرم از بافت تازة برگی با اتانول اسید 96 درصدکاملاً ساییده شد. پس از پنج دقیقه سانتریفیوژ با دور ۳۵۰۰، محلول رویی حاصل با محلول نیم میلی‌مولار 1- دی فنیل 2- پیکریل هیدرازیل مخلوط و میزان جذب پس از ۳۰ دقیقه تاریکی، در طول موج ۵۱۷ نانومتر خوانده شد؛ سپس ظرفیت تخریب رادیکال‌های فعال، با رابطة 1 محاسبه شد:

سپس ظرفیت تخریب رادیکال‌های فعال، با رابطة 1 محاسبه شد:

100×

رابطة 1

میزان فسفر با دستگاه اسپکتروفتومتر و میزان پتاسیم و سدیم با فلیم فتومتر (مدل PFP7، شرکت JENWAY flame، United Kingdom) با روش Jackson (1958) محاسبه شد. میزان اسانس با روش تقطیر و دستگاه کلونجر (مدل British Pharmacopoeia، شرکت Bibby Scientific، United Kingdom) اندازه‌گیری شد. در این روش میزان 100 گرم برگ خشک گیاه در بالن ریخته شد و به مقدار چهار برابر آن، آب مقطر به آن اضافه شد. برای بررسی همزیستی، قطعات یک سانتی‌متری از ریشه به‌مدت هفت دقیقه در محلول پتاسیم هیدروکسید ده درصد، رنگ‌بری و سپس با محلول پنج درصد جوهر و سرکه رنگ‌آمیزی شد (Vierheilig et(al., 1998. زمان اسانس‌گیری برای همة تیمارها 120 دقیقه بود. در پایان، داده‏های هر یک از صفات بررسی‌شده، با نرم‌افزار آماری SAS نسخة 1/9 تحلیل شدند. برای کمّی‏سازی و توصیف معادلات از تجزیة رگرسیونی و برازش معادله‌های خطی (رابطة 2) و دو تکه‏ای (رابطة 3) پیشنهاد شدة Bakhshandeh و همکاران (2012) استفاده شد.

y=b1x +a                                                    رابطة 2

y=b1x +a                                  اگر        x ≤ x0

y= (b1x0+a)+b2 (x-x0)               اگر        x > x0

رابطه 3

که در این معادلات، y، مقدار پیش‏بینی‏شده برای صفات مد نظر؛ a، مقدار ثابت در غلظت صفر کادمیم؛ x، غلظت کادمیم؛ x0، نقطة چرخش بین دو فاز معادله و b1 و b2، شیب تغییرات صفات (کاهشی یا افزایشی) به‌ترتیب در فاز یک و دو معادله هستند. رسم نمودار‌ها با نرم‌افزار صفحه‌گستر اکسل انجام شد.

نتایج

نتایج حاصل از تجزیة واریانس دادهها (جدول 3) نشان داد که تاثیر تنش شوری بر همة صفات بررسی‌شده در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود. اثر تیمار قارچ P. indica نیز در همة صفات، در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود. اثر متقابل قارچ و شوری نیز در صفات فعالیت آنتیاکسیدانی کل، هدایت روزنهای و محتوای سدیم و پتاسیم و نسبت سدیم به پتاسیم در سطح احتمال یک درصد و در صفات سرعت تعرق، عملکرد اسانس، وزن خشک برگ و محتوای فسفر و فنل کل برگ، در سطح احتمال پنج درصد معنی‌دار شد.

 

جدول 3- میانگین مربعات اثر تیمارهای بررسی‌شده بر رنگیزه‏های فتوسنتزی، صفات فیزیولوژیک و عملکرد اسانس گیاه نعناع فلفلی

ضریب تغییرات

(درصد)

خطای آزمایشی

S×P

قارچ (P)

شوری (S)

بلوک

منابع تغییر

14

3

1

3

2

درجة آزادی

3/6

0/23

0/8*

15/18**

97/32**

0/24

فنل کل برگ

2/7

0/15

0/05ns

23/6**

82/3**

17/0

فلاونوئید

11/8

0/24

0/26 ns

14/84**

5/66**

0/36

آنتوسیانین

7/8

8/5

94/08**

396/74**

486/2309**

82/10

ظرفیت آنتی‌اکسیدانی

7/2

0/0005

0/002*

0/148**

0/005**

0/0011

فسفر برگ

12/9

0/016

0/17**

1/125**

2/61**

0/0001

پتاسیم برگ

5/6

0/0006

0/036**

0/18**

0/74**

0/001

سدیم برگ

10/5

0/027

15/48**

36/69**

22/41**

057/0

نسبت سدیم به پتاسیم

6

0/417

3/32**

23/45**

221/86**

0/489

هدایت روزنه‌ای

6/6

0/0004

0/001*

0/032**

0/084**

0/002

سرعت تعرق

8/3

3763/28

15533/79*

481955/71**

448550/82**

92/8727

وزن خشک برگ

13/7

4/19

23/26*

504/4**

569/33**

01/6

عملکرد اسانس

* و ** به‌ترتیب معنی‌دار در سطح احتمال پنج و یک درصد

 


همزیستی ریشه: تصاویر میکروسکوپی ریشه نشان داد که میسلیوم قارچ در اپیدرم و سلول‌های قشر ریشه نفوذ کرد و کلامیدوسپور‌های گلابی‌ شکل به‌صورت گروهی در خوشه‌های منظم و نامنظم در فضای بین سلولی و درون سلولی ریشه تشکیل شدند (شکل 1).

 

A

          

شکل 1- کلامیدوسپورها (A) و هیف‌های (B) قارچ‌ P. indica (نقاط سیاه رنگ که با فلش مشخص شده‌اند) در سلول‌های ریشة نعناع فلفلی

 


فنل کل برگ:برای توصیف برهم‌کنش اثر شوری و قارچ بر محتوای فنل کل در تیمار شاهد (بدون تلقیح) از معادلة رگرسیونی دو تکه‌ای استفاده شد؛ اما نمودار تغییرات فنل کل در تیمار تلقیح با قارچ به‌صورت خطی بود (شکل 2، جدول 4). بنابراین، محتوای فنل کل نسبت به تنش شوری در دو گروه تیمار قارچی، متفاوت بود. با افزایش غلظت شوری آب آبیاری از صفر تا 6 دسی‌زیمنس بر متر، محتوای فنل کل در هر دو تیمار زیستی روند افزایشی داشت؛ ولی با افزایش بیشتر شوری از 6 تا 9 دسی‌زیمنس بر متر، در تیمار قارچی،این روند افزایشی ادامه داشت؛ ولی در تیمار شاهد به‌صورت کاهشی و با شیب 08/1- واحد کاهش یافت.

 

 

شکل 2- نمودار پاسخ صفات محتوای فنل کل برگ گیاه نعناع فلفلی به غلظت‌های مختلف شوری در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیت P. indica- مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

 

 

 

 

 

جدول 4- معادلة مناسب توصیف‏کنندة اثر همزیستی قارچ اندوفیت P. indica بر روند تغییرات فنل کل برگ، ظرفیت آنتی‌اکسیدانی، هدایت روزنه‌ای، تعرق، وزن خشک برگ و عملکرد اسانس گیاه نعناع فلفلی در غلظت‌های مختلف شوری

تلقیح با قارچ

شاهد (بدون تلقیح)

صفات

y = 0.5583x + 11.6
R² = 0.95  P= 0.009 

y = 0.803x + 8.58           if x≤ 5.98

y = -1.0867x + 5.98        if x> 5.98

R2= 0.99  P<0.0001   RMSE=0.001

فنل کل

y = 5.1457x + 19.437
R² = 0.99  P<0.001 

y = 3.614x + 16.366         if x≤ 6.2

y = -3.519 x + 28.7728     if x> 6.2

R2= 0.97  P<0.01   RMSE =1.59

ظرفیت آنتی‌اکسیدانی

y = -0.8311x + 19.52         if x≤ 3

y = -2.0967x + 17.0267     if x> 3
R² = 0.99  P=0.002  RMSE =0.17

y = -1.327x + 15.434 
R2= 0.98  P<0.0001

هدایت روزنه‌ای

y = -0.00556x +0.5           if x≤ 3

y = -0.0533x + 0.4833      if x> 3    

R² = 0.99  P=0.0004  RMSE =0.005

y= -0.02x + 0.393           if x≤ 5.73

y =-0.0454 x +0.2784     if x> 5.73
R² = 0.99  P<0.0001  RMSE =0.002

تعرق

y = -68.235x + 1184.7
R² = 0.97

y= -62.5557X + 896.633  if x≤ 5.04

y = -119.5X+581.3523     if x>5.04
R² = 0.99  P=0.0007  RMSE =48.39

وزن خشک برگ

y = -4.2719x + 34.352      if x≤ 3.58

y = -1.6945 x + 19.0428   if x> 3.58 
R² = 0.99  P<0.0001  RMSE =0.002

y = -20.2908x + 19.443
R² = 0.98

عملکرد اسانس

 


آنتوسیانین و فلاونوئید برگ: در این آزمایش، برهم‌کنش بین قارچ و شوری بر این صفات تاثیر معنی‌دار نداشت (جدول 3). بر اساس نتایج حاصل از برازش نمودار، با افزایش غلظت شوری، دو صفت آنتوسیانین و فلاونوئید برگ به‌صورت خطی به‌ترتیب با شیب 7/0 و 6/0 واحد افزایش یافتند؛ به‌طوری‌که بیشترین میزان آنتوسیانین و فلاونوئید برگ (به‌ترتیب حدود 37 و 28 درصد افزایش نسبت به شاهد) در شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر مشاهده شد (شکل 3).

مقایسة میانگین اثر تیمار قارچی بر میزان آنتوسیانین نشان داد که کاربرد قارچ اندوفیت میزان آنتوسیانین برگ را حدود 17 درصد نسبت به شاهد افزایش داد که این تفاوت در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (شکل 4-A). همچنین شکل 4-B نشان داد که میزان فلاونوئید متأثر از کاربرد قارچ اندوفیت به صورت معنی‌داری (حدود 31 درصد نسبت به شاهد) افزایش یافت.

 

         

شکل 3- روند تغییرات آنتوسیانین (A) و فلاونوئید (B) در پاسخ به افزایش شوری خاک در برگ گیاه نعناع فلفلی- مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

               

شکل 4- میزان آنتوسیانین (A) و فلاونوئید برگ (B) در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیت P. indica - مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD است. حروف غیر مشترک بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار با استفاده از آزمون LSD است.

 


ظرفیت آنتی‌اکسیدانی: نمودار روند تغییرات ظرفیت آنتی‌اکسیدانی در پاسخ به افزایش شوری در عدم تلقیح با قارچ به صورت دوتکه‌ای و در تیمار تلقیح قارچ P. indica به‏صورت خطی بود (شکل 5-B، جدول 4).در گیاهان همزیست‌نشده، با افزایش تنش شوری از غلظت صفر تا 6 دسی‌زیمنس بر متر روند تغییرات ظرفیت آنتی‌اکسیدانی به‌صورت افزایشی (614/3 واحد) بود؛ ولی در ادامه (از 6 تا 9 دسی‌زیمنس بر متر) با شیب 51/3- واحد کاهش یافت. روند تغییرات ظرفیت آنتی‌اکسیدانی در تیمار قارچی به‌صورت افزایشی بود. با افزایش غلظت شوری، ظرفیت آنتی‌اکسیدانی با شیب 43/15 واحد به‌صورت خطی افزایش یافت و بیشترین میزان آن (با حدود 57 درصد افزایش نسبت به شاهد) در غلظت شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر مشاهده شد. علاوه‌بر‌ این، در پژوهش حاضر فعالیت آنتی‌اکسیدانی با میزان فنل رابطة مستقیم داشت (01/0>P ، **88/0 =r)؛ به‌طوری‌که گیاهانی که ترکیبات فنلی بیشتری داشتند، فعالیت ضد رادیکال‌های آزاد بیشتری نشان دادند (شکل 6).

 

شکل 5- نمودار پاسخ ظرفیت آنتی‌اکسیدانی گیاه نعناع فلفلی به غلظت‌های مختلف شوری در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیتP. indica - مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

 

شکل 6- رابطة بین محتوای فنل کل و ظرفیت آنتی‌اکسیدانی کل در برگ نعناع فلفلی

 

هدایت روزنه‌ای و سرعت تعرق: روند تغییرات سرعت تعرق نیز در پاسخ به افزایش شوری آب آبیاری بهصورت معادلة دوتکهای بود و کاهش معنیدار سرعت تعرق در هر دو گروه تیمار قارچی به‌ویژه در تنش شوری زیاد مشهود بود. بیشترین تعرق در غلظت صفر شوری مشاهده شد و با افزایش غلظت شوری از صفر تا 6 دسی‌زیمنس بر متر در تیمار بدون تلقیح، روند تغییرات آن به‌صورت کاهشی (02/0- واحد) بود؛ سپس با شیب بیشتری (045/0- واحد) کاهش یافت. از سویی، میزان تعرق در تیمار هم‌زمان همزیستی قارچی و تنش شوری، با شیب حدود 005/0- کاهش یافت؛ به‌طوری‌که با افزایش غلظت شوری با شیب حدود 05/0- واحد کاهش یافت. با وجود این، با افزایش شوری تا
9 دسی‌زیمنس بر متر تفاوت معنی‌داری بین میزان تعرق در برگ گیاهان تلقیح‌شده با قارچ و بدون تلقیح مشاهده نشد (شکل 7-A).

میزان هدایت روزنه‌ای با افزایش شوری از صفر تا
9 دسی‌زیمنس بر متر در هر دو تیمار شاهد و تیمار قارچی روند کاهشی داشت. در شوری صفر تا 6 دسی‌زیمنس بر متر میزان هدایت روزنه‌ای برگ گیاهان همزیست‌شده با قارچ شبه‌میکوریز بیشتر از تیمار بدون تلقیح بود؛ اما در تیمار بدون قارچ، هدایت روزنه‌ای به‏صورت معادلة خطی با شیب 32/1- واحد کاهش یافت. با وجود این، با افزایش شوری تا 9 دسی‌زیمنس بر متر تفاوت معنی‌داری بین میزان هدایت روزنه‌ای در برگ گیاهان تلقیح‌شده با قارچ و تیمار بدون تلقیح مشاهده نشد (شکل 7-B).


 

شکل 7- نمودار پاسخ صفات تعرق (A) و هدایت روزنه‌ای برگ (B) گیاه نعناع فلفلی به غلظت‌های مختلف شوری در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیت P. indica- مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

 


وزن خشک برگ:روند تغییرات وزن خشک برگ در تیمار شاهد (بدون تلقیح) به‌صورت معادلة دو‏تکه‏ای و کاهشی بود؛ اما در تیمار تلقیح با قارچ
P. indica این کاهش روند خطی داشت
(شکل 8-A). افزودن قارچ اثر مثبتی بر میزان وزن خشک برگ در همة غلظت‌های شوری داشت. در تیمار شاهد شیب تغییرات وزن خشک در غلظت‌های اندک شوری کمتر بود و به‌تدریج با افزایش غلظت شوری شیب تغییرات افزایش یافت به‌طوری‌که بیشترین اثر افزایشی قارچ در غلظت شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر با 65 درصد افزایش نسبت به شاهد مشاهده شد.


            

شکل 8- نمودار پاسخ صفات وزن خشک برگ (A) و عملکرد اسانس (B) گیاه نعناع فلفلی به غلظت‌های مختلف شوری در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیت P. indica- مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

 


عملکرد اسانس: دربارة عملکرد اسانس بیشترین پاسخ مثبت گیاه در غلظت صفر شوری مشاهده شد و از 4/19 لیتر در هکتار در غلظت صفر به 93/1 لیتر در هکتار در غلظت شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر رسید. به‌عبارت‌دیگر، تلقیح قارچ در افزایش 37/43 تا 44/80 درصدی عملکرد اسانس گیاه دارویی نعناع فلفلی نقش داشت. این روند تغییرات عملکرد اسانس در پاسخ به افزایش شوری آب آبیاری در تیمار شاهد (بدون تلقیح) به‌صورت خطی و در تیمار تلقیح با قارچ P. indica، از نوع معادلة دو تکه‌ای بود (شکل 8-B، جدول 4). گیاهان همزیست‌شده با قارچ شبه‌میکوریز، با افزایش شوری آب آبیاری عملکرد اسانس برگ بیشتری نسبت به گیاهان شاهد داشتند (شکل 8-B)؛ به‌طوری‌که میزان اسانس در تیمار قارچی در غلظت‌های اندک شوری با شیب زیاد (27/4-) و سپس با افزایش غلظت‌های شوری، با شیب کمتری (69/1-) کاهش یافت. براساس یافته‌ها بین عملکرد اسانس و عملکرد مادة خشک برگ رابطة‌ خطی و مثبتی (01/0>P، **96/0 =R2) مشاهده شد؛ به‌طوری‌که با هر واحد افزایش مادة خشک برگ، میزان عملکرد اسانس 043/0 واحد افزایش یافت (شکل 9).

 

شکل 9- رابطة بین درصد وزن خشک برگ و عملکرد اسانس در نعناع فلفلی

فسفر، پتاسیم، سدیم و نسبت سدیم به پتاسیم: براساس یافته‌ها، روند تغییرات میزان فسفر و پتاسیم برگ در پاسخ به افزایش شوری آب آبیاری در تیمار‌های شاهد (بدون تلقیح) و تلقیح با قارچ
P. indica معادلة دو‌تکه‌ای و کاهشی بود؛ تنها محتوای فسفر برگ در تیمار شاهد روند خطی داشت (شکل 10، جدول 5). با افزایش شوری، محتوای فسفر برگ به‌طور معنی‌داری کاهش یافت (شکل 10-A). با وجود این، تغییرات محتوای فسفر برگ در پاسخ به تنش شوری در غلظت‌های مختلف تیمار زیستی متفاوت بود. در تیمار همزیست با قارچ، محتوای فسفر برگ از شوری صفر تا سطح 3 دسی‌زیمنس بر متر روند افزایشی و سپس در ادامه (از 3 تا 9 دسی‌زیمنس بر متر) با شیب‌ 021/0- واحد کاهش یافت (شکل 10-A)؛ درحالی‌که در تیمار شاهد، روند تغییرات آن همواره کاهشی بود. با این‌حال در همة غلظت‌های شوری، محتوای فسفر برگ در تیمار همزیستی با قارچ بیشتر از تیمار شاهد بود (شکل 10-A، جدول 5).

محتوای پتاسیم برگ با افزایش غلظت‌های شوری در هر دو تیمار زیستی روند کاهشی داشت. کمترین میزان پتاسیم برگ در سطح شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر مشاهده شد. با وجود این در گیاهان همزیست‌شده، تقریباً در همة غلظت‌های شوری محتوای پتاسیم برگ نسبت به تیمار بدون تلقیح بیشتر بود (شکل 10-B، جدول 5).

 

          

شکل 10- نمودار پاسخ صفات فسفر (A) و پتاسیم برگ (B) گیاه نعناع فلفلی به غلظت‌های مختلف شوری در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیت P. indica - مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

جدول 5- معادلة مناسب توصیف‌کنندة اثر همزیستی قارچ اندوفیت P. indica بر روند تغییرات عناصر برگ در پاسخ به افزایش شوری خاک در برگ گیاه نعناع فلفلی

نام صفت

تیمار زیستی

تلقیح با قارچ

شاهد

y = 0.0217x + 0.38          if x≤ 3   

y =-0.0217x + 0.4451      if x> 3   
R² = 0.86  P=0.03  RMSE=0.024

y = -0.0105x + 0.2815

R² = 0.91  P=0.02

فسفر

y = -0.1617x + 1.95          if x≤ 6.11

y = -0.00196x + 0.8941    if x> 6.11  

R² = 0.99     p< 0.001   RMSE =0.031  

y= -0.9091x + 7.2        if x≤ 6.32
y =-0.1971X+4.4727   if x> 6.32

R² = 0.99    p>0.0004  RMSE=0.023

پتاسیم

y = 0.0267x + 011           if x≤ 3

y = 0.1167x + 0.2464      if x> 3   
R² = 0.99  P<0.0001  RMSE =0.005

y = 0.1037x + 0.106

R² = 0.98  P=0.002 

سدیم

y = 0.0157x + 0.056       if x≤ 3   

y = 0.1083x + 0.1032     if x> 3

R² = 0.96       p< 0.01    RMSE =0.031     

y= 0.093x + 0.093         if x≤ 3

y = 1.2323X+0.2817     if x> 3

R² = 0.98     p>0.005  RMSE=0.023     

نسبت سدیم به پتاسیم

 

 

برخلاف فسفر و پتاسیم، روند پاسخ سدیم برگ در هر دو تیمار قارچی نسبت به تغییرات شوری به‌صورت افزایشی بود.این روند تغییرات در تیمار بدون تلقیح به‏صورت خطی و در تیمار تلقیح قارچ P. indica به‏صورت معادلة دوتکه‏ای بود. با افزایش غلظت‌های شوری، شیب نمودار پاسخ سدیم برگ نیز افزایش یافت و در شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر به بیشترین مقدار خود رسید. با وجود این، گیاهانی که با قارچ، همزیست شده بودند کاهش درخور‌توجهی در محتوای سدیم برگ داشتند؛ به‌طوری‌که میزان اختلاف صفت یاد‌شده در غلظت شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر در همزیستی قارچی و بدون همزیستی (3/33 درصد) بسیار درخور توجه بود (شکل 11، جدول 5). براساس یافته‌ها، بین میزان سدیم برگ و جذب پتاسیم (شکل 12-A) و فسفر (شکل 12-B) برگ رابطة خطی و منفی مشاهده شد. بنابراین با هر واحد سدیم، میزان جذب پتاسیم، 5/1 واحد و فسفر، 1/0 واحد کاهش یافت.

بر اساس یافته‏ها، با افزایش غلظت شوری روند تغییرات نسبت سدیم به پتاسیم در تیمار تلقیح و بدون تلقیح قارچ به‌صورت دوتکه‏ای بود. نسبت سدیم به پتاسیم در غلظت‌های اندک شوری تغییر چندانی نکرد؛ ولی با ادامة افزایش غلظت شوری محیط به 9 دسی‌زیمنس بر متر برای تیمار بدون تلقیح و تیمار تلقیح قارچ میزان آن به‏ترتیب با شیب 23/1 و 1/0 واحد افزایش یافت. در مجموع، گیاهان تلقیح‌شده با P. indica نسبت سدیم به پتاسیم کمتری داشتند (شکل 11-B).

 

      

شکل 11- نمودار پاسخ محتوای سدیم برگ (A) و نسبت سدیم به پتاسیم (B) گیاه نعناع فلفلی به غلظت‌های مختلف شوری در شرایط تلقیح و بدون تلقیح با قارچ اندوفیت P. indica- مقادیر، میانگین سه تکرار ± STD، با استفاده از آزمون LSD و تجزیة رگرسیونی (مدل دو تکه‌ای و مدل خطی) است.

    

شکل 12- رابطة بین میزان سدیم و پتاسیم (A) و فسفر (B) در برگ نعناع فلفلی


بحث.

در پژوهش حاضر، شبکة قارچ به‌صورت بین‌سلولی و درون‌سلولی در اپیدرم سلول‌های ریشه تشکیل شد. Kost و Rexer (2013) گزارش کردند که کلامیدوسپورهای گلابی‌شکل به‌صورت گروهی و خوشه‌ای، از هیف‌های متورم‌شده در اطراف نخستین اسپور جوانه‌زده یا در انتهای شاخة کوتاه هیف توسعه می‌یابند. از سوی دیگر، افزایش شوری افزایش ترکیبات فنولیک برگ نعناع فلفلی را سبب شد و افزودن قارچ میزان این ترکیبات را 25 تا 37 درصد بهبود بخشید. به نظر می‌رسد در گیاه نعناع فلفلی واکنش دفاعی مناسب نسبت به افزایش شوری، افزایش بیوسنتز ترکیبات فنلی، فلاونوئید و آنتوسیانین باشد. همبستگی مثبت بین انباشتگی فنل کل (**86/0 =r)، فلاونوئید (**83/0 =r)، آنتوسیانین (**81/0 =r) و فعالیت آنتی‌اکسیدانی گواه این موضوع است. همچنین گیاهانی که ترکیبات فنلی بیشتری داشتند، فعالیت ضدرادیکال‌های آزاد بیشتری نشان دادند (داده‌ها نشان داده نشده است). فعالیت آنتی‌اکسیدانی فنل‌ها ناشی از فعالیت زیاد هیدروژن یا الکترون‌دهندگی آن‌ها است (Rice- Evance et al., 1997). فلاونوئیدها گروه مهمی از ترکیبات پلی‌فنولیک هستند که با روش تغییر‌دادن پراکسیداسیون سینتیک با تغییر دستور تراکم لیپید و کاهش سیالیت غشاء، افزایش فعالیت آنتی‌اکسیداتیو را موجب می‌شوند(Arora et al., (2002. علاوه‌بر‌این، آنتوسیانین‌ها گروهی از فلاونوئیدهای محلول در آب هستند که در یک نقطة پایانی در مسیر بیوسنتز فلاونوئیدها سنتز می‌شوند. این ترکیبات در شرایط تنش شوری، از یک سو محلول سازگار‌کنندة اسمزی هستند(Chaparzade et al., 2011) و از سوی دیگر با خاصیت آنتی‌اکسیدانی از گیاه در برابر گونه‌های فعال اکسیژن حفاظت می‌کنند. در بررسی‌های انجام‌شده بر تاثیر شوری بر میزان پلی‌فنل‌ها در گیاه رزماری نیز با افزایش غلظت شوری از 50 به 150 میلی‌مولار، محتوای پلی‌فنل‌ها بیشتر شد (Kiarostami et al., 2010). همچنین در پژوهشی دیگر بر گیاه دارویی بادرشبو، میزان فلاونوئید، آنتوسیانین و ترکیبات فنلی افزایش یافت و محافظت از گیاه را در تنش خشکی موجب شد(Abbaspoor et al., 2014). انباشتگی ترکیبات فنلی در برگ‌های ذرت و نخود در شرایط شور نیز بسیار بیشتر از گیاهانی بود که در وضعیت بدون تنش قرار داشتند(Hichem et al., 2009; Jovanka et al., 2013).

نتایج این پژوهش نشان داد که‌ همزیستی قارچی افزایش فنل کل، فلاونوئید و آنتوسیانین را موجب شده است (شکل‌های 2 و 4، جدول 4). همچنین در این ریزجانداران با افزایش تجمع این ترکیبات، فعالیت آنتی‌اکسیدانی نیز در غلظت‌های مختلف شوری، 17 تا 57 درصد افزایش یافت (شکل 6). به نظر می‌رسد ترکیبات فنولیک در تعاملات بین گیاهان و قارچ‌ها بیشتر تولید می‌شود. در‌واقع قارچ با ایجاد تغییرات درخور‌توجه در فعالیت‌های آنزیمی و ساز و‌ کارهای فیزیولوژیک درگیر، به تجمع پلی‌فنل‌ها در گیاهان میزبان منجر می‌شود (Bagheri et al, 2014). نتایج مشابهی مبنی بر افزایش تجمع آنتوسیانین در کاربرد قارچ میکوریز در گیاه ریحان(Lee, and Scagel, (2009 و نعناع(Bagheri et al., 2014; Ahmadi khoei et al., 2013) گزارش شده است. این نتایج بیان‌کنندة بهبود تحمل گیاهان تلقیح‌شده با قارچ نسبت به تنش شوری در مقایسه با گیاهان تلقیح‏نشده است.

در آزمایش حاضر، اعمال تنش شوری با کاهش میزان فسفر، پتاسیم، نسبت سدیم به پتاسیم و به‌ دنبال آن افزایش  محتوای سدیم برگ همراه بود (شکل‌های 10 و 11). یک رابطة منفی و معنی‌داری بین تجمع سدیم در برگ و کاهش محتوای فسفر و پتاسیم مشاهده شد (شکل 12). در تنش شوری به‌علت جذب زیاد یـون‌هـای سـدیم و کلر و اثر آن‌ها بر فرایندهایی مانند سنتز دیوارة سلولی، نفوذپذیری سلول‌های غشای ریشه کاهش می‌یابد و در جذب مواد غذایی از‌ جمله پتاسیم اختلال ایجاد می‌شود(Kaya et al., 2001; (Munuss, 2002; Hakim et al., 2014. علاوه بر این، شوری با دخالت در عمل ناقل‌ها و کانال‌های یونی در ریشه، مانند کانال‌های انتخابی پتاسیم (رقابت سدیم با پتاسیم) یا با تاثیر سدیم بر ساختار خاک کاهش جذب آب و مواد معدنی را موجب می‌شود. از سوی دیگر، جایگزینی سدیم با کلسیم در فضای آپوپلاستی به دپلاریزاسیون غشا و اختلال در جذب انتخابی برخی از یون‌ها و از‌بین‌رفتن تعادل یونی در گیاه منجر می‌شود(Molassiotis et al., 2006; Parida and Das, 2005; Mahajan and Tuteja, (2005. جایگزینی پتاسیم با سدیم می‌تواند آنزیم‌های کلیدی در فتوسنتز و تنفس، حفظ یکپارچگی سیستم فتوسنتزی و سنتز ATP را غیر فعال کند و کاهش رشد یا حتی مرگ سلول یا گیاه را سبب شود(Mahajan and Tuteja, 2005; Wu et al., 2008). همزیستی قارچی، با کاهش تجمع سدیم و آثار منفی ناشی از آن در سلول و تغییر نسبت سدیم به پتاسیم در سیتوپلاسم، بهبود جذب فسفر و پتاسیم و فرآیندهای بیوانرژتیک را در گیاه موجب شد. قارچ P. indica احتمالا تجمع یون‌های سدیم را در ریشه باعث می‌شود و از ورود آن‌ها به بخش‌های هوایی گیاهان با فعال‌کردن سازوکار‌های فیزیولوژیک یا مولکولی ناشناخته ممانعت می‌کند. این وقایع به کاهش آثار منفی تنش شوری بر گیاه منجر می‌شود ((Sepehri et al., 2009. از سویی در گیاه همزیست با قارچ، کاهش محتوای فسفر در شوری 9 دسی‌زیمنس بر متر ممکن است به‌علت کاهش فعالیت فتوسنتزی و انتقال کربوهیدرات به قارچ باشد که کاهش جذب فسفر از قارچ، تغییر تخصیص فسفر در قسمت‌های مختلف سلول قارچی و کاهش انتقال فسفر به گیاه را موجب شود؛ به‌طوری‌که محتوای فسفر سیتوپلاسمی در هیف، برعکس شبکة هارتیگ افزایش می‌یابد ((Bücking and Heyser, 2003.

افزایش تنش شوری میزان هدایت روزنه‌ای و سرعت تعرق برگ را کاهش داد (شکل 7). به نظر می‌رسد کاهش پتانسیل آب ناشی از افزایش فشار اسمزی محلول اطراف ریشه، کاهش جذب آب از ریشه و القای پاسخ‌های روزنه‌ای را موجب می‌شود. این نشان می‌دهد که گیاه با افزایش میزان شوری، برای کاهش آثار تنش شوری و حفظ تعادل آب برگ، به بستن روزنه‌ها و کاهش خروج آب از گیاه به‌صورت تعرق اقدام می‌کند. کاهش هدایت روزنه‌ای در شرایط شور در گیاهان دیگر مانند آفتابگردان (Shahbaz
et al., 2011) و کلزا (Qasim et al., 2003) نیز گزارش شده است. از سویی میزان هدایت روزنه‌ای و تعرق در گیاهان همزیست با قارچ شبه‌میکوریز بهبود یافت که علت آن ممکن است توانایی این قارچ در افزایش جذب پتاسیم باشد. همچنین رابطة خطی مثبت و زیادی (01/0>P، **99/0 =R2) بین هدایت روزنه‌ای و محتوای پتاسیم مشاهده شد؛ به‌طوری‌که به ازای هر یک واحد افزایش میزان پتاسیم برگ، هدایت روزنه‌ای برگ، 69/9 واحد افزایش یافت (داده‌ها نشان داده نشده است).

به‌علاوه، جذب بیشتر آب با گسترش سیستم ریشه‌ای توسط شبکة قارچی ممکن است بهبودهدایت روزنه‌ای و تعرق را در گیاهان همزیست با قارچ باعث شود. همچنین تغییراتی را در سرعت حرکت آب به داخل، سراسر یا خارج گیاه میزبان ایجاد می‌کند و با تأثیر بر آب‌گیری بافت و فعالیت‌های فیزیولوژیک برگ (Amerian and Stewart, 2001)، تغییر را در مقاومت روزنه‌ای برگ موجب می‌شود.

به‌علت نقش مثبت پتاسیم در حفظ تورژسانس، متابولیسم سلولی و فعالیت‌های آنزیمی، ممکن است همبستگی مثبت‌ زیادی بین محتوای پتاسیم و وزن خشک برگ گیاه باشد (Wang et al., 2014). از سویی در شوری زیاد، سدیم بازدارندة جذب پتاسیم از ریشه است. تجمع زیاد سدیم در آپوپلاست ممکن است از ورود پتاسیم ممانعت کند و به‌طور غیر‌مستقیم از بارگیری آوندهای آبکش جلوگیری کند (Chen
et al., 2005). علاوه‌ براین، با جایگزینی سدیم به جای پتاسیم و افزایش نسبت سدیم به پتاسیم، متابولیسم سلولی و فرایندهای دخیل در تولید انرژی مانند فتوسنتز و تنفس مختل می‌شود (Blumwald, 2000)؛ در نتیجه، وزن خشک گیاه کاهش می‌یابد. یکی از دلایل بهبود وزن خشک گیاه را در کاربرد قارچ همزیست ممکن است با نقش آن در افزایش جذب عناصر غذایی از جمله فسفر و پتاسیم مرتبط باشد. Garg و Chandel (2011) گزارش کردند که سازوکار حفاظتی قارچ Glomus mosseae در گیاه نخود، با تنظیم جذب مواد غذایی و ممانعت از تجمع سدیم در برگ، بهبود رشد گیاه و جذب عناصر K+، N، P و Ca2+ را در هر دو شرایط نرمال و تنش موجب شود. همچنین کاهش عملکرد مادة خشک در شوری زیاد ممکن است به‌علت هدایت روزنه‌ای کمتر و محدودیت در جذب کربن از برگ‌ها یا جذب کمتر آب در ریشه باشد (Cornic and (Massacci, 1996 که با کاهش عملکرد اسانس نیز همراه است. Gharib و همکاران (2014) علت کاهش اسانس گیاه رزماری را در تنش شوری، به‏طور مستقیم تجمع سدیم و به‌هم‌خوردن تعادل عناصر غذایی مانند فسفر و پتاسیم یا سوخت و ساز عناصر ضروری و در‌نتیجه، کاهش هورمون‌های رشد و افزایش هورمون‌های بازدارندة رشد در سلول‏های گیاهی و به‌دنبال آن، کاهش رشد، شاخه‌زنی و وزن خشک گیاه دانستند.

نتایج ارائه‌شده در پژوهش حاضر نشان می‌دهد که‌ تیمار قارچی در شرایط بهینة رشد و در شدت‌های متفاوت تنش شوری بهبود وزن خشک برگ و عملکرد اسانس را باعث شد (شکل 8، جدول 4). برپایة نتایج حاصل از بررسی آزمون همبستگی، رابطة مثبت و معنی‌داری (**61/0 =r) بین میزان اسانس و محتوای فسفر مشاهده شد (داده‌ها نشان داده نشده است). بنابراین چنین نتیجه‌گیری می‌شود که همزیستی با قارچ شبه‌میکوریز در شرایط مختلف تنش شوری می‌تواند افزایش میزان اسانس را باعث شود. به نظر می‌رسد علت چنین افزایشی، بهبود انسجام و ثبات غشای پلاسمایی سلول‌های ریشة آلوده‌شده با قارچ به‌علت جذب بیشتر فسفر باشد؛ به‌طوری‌که تعدادی از ریسه‌های قارچ خارج از سیستم ریشه، اسیدهای آلی حل‌کنندة فسفر مانند مالیک اسید را ترشح می‌کنند و افزایش جذب فسفر را از ریشة گیاه موجب می‌شوند (Khalvati et al., 2005). با توجه به اینکه اسانس‌ها ترکیباتی ترپنوییدی هستند و واحدهای سازندة آن‌ها (ایزوپرونوییده) به NADPH و ATP نیاز مبرم دارند، جذب عناصری نظیر نیتروژن و فسفر برای تشکیل ترکیب‌های ترپنوئیدی، ضروری است(Loomis, and (Corteau, 1972. از سویی افزایش متابولیت‌های ثانویه در گیاهان همزیست با ریزجاندارن، واکنشی دفاعی و ضد میکروبی شناخته شده است(Sangwan et al., 2001) که نشان‌دهندة تحریک تولید آن‌ها با قارچ شبه‌میکوریز است. گزارش شده است که همزیستی قارچی به افزایش شکل‌گیری کرک‌های غده‌ای سپروار (مرکز بیوسنتز اسانس) در گیاهانی مانند آرتمیسیا نسبت به گیاهان غیر میکوریزایی (Zolfaghari et al., 2013) و در نتیجه، افزایش بیوسنتز آرتمیسینین منجر شد (Kapoor et al., 2007).

 

جمع‌بندی.

کاربرد قارچ P. indica علاوه بر تحریک گیاه به افزایش سنتز ترکیبات فنولیک و افزایش جذب فسفر و پتاسیم با هیف‌های قارچی، تخفیف آثار تنش شوری را در گیاه دارویی نعناع فلفلی موجب شد. به نظر می‌رسد کاربرد این قارچ بتواند با القای مقاومت به شوری، ویژگی‌های رشدی گیاه دارویی نعناع فلفلی را به‌طور چشمگیری در شرایط آبیاری با آب دریا بهبود بخشد.

 

سپاسگزاری.

در اینجا از همکاری پژوهشکدة ژنتیک و زیست‌فناوری کشاورزی طبرستان در انجام این پروژه سپاسگزاری می‌شود.

 

Abbaspoor, H. and Rezaei, H. (2014) Effect of gibberellic acid on Hill reaction rate, photosynthetic pigments and phenolic compounds in plants under drought stress conditions (Dracocephalum moldavica L.) Badrashbu drug. Journal of Plant Research 27(5): 893-903 (in Persian).

Abe, N., Murata, T. and Hirota, A. (1998) Novel 1, 1-diphenyl-2-picryhy- drazyl- radical scavengers, bisorbicillin and demethyltrichodimerol, from a fungus. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry 62: 661-662.

Ahmadi khoei, M., Shabani, L. and Bagheri, S. (2013) Assay of phenolic compounds and essential oils in mycorrhizal mint genotypes. IranianJournal of Plant Biology 5(18): 81-94 (in Persian).

Alaei, Sh., Khosh-Khui, M., Kobraee, S. and Zaji, B. (2014) Effect of different salinity levels on essential oil content and composition of Dracocephalum moldavica. Agricultural Communications 2(2): 42-46.

Amerian, M. R. and Stewart, W. S. (2001) Effect of two species of arbuscular mycorrhizal fungi on growth assimilation and leaf water relations in maize (Zea mays). Journal of Aspects of Applied Biology 63: 1-6.

Arora, A., Sairam, R. K. and Srivastava, G. C. (2002) Oxidative stress and antioxidative system in plants. International Journal of Current Science 82(10): 1227-1235.

Ashraf, M., Mukhtar, N., Rehman, S. and Rha, E. S. (2004) Salt-induced changes in photosynthetic activity and growth in a potential medicinal plant Bishop’s weed (Ammi majus L.). Photosynthetica 42: 543-550.

Aziz Eman, E., Al-Amier, H. and Craker Lyle, E. (2008) Influence of salt stress on growth and essential oil production in peppermint, pennyroyal, and apple mint. Journal of Herbs, Spices and Medicinal Plants 14(1): 77–87.

Bagheri, S., Ebrahimi, M. A., Davazdah emami, S. and Minooyi Moghadam, J. (2014) Terpenoids and phenolic compounds production of mint genotypes in response to mycorrhizal bio-elicitors. Technical Journal of Engineering and Applied Sciences 4(4): 339-348.

Bakhshandeh, E., Soltani, A., Zeinali, E. and Kallate-Arabi, M. (2012) Prediction of plant height by allometric relationships in field-grown wheat. Cereal Research Communications 40: 487-496.

Blumwald, E. (2000) Sodium transport and salt tolerance in plants. Current Opinion in Cell Biology 12: 431-434.

Chaparzadh, N. and Zarandi Miandoab, L. (2011) Rngdan content and effect of salinity on growth of two cultivars of rapeseed (Brassica napus). Plant Biology 9: 13-26 (in Persian).

Bücking, H. and Heyser, W. (2003) Uptake and transfer of nutrients in ectomycorrhizal association'sinteractions between photosynthesis and phosphate nutrition. Mycorrhiza 13: 59–68.

Chen, Z., Newman, I., Zhuo, M., Mendham, N., Zhang, G. and Shabala, S. (2005) Screening plants for salt tolerance by measuring K+flux:a case study for barely. Plant, Celland Environment 28: 1230-1246.

Cornic, C. and Massacci, A. (1996) Leaf photosynthesis under drought stress. In:Photosynthesis and Environment (Ed. Baker, N. R.) 347–366. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

Garg, N. and Chandel, Sh. (2011) Effect of mycorrhizal inoculation on growth, nitrogen fixationand nutrient uptake in Cicer arietinum (L.) under salt stress. Turkish Journal of Agriculture and Forestry 35: 205-214.

Gharib, F. A. L., Mohamed Zeid, I., Abdel-Hameed Salem, O. M. and ZakariaAhmed, E. (2014) Effects of sargassum latifolium extract on growth, oil content and enzymatic activities of rosemary plantsunder salinity stress. Life Science Journal 11(10): 933-945.

Hajibagheri, S. and Enteshari, S. h. (2011) Effects of mycorrhizal fungi on some physiological characteristics of salt stressed Ocimum basilicum L. Journal of Plant Physiology 1: 215-222.

Hakim, M. A., Juraimi, A. S., Hanafi, M. M., Ismail, M. R., Rafii, M. Y., Islam, M. M. and Selamat, A. (2014) The effect of salinity on growth, ion accumulation and yield of rice varieties. The Journal of Animal and Plant Sciences 24(3): 874-885.

Hichem, H., Mounir, D. and Naceur, E. A. (2009) Defferential responses of two maize (Zea mays L.) varieties to salt stress: changes on polyphenols composition of foliage and oxidative damages. Journal of Industrial Crops and Products 30: 144–151.

Jackson, M. L. (1958) Soil chemical analysis. Prentice Hall, New Delhi.

Jovanka, M. D., Nemanja, S. Svetlana, R. Živko, J. Aleksandar, M. and Vesna, M. (2013) Differential response of three contrasting pea (Pisum arvense, P. sativum and P. fulvum) species to salt stress: assessment of variation in antioxidative defence and miRNA expression. Australian Journal of Crop Science 7(13): 2145-2153.

Kapoor, R., Chaudhary, V. and Bhatnagar, A. K. (2007) Effects of arbuscular mycorrhiza and phosphorus application on artemisinin concentration in Artemisia annul. Mycorrhiza 17: 581–587.

Kari Dolatabadi, H., Mohammadi Goltapeh, E., Moieni, A. and Varma, A. (2010) Evaluation of different densities of auxin and endophytic fungi (Piriformospora indica and Sebacina vermifera) on Mentha piperita and Thymus vulgaris growth. African Journal of Biotechnology 11(7): 1644-1650.

Kaya, C., Ashraf, M., Sonmez, O., Aydemir, S., Tuna, A. L. and Cullu, M. A. (2009) The influence of arbuscular mycorrhizal colonisation on key growth parameters and fruit yield of pepper plants grown at high salinity. Journal of Scientia Horticulturae 121: 1-6.

Khalvati, M. A., Mozafar, A. and Schmidhalter, V. (2005) Quantification of water uptake by arbuscular mycorrhizal hyphae and its significance for leaf growth water relations and gas exchange of barley subjected to drought stress. Plant Biology Stuttgart 6: 706-712.

Kiarostami, K. h., Mohseni, R. and Saboora, A. (2010) Biochemical changes of Rosmarinus officinalis under salt stress. Journal of Stress Physiology and Biochemistry 6(3): 114-122.

Kost, G. and Rexer, K. H. (2013) Morphology and ultrastructure of Piriformospora indica. Soil Biology 33: 25-26.

Krizek, D. T., Kramer, G. F., Upadhyaya, A. and Mirecki, R. M. (1993) UV-B response of cucumber seedling grown under metal halid and high pressure sodium/deluxe lamps. Journal of Plant Physiology 88: 350-358.

Lee, J. and Scagel, C. F. (2009) Chicoric acid found in basil (Ocimum basilicum L.) leaves. Journal of Food Chemistry 115: 650-656

Loomis, W. D. and Corteau, R. (1972) Essential oil biosynthesis. Recent Advances in Phytochemistry 6: 147-185.

Mahajan, S. and Tuteja, N. (2005) Cold, salinity and drought stresses: an overview. Archive of Biochemistry and Biophysics 444: 139-158.

Meyers, K. J., Watkins, C. B., Pritts, M. P. and Hai-Liu, R. (2003) Antioxidant and antiproliferative activities of strawberries. Journal of Agricultural and Food Chemistry 51: 6887-6892.

Molassiotis, A. N., Sotiropoulos, T., Tanou, G., Kofidis, G., Diamantidis, G. and Therios, I. (2006) Antioxidant and anatomical responses in shoot culture of the apple rootstock MM 106 treated with NaCl, KCl , mannitiol or sorbitol. Biologia Plantarum 50(1): 61-68.

Mousavi Nodoshan, S., Owlia, P., Moein Najafabadi, L., Rasooli, I., Saderi, H. and Salari, M. H. (2010) Effect of sub inhibitory concentrations of essential oils of Mentha spicata and Cumminum Cyminum on virulence factors of pseudomonas aeroginusa. Journal of Medicinal Plants 9: 124-130.

Munns, R. (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell and Environment 25: 239-250.

Omid Beighi, R. (2001) Approaches to the production and processing of medicinal plants. Thought of the day Publications, Mashhad (in Persian).

Parida, S. K. and Das, A. B. (2005) Salt tolerance and salinity effects on plants. Ecotoxicology and Environmental Safety 60: 324–349.

Qasim, M., Ashraf, M., Jamil, M. A., Ashraf, M. Y., Rehman, S. U. and Rha, E. S. (2003) Water relations and leaf gas exchange properties in some elite canola (Brassica napus L.) lines under salt stress. Annual Application of Biology 142: 307-316.

Rafiqi, M., Jelonek, L., Akum, N. F., Zhang, F. and Kogel, K. (2013) Effector candidates in the secretome of Piriformospora indica, a ubiquitous plant-associated fungus. Plant Science 228(4): 1-5.

Rahimi, R., Mohammakhani, A., Roohi, V. and Armand, N. (2012) Effects of salt stress and silicon nutrition on cholorophyll content, yield and yield components in fennel (Foeniculum vulgar Mill.). International Journal of Agriculture and Crop Sciences 21(4): 1591-1595.

Razmjoo, K., Heydarizadeh, P. and Sabzalian, M. R. (2008) Effect of salinity and drought stresses on growth parameters and essential oil content of Matricaria chamomila. International Journal of Agriculture and Biology 10: 451–454.

Rice- Evance, C. A., Miller, N. J. and Paganga, G. (1997) Antioxidant properties of phenolic compounds. Trends in Plant Science 2: 152- 159.

Roodbari, N., Roodbari, S., Ganjali, A. and Ansarifar, M. (2013) The effect of salinity stress on growth parameters and essential oil percentage of peppermint (Mentha piperita L.). International Journal of Basic and Applied Science 1: 294-299.

Sangwan, N. S., Farooqi, A. H. A., Shabih, F. and Sangwan, R. S. (2001) Regulation of essential oil production in plants. Journal of Plant Growth Regulation 34: 3–21.

Sepehri, M., Saleh Rastin, N., Hosseini Salakadeh, Gh. and Khayyam Nekouei, D. (2009) Effect of endophytic fungus Piriformospora indica on growth and resistance of barley (Hordeum vulgare L) to salinity. Journal of Rangeland 3: 508-518 (in Persian).

Shahbaz, M., Ashraf, M., Akram, N. A., Hanif, A., Hameed, S., Joham, S. and Rehman, R. (2011) Salt-induced modulation in growth, photosynthetic capacity, proline content and ion accumulation in sunflower (Helianthus annuus L.). Journal of Acta Physiologiae Plantarum 33: 1113-1122.

Tarraf, W., Ruta, C., Cillis, F. D., Tagarelli, A., Tedone, L. and Mastro, G. D. (2015) Effects of mycorrhiza on growth and essential oil productionin selected aromatic plants. Italian Journal of Agronomy 10 (3): 160-162.

Varma, A., Verma, S., Sudha Sahay, N., Bu¨tehorn, B. and Franken, P. (1999) Piriformospora indica, a cultivable plant growth promoting root endophyte. Applied and Environmental Microbiology 65(6): 2741–2744.

Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U. and Piche, Y. (1998) Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Journal of Applied and Environmental Microbiology 12: 5004-5007.

Waller, F., Achatz, B., Baltruschat, H., Fodor, J., Becker, K., Fischer, M., Heier, T., ckelhoven, R., Neumann, Ch., Wettstein, D., Philipp Franken, P. and Kogel, K. (2005) The endophytic fungus Piriformospora indica reprograms barley to salt stress tolerance, disease resistance and higher yield. Proceedings of the National Academy of Sciences 102(38): 13386–13391.

Wang, X., Mohamed, I., Xia, Y. and Chen, F. (2014) Effects of water and potassium stresses on potassiumutilization efficiency of two cotton genotypes. Journal of Soil Science and Plant Nutrition 14(4): 833-844.

Wu, Y., Hu, Y. and Xu, G. (2008) Interactive effects of potassium and sodium on root growth and expression of K/Na transporter genes in rice. Plant Growth Regulation 57(3): 271-280.

Yaghoubian, Y., Mohammadi Goltapeh, E., Pirdashti, H., Esfandiari, E., Feiziasl, V., Kari Dolatabadi, H., Varma, A. and Haryani Hassim, M. (2014) Effect of Glomus mosseae and Piriformospora indica on growth and antioxidant defense responses of wheat plants under drought Stress. Journal of Agricultural Research 3: 239–245.

Zolfaghari, M., Nazeri, V., Sefidkon, F. and Rejali, F. (2013) Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on plant growth and essential oil content and composition of Ocimum basilicum L. Iranian Journal of Plant Physiology 3(2): 643-650.