اثر کمبود بور و آهن بر محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی، کربوهیدرات‌ها و ترکیبات فنلی دو رقم سورگوم (Sorghum bicolor L.)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه علوم گیاهی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه الزهرا، تهران ، ایران

2 گروه علوم گیاهی ، دانشکده علوم زیستی ، دانشگاه الزهرا، تهران، ایران

چکیده

بور و آهن دو عنصر کم‌مصرف ضروری برای گیاهان عالی هستند که کاهش دسترسی به آنها می‌تواند بر فرایندهای حیاتی تاثیر نامطلوبی بگذارد. برای بررسی اثر کمبود این عناصر بر سورگوم، بذرهای سترون دو رقم کیمیا و شوگرگریز در محیط تغییر‌یافتة Murashige-Skoog به‌ترتیب در شرایط بدون بوریک اسید (H3BO3) و حاوی نصف غلظت آهن، کشت و گیاهچه‌ها پس از 21 روز برداشت شدند؛ سپس محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی، کربوهیدرات‌ها و ترکیبات فنلی و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز (PAL) اندازه‌گیری شدند. نتایج نشان دادند، محتوای کلروفیل a و b تنها در رقم کیمیا در تیمار کمبود بور، به‌ترتیب 58 و 38 درصد و در کمبود آهن، 85 و 75 درصد نسبت به شاهد به‌طور معنی‌دار افزایش یافت. محتوای کاروتنوئیدها در تیمار کمبود آهن در شوگرگریز، 8 درصد و در کیمیا 80 درصد نسبت به شاهد افزایش و در تیمار کمبود بور، در شوگرگریز حدود 24 درصد کاهش و در کیمیا 26 درصد افزایش یافت. در ریشة رقم شوگرگریز محتوای پلی‌ساکاریدها و قندهای احیاکننده در کمبود بور بیش از دو برابر افزایش یافت؛ ولی در تیمار کمبود آهن، افزایش محتوای قندهای احیاکننده، حدود 58 درصد بود. در رقم کیمیا، محتوای قندهای احیاکنندة گیاهچه‌ها در کمبود بور تفاوت معنی‌داری نسبت به شاهد نشان نداد و تنها در شرایط کمبود آهن، این شاخص حدود 25 درصد در ریشه‌ها بیشتر شد. محتوای ترکیبات فنلی ریشه‌ها با کاهش دسترسی به این دو عنصر در هر دو رقم، 20 تا 35 درصد کاهش یافت؛ ولی در اندام هوایی تغییر معنی‌داری مشاهده نشد. بین فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز و محتوای ترکیبات فنلی ریشة سورگوم گیاهان در شرایط تنش، همبستگی مثبت وجود داشت؛ به‌طوری‌که با کاهش فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز در ریشه‌ها ذخیرة ترکیبات فنلی نیز کاهش یافت. شاید افزایش محتوای کاروتنوئیدها، قندهای احیاکننده و ترشح ترکیبات فنلی در مرحلة دانه‌رستی سورگوم، بخشی از راهکارهای مقابله با تنش اکسیداتیو ناشی از کمبود مواد غذایی در ریشه باشند.
 

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

The effect of boron and iron deficiency on the contents of photosynthetic pigments, carbohydrates and phenolic compounds in two cultivars of Sorghum bicolor L.

نویسندگان [English]

  • Azra Saboora 1
  • Raheleh Behjati 2
1 Department of Plant Science, Faculty of Biological Sciences, Alzahra University, Tehran, Iran
2 Department of Plant Science, Faculty of Biological Science, Alzahra University, Tehran, Iran
چکیده [English]

In higher plant, boron and iron are two necessary micronutrients and reduce access to those can seriously influence on the vital processes. To study the effect of boron and iron deficiency in sorghum, sterile seeds of two cultivars (Kimia and Sugar-graze) were cultured on modified medium of Murashige and Skoog including lacking H3BO3 or half concentration of iron. Seedlings were harvested after 21 days. Then contents of the photosynthetic pigments, carbohydrates, phenolic compounds and activity of the phenylalanine ammonia lyase (PAL) were measured. The results showed that compared to the controls, contents of the chlorophyll a and b were remarkably increased in Kimia, 58% and 38% by B deficiency and 85% and 75% in Fe deficiency. In treatment of Fe deficiency, carotenoid content significantly increased 8% in Sugar-graze and 80% in Kimia. During boron deficiency, the carotenoid content showed 24% reduction in Sugar-graze and increase of 26% in Kimia cultivar. In the root of Sugar-graze, polysaccharide and reducing sugar contents were increased more than two fold under B deficiency, whereas under Fe deficiency, enhancing of the reducing sugar content was about 58% in the root of Sugar-graze. In the seedling Kimia, under B deficiency, there no significant increase in reducing sugar content was observed and under Fe deficiency only about 25% increase was occurred in the root. Decrease of access to those elements caused to reduce content of the phenolic compounds in root tissue of both cultivars about 20 to 35%, while no significant difference among the aerial parts recorded. In the root of sorghum under deficiency stresses, there was a positive correlation between PAL activity and phenolic content of the plants. Since in sorghum root, decrease in the storage of the phenolic compounds was accompanied by a reduction in PAL activity. It seems that in early growth stages of the sorghum seedling, the increase in the carotenoid and reducing sugar contents and exudation of phenolic compounds from root can be a part of a deal factors against to oxidative stress arising from nutrient deficiency.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • boron deficiency
  • carbohydrates
  • iron deficiency
  • PAL
  • Phenolic compounds
  • Photosynthetic pigments
  • sorghum bicolor L

با‌توجه‌به رشد روزافزون جمعیت کرة زمین و نیاز بشر به مواد غذایی و محدود‌بودن سطح زمین‌های کشت‌شدنی، توجه کارشناسان کشاورزی به افزایش میزان تولیدات گیاهی در واحد سطح معطوف شده است. یکی از راه‌های رسیدن به این هدف، تغذیة مناسب از عناصر غذایی متنوع است که رشد و تکثیر گیاهان را ممکن می‌کند. تغذیة نامناسب، بروز علائم بیماری یا به‌عبارت‌دیگر کمبود عناصر غذایی را سبب می‌شود که بر شکل ظاهری و متابولیسم آنها تاثیر می‌گذارد (Taiz and Zeiger, 2010).

بور یکی از عناصر کم‌مصرف ضروری برای رشد گیاهان عالی است که در تشکیل دیوارة سلولی (Brown et al., 2002)، تقسیم و رشد سلولی (Oliveira et al., 2006; Goldbach et al., 2001)، عملکرد غشا و متابولیسم و انتقال کربوهیدرات‌ها (Sheng et al., 2009; Zhao and Oosterhuis, 2002) شرکت می‌کند. بور با کلسیم در سنتز دیواره مشارکت می‌کند. این عنصر در خلال تقسیم سلولی و تشکیل دیوارة سلولی جدید، با ایجاد اتصالات چلیپایی با رامنوگالاکتورونان و پلی‌ساکاریدهای پکتینی دیوارة نخستین، افزایش قدرت فیزیکی و چسبندگی سلول‌ها را موجب می‌شود. نیاز به بور در دورة رشد زایشی بیشتر است؛ زیرا به گرده‌افشانی و نمو میوه و بذر کمک می‌کند. بور همچنین در ترابری قندها و کربوهیدرات‌ها، متابولیسم نیتروژن، تشکیل پروتئین‌های ویژه، تنظیم سطوح هورمونی و ترابری پتاسیم در روزنه‌ها نقش دارد که به حفظ تعادل آبی سلول‌های گیاه کمک می‌کند. به‌دلیل نقش بور در انتقال قندها کمبود آن، ترشحات و ترابری قندها را کاهش می‌دهد و جلب قارچ‌های میکوریزی و تشکیل کلونی آنها را در ریشه محدود می‌کند ‌(Miwa and Fujiwara, 2010). بور به شکل‌های مختلف در محلول خاک موجود است؛ اما در pH معمول خاک (5/5 تا 7/5) فراوان‌ترین شکل آن بورات و بوریک اسید (H3BO3) است. کمبود بور در سیستم‌های کشاورزی دارای آبیاری کافی به‌ندرت رخ می‌دهد. کمبود بور معمولا در خاک‌های اسیدی قرمز‌رنگ، فرسایش‌یافته، شنی، خاک‌هایی با مادة آلی زیاد و خاک‌های شکل‌گرفته از ته‌نشست رسوبات دریایی دیده می‌شود (IRRI, 2017).

بور در آوندهای آبکشی تحرک اندکی دارد و کمبود آن، رشد گیاه را مهار می‌کند (Rosolem and Costa, 2000). ریشه‌های گیاهان، بوریک اسید را با سه سازوکار مولکولی مختلف از خاک جذب می‌کنند که عبارتند از: 1- انتقال غیرفعال در عرض غشای دولایة لیپیدی؛ 2- انتشار تسهیل‌شدة کانال‌های پروتئینی خانوادة MIP (Major Intrinsic Protein)، 3- سیستم ترابری وابسته به انرژی با کارایی زیاد که در پاسخ به کاهش ذخیرة بور، با کمک ناقل‌های BOR (borate exporter proteins) فعال می‌شود (Nakagawa et al.; 2007). 

آهن نیز ازجمله عناصر ضروری برای رشد و تولیدمثل گیاهان است که در فرایندهای مختلفی مانند فتوسنتز، تنفس، همانندسازی نیتروژن و همچنین در ساخت و تکوین کلروپلاست نقش دارد. این عنصر در ساختار هموپروتئین‌ها مانند سیتوکروم‌ها، سیتوکروم اکسیداز و لگ‌هموگلوبین شرکت می‌کند و با حضور در گروه‌های دهنده-گیرندة الکترون، در واکنش‌های اکسیداسیون و احیای فرایندهای تنفس و فتوسنتز نقش دارد؛ ازسوی‌دیگر، آهن برای ساخت کلروفیل ضروری است. آشکارترین نشانة کمبود آهن، کاهش محتوای کلروفیل در برگ‌های جوان به‌دلیل نقش آهن در سنتز کلروفیل است که به‌صورت زردی بین رگبرگی در برگ‌های جوان نمایان می‌شود (Taiz and Zeiger, 2010; Marschner, 1995).

گیاهان دو راهکار متفاوت برای پاسخ به کمبود آهن دارندکه عبارتند از: 1- سازوکار دومرحله‌ای (القای Fe3+-ردوکتاز و افزایش فعالیت ناقل آهن II) در دولپه‌ای‌ها و تک‌لپه‌ای‌های غیرعلفی که افزایش جذب این عنصر را در ریشه موجب می‌شود (Eide et al., 1996)؛ به‌علاوه، کاهش pH خاک و افزایش انحلال آهن (III) نیز به جذب آهن کمک می‌کنند. این پاسخ‌ها بسته به گونة گیاهی، شامل افزایش ترشح پروتون در منطقة ریزوسفر با H+-ATPase متصل به غشای پلاسمایی (Zocchi et al., 2007; Schmidt, 1999)، ترشح ترکیبات فنلی، تجمع یا ترشح ترکیبات فلاوینی (Susín et al., 1994) و اسیدهای آلی (Abadía et al., 2002) است؛ 2- روشی که در گونه‌های مختلف تیرة Poaceae وجود دارد (Marschner et al., 1986). در این روش افزایش بیوسنتز و ترشح فیتوسیدروفورها به ناحیة ریزوسفر به موازات القای مجموعة انتقالی کمپلکس Fe(III)– فیتوسیدروفور رخ می‌دهد (Kobayashi et al., 2006).

در ایران استان‌های خراسان، فارس، خوزستان، اصفهان، تهران و آذربایجان بیش از مناطق دیگر با مشکل کمبود آهن در خاک و عملکرد نامطلوب محصولات کشاورزی روبه‌رو هستند (Ahmadpour, 2013). کمبود آهن در سیستم‌های کشاورزی، بیشتر در زمین‌های آهکی مرتفع و غرقابی و خاک‌های قلیایی با مادة آلی کم دیده می‌شود که با مشکل کمبود آب و نبود برنامه‌ریزی منظم برای افزودن کلات‌های آهن، مواد آلی و اصلاح‌کننده‌ها (گوگرد و آمونیوم سولفات) نیز مواجه هستند. غلظت کم آهن محلول در خاک ممکن است به‌دلیل غلظت زیاد فسفر، منگنز، مس، روی، مولیبدن، نیکل و آلومینیم نیز باشد (Ahmadpour, 2013).

بررسی تغییرات فیزیولوژیک و بیوشیمیایی گیاهان در تنش کمبود عناصر ضروری، توجه بسیاری از پژوهشگران را به خود جلب کرده است. هدف از پژوهش حاضر، بررسی برخی پاسخ‌های فیزیولوژیک دو رقم دانه‌ای و علوفه‌ای سورگوم (به‌ترتیب کیمیا و شوگرگریز) بر اثر کمبود بور و آهن است. سورگوم از گیاهان مقاوم به خشکی است و از نظر اهمیت، بین غلات دنیا پس از گندم، برنج، ذرت و جو در مقام پنجم قرار دارد. کشاورزان برحسب نیاز از ارقام مختلف سورگوم برای اهدافی مانند چرای مرتعی، تولید علوفة خشک و تهیة سیلو استفاده می‌کنند (Gholami and Amir Sadegi, 2016). باتوجه‌به اهمیت دو عنصر یادشده ازجمله نقش بور در رشد و نمو گیاهان، حفظ یکپارچگی و عملکرد غشاهای کلروپلاستی و پلاسمالم و دخالت در متابولیسم کربوهیدرات‌ها و نقش آهن در بیوسنتز کلروفیل‌ها، بیوسنتز گروه‌های هِم، مشارکت در واکنش‌های اکسیداسیون-احیا و تنظیم فعالیت برخی آنزیم‌ها، نتایج پژوهش حاضر با بررسی تغییر محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی و مقدار کربوهیدرات‌های گیاهچه‌های سورگوم رشد‌یافته در شرایط تنش می‌تواند اطلاعات مفیدی را دربارة نیازهای غذایی این گیاه فراهم و به مدیریت صحیح منابع غذایی دام کمک کند. همچنین در پژوهش حاضر، تغییر متابولیسم ترکیبات فنلی گیاه با سنجش محتوای ترکیبات فنلی تام و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز، آنزیم کلیدی مسیر بیوسنتز ترکیبات فنلی، بررسی شده است؛ زیرا کمبود این دو عنصر تولید گونه‌های فعال اکسیژن را باعث می‌شود (Sun et al., 2016). بیشتر تنش‌های زیستی و غیرزیستی با کاهش یا افزایش مقدار ترکیبات فنلی خنثی‌شدن گونه‌های فعال اکسیژن و مهار آنزیم‌های اکسید‌کننده را باعث می‌شوند (Rajaeian et al. 2015)؛ بنابراین، نتایج پژوهش حاضر می‌تواند بخشی از پاسخ‌های دفاعی گیاه را در آسیب اکسیداتیو ناشی از کمبود این دو عنصر مشخص کند.


مواد و روش‌ها

کشت گیاهان و اعمال تیمارها: بذرهای دو رقم سورگوم (کیمیا و شوگرگریز) از موسسة تحقیقات اصلاح و تهیة نهال و بذر تهیه شد. بذرها با غوطه‌ور‌شدن در اتانول 70 درصد به‌مدت 1 تا 2 دقیقه، محلول سدیم هیپوکلریت تجاری 20 درصد به‌مدت 20 دقیقه و 3 بار شستشو با آب مقطر سترون شدند؛ سپس در دو محیط‌کشت تغییریافتة Murashige-Skoog (1962) که یکی بدون بوریک اسید (H3BO3) (تیمار کمبود بور) و دیگری حاوی نصف غلظت معمول آهن (تیمار کمبود آهن) بود، در دمای 2±23 درجة سانتی‌گراد، دورة نوری 8 ساعت تاریکی/ 16 ساعت روشنایی با شدت نور 67/10 وات بر متر مربع و به‌مدت 21 روز در شیشه کشت داده شدند. درنهایت، اندام هوایی و ریشة دانه‌رست‌های حاصل تفکیک شدند. نمونه‌ها تا زمان انجام آزمایش‌های بیوشیمیایی در فریزر با دمای 70- درجة سانتی‌گراد نگهداری شدند.

سنجش محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی: نمونه‌های تازة برگ با استون 80 درصد عصاره‌گیری شدند؛ سپس چگالی نوری عصاره‌ها با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل 9000 Uv-Vis، شرکت Cecil، انگلستان) در سه طول‌موج اندازه‌گیری و محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی با روشLichtenthaler  (1993) و با رابطه‌های 1 تا 4 محاسبه شدند:

 

 

رابطۀ 1:

Chl a= [(12.25 A663.2 - 2.79 A646.8)] × (V/1000 W)

رابطۀ 2:

Chl b= [(21.50 A646.8 - 5.1 A663.2)] × (V/1000 W)

رابطۀ 3:

Chl T = Chl a + Chl b

رابطۀ 4:

CX + c= [(1000 A470 - 1.82 Chl a – 85.02 Chl b ) / 198]× (V/ 1000 W)

 

در این رابطه‌ها Chl a، Chl b،  Chl Tو CX + c به‌ترتیب غلظت کلروفیلa ، کلروفیلb ، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها (شامل کاروتن و گزانتوفیل‌ها) هستند. غلظت‌های به دست‌آمده برحسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر محاسبه شدند.

استخراج و سنجش کربوهیدرات‌ها: برای استخراج کربوهیدرات‌ها 05/0 گرم پودر خشک گیاه با 2 میلی‌لیتر اتانول 80 درصد عصاره‌گیری شد. پس از ورتکس و سانتریفیوژ نمونه‌ها به‌مدت 15 دقیقه و در 7000 دور بر دقیقه، محلول رویی جدا و فرایند بالا برای رسوب باقیمانده سه بار تکرار شد. درنهایت، حلال تبخیر و رسوب باقیمانده با آب مقطر به حجم 25 میلی‌لیتر رسانده شد (قند محلول). برای استخراج پلی‌ساکاریدها، تفالة باقیمانده در لولة درپیچ‌دار سه بار به‌مدت 10 دقیقه در آب جوش داخل بن‌ماری حرارت داده و صاف شد. درنهایت، محلول صاف‌شده به حجم 25 میلی‌لیتر رسانده شد (قندهای پلی‌ساکاریدی). سنجش پلی‌ساکاریدها با روشDuBois  و همکاران (1956) یا روش فنل سولفوریک اسید انجام شد که مبتنی بر هیدرولیز اسیدی قندهای محلول و ایجاد ترکیب فورفورال است که با فنل، کمپلکس زرد‌رنگی تولید می‌کند. سنجش قندهای احیا‌کننده با روش Somogyi (1952) انجام شد.

.استخراج و سنجش محتوای ترکیبات فنلی: برای استخراج ترکیبات فنلی، 05/0 گرم مادة خشک گیاهی در 5 میلی‌لیتر متانول 80 درصد در ویال دربسته به‌مدت 15 دقیقه در دمای 40 درجة سانتی‌گراد و در معرض امواج فراصوت با فرکانس 40 هرتز دستگاه Ultrasonic (مدل WUC-D10H، شرکت Witeg، آلمان) قرار داده شد؛ سپس به‌مدت 24 ساعت با سرعت 120 دور در دقیقه در دمای اتاق هم زده شد و دوباره به‌مدت 10 دقیقه در معرض امواج فراصوت قرار داده و عصارة حاصل صاف شد. محتوای ترکیبات فنلی براساس روش رنگ‌سنجی فولین-سیوکالتیو با استاندارد گالیک اسید اندازه‌گیری و برحسب میلی‌گرم گالیک اسید در هر گرم وزن خشک محاسبه شد (Marinova et al., 2005).

سنجش فعالیت فنیل آلانین آمونیا لیاز: برای سنجش فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز (EC 4.3.1.5) براساس روش تغییریافتة Ke and Saltveit (1986)، ابتدا عصارة پروتئینی نمونه‌های اندام هوایی و ریشه با بافر فسفات پتاسیم (05/0 مولار، 2/7 pH=) به‌ترتیب با نسبت 1:3 و 1:1 (حجم/وزن) تهیه شد؛ سپس در لولة آزمایش به‌ترتیب 1 میلی‌لیتر بافر Tris-HCl (8/8= pH) حاوی بتا مرکاپتواتانول (15 میلی‌مولار)، 5/0 میلی‌لیتر از محلول L- فنیل آلانین 10 میلی‌مولار، 350 میکرولیتر آب دوبار تقطیر و 150 میکرولیتر عصارة آنزیمی اضافه شد. نمونه‌ها به‌مدت 1 ساعت در دمای 37 درجة سانتی‌گراد، نقطة اوج فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز، انکوبه شدند؛ سپس واکنش با اضافه‌کردن 500 میکرولیتر از هیدروکلریک اسید (HCl) 6 مولار متوقف شد. محصول با 15 میلی‌لیتر اتیل استات استخراج شد؛ سپس حلال در معرض جریان هوا تبخیر و رسوب در 3 میلی‌لیتر از سدیم هیدروکسید (NaOH) 05/0 مولار حل شد. جذب نمونه‌ها در طول‌موج 280 نانومتر خوانده شد و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز با نمودار استاندارد براساس نانومول سینامیک اسید تولید‌شده در میلی‌گرم پروتئین در ساعت محاسبه شد.

تحلیل آماری: تحلیل واریانس دوطرفة داده‌ها با  نرم‌افزار SPSS نسخة 19 و براساس طرح بلوک‌های کاملا تصادفی حداقل با 3 تکرار اجرا و تحلیل داده‌ها انجام شدند. اثر عوامل عنصر (کمبود بور و آهن)، نوع رقم و اندام بررسی شد؛ البته دربارة داده‌های سنجش رنگیزه‌های فتوسنتزی، عامل اندام در نظر گرفته نشد. پس از تعیین معنی‌دار‌بودن اختلاف بین میانگین‌ها، مقایسه و رتبه‌بندی میانگین‌ها با آزمون چنددامنه‌ای دانکن در سطح احتمال 05/0>p انجام شد.
نتایج

تغییر محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی: تجزیة واریانس دوطرفة داده‌های حاصل از سنجش رنگیزه‌های فتوسنتزی نشان داد، تفاوت معنی‌داری بین میانگین‌های محتوای کلروفیل a، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها بر اثر عامل رقم به‌تنهایی و اثر متقابل رقم و تیمار در سطح 05/0>p وجود دارد؛ درحالی‌که اختلاف میانگین‌های نسبت کلروفیل a/b بر اثر دو عامل تیمار و رقم به‌تنهایی در سطح 05/0>p معنی‌دار نبود (جدول 1).

 

 

جدول 1- تجزیة واریانس دوطرفة اثر تیمارهای کمبود بور و آهن بر میانگین‌های محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی در گیاهچه‌های دو رقم کیمیا و شوگرگریز سورگوم

میانگین مربعات محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی

درجة آزادی

منبع تغییرات

کاروتنوئید

کلروفیل کل

کلروفیل a/b

کلروفیل b

کلروفیل a

**072/0

*447/0

ns 385/0

ns 016/0

**295/0

1

رقم (A)

**043/0

*240/0

ns 308/0

**030/0

ns 103/0

2

تیمار(B)

**022/0

*257/0

** 008/1

ns 002/0

**211/0

2

A×B

002/0

05/0

098/0

004/0

028/0

12

خطا

 

 

 

 

 

18

کل

* و ** به‌ترتیب نشان‌دهندة تفاوت معنی‌دار بین میانگین‌ها در سطح احتمال 5 و 1 درصد هستند و ns نشان‌دهندة نبود تفاوت معنی‌دار بین میانگین‌ها است.

 

 

باتوجه‌به شکل‌های 1-A تا E، در رقم کیمیا (سورگوم دانه‌ای) بر اثر کمبود بور مقادیر کلروفیل a، b، و کاروتنوئیدها در هر گرم برگ تر در مقایسه با گیاهان شاهد به‌ترتیب 7/57، 4/38 و 4/26 درصد افزایش یافتند؛ ولی نسبت کلروفیل a/b در این رقم تفاوت معنی‌داری نشان نداد. در این رقم تیمار کمبود آهن نیز افزایش محتوای سه رنگیزة کلروفیل a، b، و کاروتنوئیدها را نسبت به شاهد به‌ترتیب 5/85، 9/69 و 3/80 درصد باعث شد؛ برعکس، در رقم شوگرگریز در تیمار کمبود بور مقادیر کلروفیل a، کلروفیل کل، کاروتنوئیدها و نسبت کلروفیل a/b در قیاس با گیاه شاهد به‌ترتیب 02/21، 4/15، 4/27 و 04/27 درصد کاهش یافتند. گیاهچه‌های این رقم که در تیمار کمبود آهن رشد یافته بودند، تغییر معنی‌داری در محتوای سه رنگیزة فتوسنتزی نشان ندادند؛ ولی نسبت کلروفیل a/b حدود 7/28 درصد نسبت به شاهد کاهش یافت (شکل 1).

 

 

شکل 1- مقایسة اثر تیمارهای کمبود بور و آهن بر محتوای کلروفیل a (A)، کلروفیل b (B)، کلروفیل کل (C)، نسبت محتوای کلروفیل a/b (D) و محتوای کاروتنوئید (E) دانه‌رست‌های 21 روزة سورگوم، رقم کیمیا و شوگرگریز- مقادیر، میانگین 3 تکـرار ± SE هستند. حروف غیرمشترک بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0>p هستند.

 


تغییر محتوای کربوهیدرات‌ها (پلی‌ساکاریدها و قندهای احیاکننده): تجزیة واریانس دوطرفة داده‌ها نشان داد که تفاوت میانگین‌های محتوای پلی‌ساکاریدی و قندهای احیاکنندة سورگوم بر اثر سه عامل رقم، نوع اندام و تیمار به‌تنهایی و اثر متقابل آنها با هم در سطح 05/0>p معنی‌دار بود (جدول 2).

در رقم کیمیا محتوای پلی‌ساکاریدی اندام هوایی بر اثر تیمار کمبود بور حدود 4/29‌ درصد بیشتر از نمونة شاهد بود؛ ولی در تیمار کمبود آهن تغییر معنی‌داری مشاهده نشد. در ریشة این رقم، تیمار کمبود آهن و بور اختلاف معنی‌داری بین میانگین‌های محتوای پلی‌ساکاریدی ایجاد نکرد (شکل‌های 2-A و B). محتوای قندهای احیاکنندة گیاهچه‌های رقم کیمیا بر اثر تیمار کمبود بور در مقایسه با شاهد تفاوت معنی‌داری نشان نداد؛ اما در تیمار کمبود آهن محتوای قندهای احیاکنندة هر دو اندام هوایی و ریشه به‌ترتیب 8/35 و 5/25 درصد نسبت به شاهد افزایش یافت (شکل‌های 2-A و B).

بررسی محتوای کربوهیدراتی در گیاهچه‌های رقم شوگرگریز نشان داد در اندام هوایی، محتوای پلی‌ساکاریدها در تیمار کمبود بور کاهش مختصر و در تیمار آهن حدود 9/39 درصد نسبت به شاهد افزایش یافت. در این رقم تنها اثر تیمار کمبود بور افزایش معنی‌دار 121 درصدی محتوای پلی‌ساکارید ریشه را نسبت به شاهد به دنبال داشت. همچنین محتوای قندهای احیاکنندة اندام هوایی رقم شوگرگریز با تیمار کمبود بور و آهن به‌ترتیب 1/76 و 89/41 درصد و در ریشه به‌ترتیب 03/128 و 09/58 درصد نسبت به شاهد افزایش یافت (شکل‌های 3-A و B).

 

 

جدول 2- تجزیة واریانس دوطرفة اثر تیمارهای کمبود بور و آهن بر میانگین‌های محتوای کربوهیدرات‌ها، ترکیبات فنلی و فعالیت فنیل آلانین آمونیا لیاز در گیاهچه‌های دو رقم سورگوم کیمیا و شوگرگریز

میانگین مربعات

درجة آزادی

منبع تغییرات

فنیل آلانین آمونیا لیاز

ترکیبات فنلی

قندهای احیاکننده

پلی‌ساکاریدها

13/8 **

44/0 *

**17143

174 **

1

رقم (A)

94/1 **

59/31 **

103249 **

10281 **

1

اندام (B)

55/2 **

96/1 **

6614 **

897 **

2

تیمار (C)

15/2 **

22/39 **

2644 **

3130 **

1

A×B

33/1 **

59/0 **

7871 **

524 **

2

A×C

56/0 **

75/8 **

2102 **

689 **

2

B×C

76/0 **

29/0 *

3179 **

1240 **

2

A×B×C

79/7

07/0

25

4

24

خطا

 

 

 

 

36

کل

* و ** به‌ترتیب نشان‌دهندة تفاوت معنی‌دار بین میانگین‌ها در سطح احتمال 5 و 1 درصد هستند.

 

 

A:

B:

شکل 2- اثر تیمار کمبود عناصر بور و آهن بر محتوای پلی‌ساکاریدی گیاهچه‌های 21 روزة رقم کیمیا و شوگرگریز- مقادیر، میانگین 3 تکـرار ± SE هستند. حروف غیرمشترک بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0>p هستند.

 

شکل 3- اثر تیمار کمبود عناصر بور و آهن بر محتوای قندهای احیاکنندة گیاهچه‌های 21 روزة رقم کیمیا و شوگرگریز- مقادیر، میانگین 3 تکـرار ± SE هستند. حروف غیرمشترک بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0>p هستند.

 


بررسی تغییر محتوای ترکیبات فنلی و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز: تجزیة واریانس دوطرفة داده‌های حاصل از سنجش محتوای ترکیبات فنلی در اندام هوایی و زیرزمینی سورگوم نشان داد، پس از اعمال تیمار کمبود عناصر، میانگین محتوای ترکیبات فنلی و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز گیاهچه‌ها بر اثر عوامل رقم، اندام و تیمار به‌تنهایی و آثار متقابل آنها تفاوت معنی‌داری در سطح 05/0>p نشان داد (جدول 2).

سنجش محتوای ترکیبات فنلی در رقم کیمیا و شوگرگریز، تفاوت شاخصی بین میانگین محتوای فنل کل ریشه با اندام هوایی نشان داد (شکل‌های 4-A و B). بیشترین محتوای ترکیبات فنلی در اندام هوایی رقم شوگرگریز در تیمارهای مختلف مشاهده شد؛ درحالی‌که کمترین محتوای ترکیبات فنلی (08/5 میلی‌گرم در هر گرم وزن تر) متعلق به ریشه‌های این رقم به‌ویژه در تیمار کمبود بور بود که حدود 35 درصد کاهش نسبت به نمونة شاهد نشان داد. در تیمار کمبود آهن نیز ریشه‌های رقم شوگرگریز حدود 5/20 درصد از محتوای فنلی خود را از دست دادند.

درنمونه‌های شاهد رقم کیمیا، محتوای ترکیبات فنلی ریشه بیشتر از اندام هوایی بود (48/9 در مقابل 07/7 میلی‌گرم در هر گرم وزن تر)؛ اما بر اثر تیمارهای کمبود بور و آهن نتایجی معکوس به دست آمد؛ به‌طوری‌که، اندوختة ترکیبات فنلی ریشه‌ها در مقایسه با شاهد و اندام هوایی کاهش یافت؛ ولی محتوای این ترکیبات در اندام هوایی نسبت به شاهد افزایش یافت؛ همان‌طورکه در شکل‌های 4-A و B مشاهده می‌شود، پس از اعمال تیمارهای کمبود بور و آهن محتوای این ترکیبات در اندام هوایی نسبت به شاهد به‌ترتیب 5/19 و 2/21 درصد افزایش و در ریشه به‌ترتیب 9/22 و 09/16 درصد کاهش یافت.

مقایسة فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز در تنش‌های کمبود بور و آهن نشان می‌دهد، میانگین فعالیت این آنزیم در رقم شوگرگریز بیشتر از رقم کیمیا بود (شکل 5-A). بیشترین فعالیت آنزیم در اندام هوایی رقم شوگرگریز (گیاهچه‌های شاهد و تیمارشده با کمبود بور) مشاهده شد و کمترین میزان فعالیت آنزیم در نمونه‌های رقم کیمیا دیده شد. فعالیت آنزیم یادشده در ریشة رقم کیمیا بر اثر تیمار کمبود آهن 8/20 درصد نسبت به نمونة شاهد کاهش یافت. در تیمارهای کمبود عناصر، فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز در رقم شوگرگریز به‌طور متمایزی کاهش یافت؛ برای نمونه در ریشه‌ها فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز بر اثر تیمار کمبود بور و آهن به‌ترتیب 4/55 و 7/61 درصد کاهش و در اندام هوایی تیمارشده با کمبود آهن، 9/59 درصد نسبت به نمونة شاهد کاهش یافت (شکل‌های 5-A و B).

 

 

 

 

شکل 4- اثر تیمار کمبود عناصر بور و آهن بر محتوای ترکیبات فنلی گیاهچه‌های 21 روزة رقم کیمیا و شوگرگریز- مقادیر، میانگین 3 تکـرار ± SE هستند. حروف غیرمشترک بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0>p هستند.

 

 

شکل 5- اثر تیمار کمبود عناصر بور و آهن بر فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز گیاهچه‌های 21 روزة رقم کیمیا و شوگرگریز- مقادیر، میانگین 3 تکـرار ± SE هستند. حروف غیرمشترک بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0>p هستند.

 


 

a

a

a

a

a

a

a

a

a

a

a

a

بحث

بررسی محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی در اندام هواییدانه‌رست‌های 21 روزة هر دو رقم نشان داد، باوجود تفاوت معنی‌دار محتوای کلروفیل a در نمونه‌های شاهد دو رقم بررسی‌شده، تفاوت میانگین‌های کلروفیل a و b بین سایر تیمارها چشمگیر نبود و حتی نسبت کلروفیل a/b بین تیمارهای هر دو رقم به استثنای نمونة شاهد شوگرگریز کمابیش در سطح ثابت باقی ماند؛ البته وقتی مقدار این شاخص‌ها با نمونة شاهد هر رقم مقایسه شد، افزایش محتوای کلروفیل a و b رقم کیمیا در دو تیمار مشاهده شد که آسیب فتوسنتزی کمتر این رقم را نشان می‌دهد؛ درحالی‌که کاهش نسبت کلروفیل b/a بر اثر تیمار کمبود بور و آهن در رقم شوگرگریز، بیان‌کنندة بروز علائم تنش اکسیداتیو است.

مطابق مشاهدات و بررسی‌های اولیة ما، علائم کمبود بور در ده روز اول جوانه‌زنی و رشد دانه‌رست‌های سورگوم تشخیص داده نشد. تاخیر در بروز آثار کمبود بور را در مرحلة دانه‌رستی می‌توان به جذب کارآمد بور از اندوختة بذر نسبت داد. گیاهان، عنصر بور را با سازوکارهای فعال و غیرفعال جذب می‌کنند (Dannel et al., 2002)؛ به‌علاوه ناقل‌های BOR در شرایط کمبود این عنصر می‌توانند با انتقال فعال با کارایی زیاد، کمبود را در مراحل اولیة رشد گیاه جبران کنند. نخستین ناقل بور به‌نام BOR1 که در بارگیری این عنصر در آوندهای چوبی دخالت دارد، در غشای پلاسمایی سلول‌های دایرة محیطیة Arabidopsis thaliana شناسایی شد. این ناقل در شرایط کمبود بور در غشا تجمع می‌یافت (Takano et al., 2002). پژوهش‌های دیگر، کاهش انتقال بور به اندام هوایی را در گیاهان جهش‌یافتة bor1-1 در مقایسه با گیاهان نوع وحشی در کمبود این عنصر نشان دادند که بیان‌کنندة فعالیت برون‌شارشی ناقل BOR1 است که خروج بور از سلول‌های دایرة محیطیه به سمت آوندهای چوبی ریشه و سپس ترابری آن را به سمت اندام های هوایی موجب می‌شود (Takano et al., 2002)؛ بنابراین می‌توان تفاوت دو رقم را از نظر محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی به کارایی این ناقل در فراهم‌کردن مقدار بور لازم برای رشد اندام‌های هوایی و کمک به حفظ یکپارچگی غشاها و دیواره‌های سلولی گیاه برای جذب املاح ضروری ازجمله آهن نسبت داد. به نظر می‌رسد ذخایر بور و آهن در بذرهای رقم دانه‌ای کیمیا به اندازه‌ای بود که در شرایط بررسی‌شده، عامل محدود‌کنندة بیوسنتز رنگیزه‌های کلروفیلی به شمار نمی‌رفت و کاهش رشد طولی سلول‌ها و محدودیت دسترسی به آب، افزایش مختصر این رنگیزه‌ها را نیز نسبت به شاهد باعث شده بود؛ درحالی‌که اندوختة بذرهای رقم علوفه‌ای سورگوم (شوگرگریز) شاید به‌دلیل داشتن مقدار بور کمتر، نتوانسته است همگام با رشد سریع‌تر این گیاه احتیاجات دانه‌رست‌ها را در مدت طولانی تامین کند؛ به‌طوری‌که کاهش مختصری در محتوای کلروفیل a این رقم نسبت به شاهد در تنش بور رخ داده است. آهن در تشکیل پیش‌سازهای مولکول کلروفیل مانند دلتا-آمینولوولینیک اسید و پروتوپورفیرین نقش کاتالیزوری دارد (Marschner, 1986). افزایش غلظت کلروفیل در تیمارهای رقم کیمیا می‌تواند به‌ این دلیل باشد که در مرحلة دانه‌رستی میزان یون‌های آهن ذخیره‌شده در بذرها این نیاز را برطرف کرده و اثر منفی بر بیوسنتز کلروفیل‌ها و میانگین محتوای آنها نگذاشته است.

به نظر می‌رسد در شرایط کمبود آهن، فروکلاتازها که در مسیر بیوسنتز گروه‌های هم و سیتوکروم‌ها عمل می‌کنند، فعالیتشان محدود می‌شود و پیش‌سازهای مشترکی که در مسیر بیوسنتز کلروفیل هم مصرف می‌شوند، با مداخلة Mg-کلاتاز به سمت تولید انواع کلروفیل‌ها هدایت می‌شوند. این دو آنزیم در نقطة انشعاب مصرف پروتوپورفیرین IX نقش کلیدی دارند و فعالیت آنها بسته به غلظت آهن و منیزیم تغییر می‌کند. نکتة مهم این است که بخش زیادی از کلروفیل b از تغییر ساختار شیمیایی کلروفیل a حاصل می‌شود و همان‌طورکه در پژوهش حاضر نیز مشاهده شد، در رقم کیمیا که متحمل‌تر بود، میانگین کلروفیل b تغییراتی مشابه کلروفیل a را نشان داد؛ اما در رقم شوگرگریز که به کمبود عناصر بررسی‌شده حساس‌تر بود، محتوای کلروفیل b در تیمار کمبود بور کاهش و در تیمار کمبود آهن افزایش یافت که عملکرد Mg-کلاتاز را در هدایت پیش‌سازها به سمت مسیر بیوسنتز کلروفیل نشان می‌دهد.

در پژوهش حاضر نیز تغییرات محتوای کاروتنوئید تیمارهای مختلف نشان می‌دهند، افزایش کاروتنوئیدها با تعدیل ویژگی‌های فیزیکی بخش چربی غشاها حفاظت غشاهای زیستی را در مقابل آسیب‌های اکسیداتیو باعث شده است. پژوهش‌های اخیر نشان داده‌اند، هستة آبگریز غشاهای زیستی متشکل از اسیدهای چرب با چند پیوند غیر‌اشباع هدف اصلی گونه‌های فعال اکسیژن هستند که ممکن است به‌طور مستقیم به تخریب غشاها منجر شوند. حفاظت در مقابل گونه‌های فعال اکسیژن، یکی از عملکردهای زیستی کاروتنوئیدها است (Gruszecki and Strzalka, 2005). اثر مستقیم رنگیزه‌های کاروتنوئیدی بر ویژگی‌های ساختاری و پویایی غشاها نتیجة برهم‌کنش‌های کاروتنوئید-لیپید و کاهش تنش اکسیداتیو با کاستن حساسیت چربی‌های غشا است .(Cogdell and Frank, 1987; Gruszecki and Strzalka, 2005). به نظر می‌رسد، حضور گروه‌های هیدروکسیل در کاروتنوئیدها که در لبه‌های دو لایة لیپیدی لنگر انداخته‌اند، با تعدیل سیالیت غشا و تشکیل سد، از نفوذ مولکول‌های کوچک اکسیژن فعال جلوگیری می‌کند (Berglund et al., 1999). کاروتنوئید با زایل‌کردن حالت سه‌تایی کلروفیل برانگیخته (Schodel et al., 1999) یا با جاروب‌کردن حالت یکتایی اکسیژن برانگیخته (گونة بسیار فعال اکسیژن که بیشتر در مرکز واکنش فتوسیستم II تشکیل می‌شود) به از بین‌رفتن مهار نوری دستگاه فتوسنتزی منجر می‌شود (Polivka and Sundstrom, 2004; Knox and Dodge, 1985). نتایج پژوهش حاضر نیز نشان دادند در تیمارهایی که محتوای کاروتنوئیدها زیاد بود، محتوای کلروفیل نیز متعاقبا افزایش یافت. همین مسئله باعث شد، رقم کیمیا مقاومت بیشتری نشان دهد و محتوای کلروفیل کل آن که در شرایط عادی کمتر بود، در شرایط تنش به رقم دیگر نزدیک شود. در رقم شوگرگریز در تیماری که محتوای کاروتنوئیدها افزایش یافته بود، میزان کلروفیل نیز نزدیک به محتوای این رنگیزه در شاهد حفظ شده بود؛ برعکس در تیمارهایی که محتوای کاروتنوئید کم بود، به نظر می‌رسد تخریب کلروفیل‌ها رخ داده باشد.

بررسی فتوسنتز در گیاهان با اندازه‌گیری تغییر محتوای کربوهیدرات‌ها نیز ممکن است. به‌طورکلی در هر دو رقم، محتوای پلی‌ساکاریدها و قندهای احیاکنندة ریشه بیشتر از اندام هوایی بود. صرف‌نظر از نوع تیمارهای کمبود عناصر، محتوای پلی‌ساکاریدهای اندام هوایی گیاهچه‌های رقم کیمیا نسبت به شوگرگریز بیش از دو برابر بود که اثر ژنوتیپ را در این زمینه نشان می‌دهد. شاخص‌ترین تغییرات در رقم شوگرگریز در تنش کمبود بور دیده شد که محتوای پلی‌ساکاریدها و قندهای احیاکنندة ریشه بین 2 تا 5/2 برابر افزایش یافته بود. دربارة تیمار کمبود آهن نیز افزایش قندهای احیاکننده در ریشة هر دو رقم مشاهده شد.

گرچه نقش دقیق بور در متابولیسم گیاهی روشن نیست، شواهد موجود نشان می‌دهند این عنصر در انتقال کربوهیدرات‌ها و عملکرد غشاها نقش دارد (Taiz and Zeiger, 2010). Cakmak و Romheld (1997) در گزارشی افزایش قندهای محلول را در گیاهان دچار کمبود بور تایید کرده‌اند. در این گیاهان، افزایش قندهای محلول در ریشه به کاهش بارگیری فراورده‌های گلیکوزیدی به سمت برگ‌ها نسبت داده شده است. به محض ورود بور به آوندهای چوبی، قندها با جریان تعرق به سمت اندام هوایی انتقال داده می‌شوند (Shelp, 1993)؛ بنابراین، به نظر می‌رسد در تنش کمبود بور سازوکار بارگیری قندها به سمت اندام هوایی مختل می‌شود؛ درنتیجه، تراز قندهای محلول در ریشه افزایش می‌یابد. همچنین ممکن است افزایش قندهای محلول در ریشه به القای پلیمریزاسیون قندهای ساده و افزایش سطح پلی‌ساکاریدها منجر شود؛ علاوه‌بر‌این، بور می‌تواند با آوند آبکش نیز به سمت بافت‌های رویشی و زایشی منتقل شود (Matoh and Ochiai, 2005; Shelp, 1993). سازوکار پیشنهادی برای انتقال بور در آوند آبکش شامل تشکیل هم‌تافته‌های بور- دی-اُل است که مولکول‌های انتقالی هستند (Brown and Hu, 1996; Hu et al., 1997). درواقع، بور به‌آسانی می‌تواند به گروه‌های سیس- هیدروکسیل قندهای الکلی (مانیتول و سوربیتول) متصل شود و اجازة انتقال بور با آوند آبکش را فراهم می‌کند. هم‌تافته‌های بور- پلی-اُل از شیرة آوندهای کرفس (Apium graveolens)، جدا و مشخص شدند (Hu et al., 1997)؛ علاوه‌بر‌این، مشاهده شده است گیاهان تراریخت توتون با سطوح افزایش‌یافتة سوربیتول ظرفیت بیشتری برای انتقال بور با آوند آبکش و افزایش تحمل در برابر کمبود بور داشته‌اند (Bellaloui et al., 1999; Brown et al., 1999)؛ با وجود این، انتقال بور با آوند آبکش به‌ویژه در بافت‌های جوان، در گیاهانی که قدرت تولید این نوع کربوهیدرات‌ها را نداشتند نیز گزارش شده است (Matoh and Ochiai, 2005; Stangoulis et al., 2001; Takano et al., 2001).

در رقم شوگرگریز از ارقام علوفه‌ای سورگوم تنش کمبود آهن، محتوای قندهای احیاکنندة ریشه را به‌شدت افزایش داد. دربارة تغییر محتوای کربوهیدرات‌ها بر اثر کمبود آهن اطلاعات زیادی در دسترس نیستند. این یافته با نتایج Meier و Reid (1982) مطابقت دارد. آنها گزارش کردند میزان کربوهیدرات‌های محلول در سورگوم علوفه‌ای در تنش‌های غیرزیستی مختلف افزایش می‌یابد؛ ازسوی‌دیگر، سایر پژوهش‌ها نشان داده‌اند در شرایط کمبود آهن فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، گایاکول پراکسیداز محلول و دیواره‌ای، پلی‌فنل اکسیداز و آسکوربات پراکسیداز ریشه و بخش هوایی کاهش و میزان  هیدروژن پراکسید در ریشه و پراکسیداسیون لیپیدها در بخش هوایی افزایش می‌یابد (Kiani Chalmardi et al., 2012; Sun et al., 2016)؛ ازاین‌رو می‌توان بخشی از افزایش قندهای احیاکننده و پلی‌ساکاریدهای دیواره‌ای سورگوم را در شرایط تنش کمبود آهن به اهمیت نقش آنتی‌اکسیدانی آنها و ترکیبات فنلی برای جبران کاهش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی نسبت داد.

ترکیبات فنلی به‌دلیل ساختار محلول در آب و وزن مولکولی کم ازجمله ترکیبات آلی مناسب برای تنظیم فشار اسمزی سلول‌ها در تنش‌های محیطی هستند که می‌توانند در پاک‌کردن رادیکال های آزاد نیز نقش داشته باشند (Chishaki and Horiguchi, 1997). به نظر می‌رسد قبل‌ازاینکه تجمع ترکیبات فنلی بر اثر کمبود بور رخ بدهد، بور در متابولیسم آنها نقش دارد (Blevins and Lukaszewski, 1998). نتایج حاصل از پژوهش حاضر دربارة سنجش محتوای ترکیبات فنلی در تیمارهای کمبود بور و آهن نشان دادند در اندام هوایی گیاهچه‌های رقم کیمیا مقدار این مواد افزایش و در ریشه‌ها نسبت به شاهد کاهش یافته بود. در ریشة دانه‌رست‌های رقم شوگرگریز نیز نتایج مشابهی دربارة کاهش محتوای ترکیبات فنلی پس از اعمال تنش کمبود عناصر حاصل شد. کمبود عناصر غذایی معمولا افزایش غلظت ترکیبات فنلی را در بافت‌های گیاهی باعث می‌شود (Lin et al., 2011; Widodo et al., 2010). گزارش شده است ترکیبات فنلی به‌مقدار زیادی از ریشه‌های گیاهان دچار تنش کمبود آهن در مقایسه با گیاهان دارای تغذیة آهن کافی ترشح می‌شوند که به استفاده و واژگردی (turn over) آهن آپوپلاستی در ریشه‌ها مربوط می‌شود (Jin et al., 2007). این پدیده می‌تواند کاهش محتوای ترکیبات فنلی ریشه را پس از اعمال تنش کمبود آهن توجیه کند. بررسی تراوش‌های ریشة ذرت کشت‌شده در شرایط کمبود آهن، آزادشدن مقادیر زیادی از گلوتامات، گلوکز، ریبیتول و سیترات را اثبات کرد (Carvalhais et al., 2011).

افزایش غلظت ترکیبات فنلی در بافت‌های تیمارشده با تنش کمبود بور به‌ویژه در اندام هوایی گونه‌های گیاهی دارای نیاز بیشتر به بور مانند آفتابگردان گزارش شده است (Marschner, 1995). تشکیل هم‌تافته‌های سیس- دی اُل بین بور و ترکیبات فنلی نقش مهمی در تجمع این ترکیبات در بافت‌های اندام هوایی دچار کمبود بور ایفا می‌کند (Shelp, 1993). رادیکال‌های فنوکسیل می‌توانند از ترکیبات فنلی در واکنش‌های غیرآنزیمی با آسکوربات تولید شوند. در شرایط فیزیولوژیک معمول، این رادیکال‌ها اثر نامطلوبی ندارند و به‌سرعت به محصولات غیررادیکالی تبدیل می‌شوند. ترکیبات فنلی با گروه‌های هیدروکسیل و کربوکسیل خود قدرت اتصال به مس و آهن را دارند (Jung et al., 2003) و افزایش ترکیبات فنلی در اندام هوایی توان جابه‌جایی آهن متصل به اجزای دیوارة سلولی را در گیاهان افزایش می‌دهد (Jin et al., 2008)؛ بنابراین، افزایش ترکیبات فنلی در اندام هوایی ممکن است مقدار انتقال آهن پیوسته در دیوارة سلولی را زیاد کند و درنتیجه، آثار کمبود آهن را در اندام‌های جوان گیاه کاهش دهد. این پدیده می‌تواند کاهش‌نیافتن بیوسنتز کلروفیل‌ها را در برگ‌های دانه‌رست 21 روزة سورگوم توجیه کند. نتایج تعدادی از پژوهش‌های علمی نشان داده‌اند کمبود بور نه‌تنها تغییرات کمّی بلکه تغییرات کیفی را در گروه‌های فنلی ذخیره‌شده در گیاهان القا می‌کند (Camacho-Cristóbal et al., 2002, 2004; Karioti et al., 2006). مسیر فنیل‌پروپانوئیدها مسئول بیوسنتز طیف وسیعی از متابولیت‌های ثانویه مانند استرهای فنلی، کومارین‌ها، فلاونوئیدها و لیگنین‌ها هستند. همة این ترکیبات از ترانس سینامیک اسید و با تنظیم فعالیت آنزیم کلیدی فنیل آلانین آمونیا لیاز به وجود می‌آیند. بور در تغییر غلظت و متابولیسم این ترکیبات دخالت دارد. پژوهش‌های Camacho-Cristóbal و همکاران (2002) نشان دادند درنتیجة تنش کمبود بور محتوای ترکیبات فنلی و فعالیت دو آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز و پلی‌فنل اکسیداز (PPO) در توتون افزایش می‌یابد. عملکرد پلی‌فنل اکسیداز به اکسیداسیون ترکیبات فنلی به کوئینو‌ن‌ها منجر می‌شود و به‌دنبال آن تولید گونه‌های خطرناک اکسیژن فعال بیشتر می‌شود و مشکلاتی را برای سلول‌های گیاهی ایجاد می‌کند. کمبود بور می‌تواند تجمع هم‌تافته‌های پلی‌آمین- فنل را باعث شود که در شرایط ذخیرة کافی بور تشخیص داده نشده‌اند. افزایش تجمع پلی‌آمین‌ها در گیاهان توتون دچار کمبود بور گزارش شده است (Camacho-Cristóbal et al., 2005).

در دو تنش بررسی‌شده، محتوای ترکیبات فنلی در اندام‌های هوایی سورگوم بیشتر از ریشه بود و در رقم شوگرگریز محتوای این ترکیبات در ریشه به‌شدت افت پیدا کرد. فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز نیز در ریشة رقم شوگرگریز در تیمار کمبود آهن و بور متناسب با میانگین محتوای ترکیبات فنلی نسبت به شاهد کاهش یافت؛ برعکس، محتوای قندهای احیاکنندة ریشه در این رقم به‌طورمعنی‌داری افزایش یافت. در هر دو رقم فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز در اندام هوایی در تنش کمبود بور همگام با محتوای ترکیبات فنلی این اندام‌ها اندکی بیشتر از شاهد شده بود. به نظر می‌رسد همبستگی مثبتی بین فعالیت آنزیم و محتوای ترکیبات فنلی در اندام هوایی و ریشه‌ها وجود دارد که نشان می‌دهد بور و آهن در بیوسنتز ترکیبات فنلی به‌طور مستقیم یا غیرمستقیم نقش دارند.

شواهد موجود بیان‌کنندة آنست که بور، یکی از مواد مغذی برای گیاه، می‌تواند در متابولیسم و ذخیره‌کردن ترکیبات فنلی در گیاهان آوندی نقش موثر داشته باشد و تجمع ترکیبات فنلی را با تحریک فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز سبب شود (Camacho-Cristóbal et al., 2002; Ruiz et al., 1998; Cakmak et al., 1995). فنیل آلانین آمونیا لیاز دآمیناسیون L- فنیل آلانین به ترانس- سینامیک اسید (پیش‌ساز ترکیبات پلی‌فنلی) را کاتالیز می‌کند (Vogt, 2010). ترکیبات فنیل پروپانوئیدی نه‌تنها عملکردهای گوناگون نموی گیاه را تکمیل می‌کنند، بلکه در حفاظت گیاه در برابر تنش‌های زیستی و غیرزیستی نیز دخالت می‌کنند؛ بنابراین، به نظر می‌رسد کاهش فعالیت این آنزیم در تنش‌های بررسی‌شده به‌ویژه در ریشة رقم شوگرگریز پاسخی با هدف تغییر متابولیسم گیاه برای تولید متابولیت‌های کلیدی‌تر در اندام هوایی است. بیوسنتز آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز و تجمع ساختارهای فنیل پروپانوئیدی در برابر حملة عوامل بیماری‌زا ازجمله ویروس‌ها، جراحت بافت، اشعة UV، دماهای پایین و کمبود مواد غذایی در اندام هوایی گیاهان گزارش شده‌اند (Kovaeik et al., 2007; Ritter and Schulz, 2004; Gholizadeh et al, 2004). گزارش شده است فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز در برگ‌های توتون در شرایط کمبود بور افزایش می‌یابد (Camacho-Cristóbal et al., 2002).

 

جمع‌بندی

دامنة بروز علائم کمبود عناصر بسته به سن، سرعت تحرک عنصر و ژنتیک گیاه تغییر می‌کند. دانه‌رست‌های دو رقم سورگوم در مراحل اولیة رشد به‌دلیل برخورداری از اندوختة موجود در بذر توانایی کاهش آثار تنش کمبود عناصر را داشتند؛ به‌طوری‌که درنتیجة واژگردی عناصر، بیوسنتز کلروفیل‌ها و فتوسنتز در حد کفایت انجام شدند؛ بنابراین، افزودن کود به مزارعی که دچار کمبود این دوعنصر هستند، بهتر است یک ماه پس از کشت یا قبل از ورود به دورة زایشی انجام شود. افزایش سنتز کاروتنوئیدها در تیمار کمبود آهن و بور محافظت دستگاه فتوسنتزی سورگوم را موجب شد؛ به‌همین‌دلیل، بیوسنتز و ذخیره‌کردن انواع کربوهیدرات‌ها در دورة اولیة رشد به‌خوبی انجام شد؛ تاجایی‌که افزایش محتوای قندهای احیاکننده در ریشة سورگوم در تنش کمبود بور و آهن بدون کاهش محسوس در مقدار پلی‌ساکاریدهای آن مشاهده شد. به نظر می‌رسد ترکیبات یادشده نقش تنظیم‌کننده‌های اسمزی ریشه را ایفا می‌کنند و با اتصال به عنصر بور به ترابری آن در آوندهای چوبی برای هدایت به سمت اندام هوایی نیز کمک می‌کنند؛ به‌علاوه، افزایش محتوای قندهای احیاکننده در ریشه می‌تواند راهکاری برای پاک‌کردن رادیکال‌های آزاد و کاهش تنش اکسیداتیو ناشی از کمبود عناصر بررسی‌شده باشد. کاهش محتوای ترکیبات فنلی در ریشه ازیک‌سو با کاهش فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز توجیه‌پذیر است و ازسوی‌دیگر ممکن است از سازوکاری مقاومتی در گیاهان ناشی شود که در آن، ترکیبات فنلی از ریشه به ریزوسفر ترشح می‌شوند و با کلات‌کردن یون‌های آهن، دسترسی این عنصر را برای گیاه تسهیل می‌کنند. در اندام هوایی افزایش محتوای ترکیبات فنلی نسبت به بافت ریشه می‌تواند نقش این ترکیبات را در تنظیم اسمزی و پاک‌کردن رادیکال‌های آزاد نشان دهد. در رقم کیمیا فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز در ریشه و اندام هوایی تیمارشده با کمبود بور کاهش نیافت و در ریشه، بین فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیا لیاز و سنتز ترکیبات فنلی همبستگی مثبتی مشاهده شدکه بیان‌کنندة مشارکت این ترکیبات در پاسخ‌های دفاعی گیاه است.

 

سپاسگزاری

همة آزمایش‌ها در آزمایشگاه فیزیولوژی گیاهی دانشگاه الزهرا انجام شده‌اند. نگارندگان مقاله بر خود لازم می‌دانند، از دانشکدة علوم زیستی و معاونت محترم پژوهشی دانشگاه الزهرا به‌دلیل همکاری در انجام پژوهش حاضر، سپاسگزاری کنند.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


 

 

 

Abadía, J., López-Millán, A. F., Rombolá, A. and Abadía, A. (2002) Organic acids and Fe deficiency: a review. Plant Soil 241: 75–86.

 

Ahmadpour, M. (2013) The role of iron in plant and deficiency symptoms. Retrieved from http://www.iransoils.ir/?p=470. On: 1 July 2016.

Bellaloui, N., Brown, P. H. and Dandekar, A. M. (1999) Manipulation of in vivo sorbitol production alters boron uptake and transport in tobacco. Plant Physiology 119: 735–741.

Berglund, A. H., Nilsson, R. and Liljenberg, C. (1999) Permeability of large unilamellar digalactosyldiacylglycerol vesicles for protons and glucose-influence of α-tocopherol, β-carotene, zeaxanthin and cholesterol. Plant Physiology and Biochemistry 37: 179-186.

Blevins, D. G. and Lukaszewski, K. M. (1998) Boron in plant structure and function. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology 49: 481-500.

Brown, P. H., Bellaloui, N., Hu, H. and Dandekar, A. (1999) Transgenically enhanced sorbitol synthesis facilitates phloem boron transport and increases tolerance of tobacco to boron deficiency. Plant Physiology119(1): 17-20.

Brown, P. H., Bellalaui, N., Winner, M. A., Bassil, E. S., Ruiz, J., Hu, H., Pfeffer, H., Dannel, F. and Römheld, V. (2002) Boron in plant biology. Plant Biology 4: 205-223.

Brown, P. H. and Hu, H. (1996) Phloem mobility of boron is species dependent: Evidence for phloem mobility in sorbitol rich species. Annals of Botany 77: 497–505.

Cakmak, I., Kurz, H. and Marschner, H. (1995) Short-term effects of boron, germanium and high light intensity on membrane permeability in boron deficient leaves of sunflower. Plant Physiology 95: 11–18.

Cakmak, I. and Romheld, V. (1997) Boron deficiency-induced impairments of cellular functions in plants. Plant Soil193:71-83.

Camacho-Cristóbal, J. J., Lunar, L., Lafont, F., Baumert, A. and González-Fontes, A. (2004) Boron deficiency causes accumulation of chlorogenic acid and caffeoyl polyamine conjugates in tobacco leaves. Journal of Plant Physiology 162: 879-882.

Camacho-Cristóbal, J. J., Maldonado, J. M. and González-Fontes, A. (2005) Boron deficiency increases putrescine levels in tobacco plants. Journal of Plant Physiology 162: 921–928.

Camacho-Cristóbal, J. J., Anzellotti, D. and González-Fontes, A. (2002) Changes in phenolic metabolism of tobacco plants during short-term boron deficiency. Plant Physiology and Biochemistry 40: 997-1002.

Carvalhais, L. C., Dennis, P. G., Fedoseyenko, D., Hajirezaei, M. R., Borriss, R. and Von Wirén, N. (2011) Root exudation of sugars, amino acids and organic acids by maize as affected by nitrogen, phosphorus, potassium, and iron deficiency. Journal of Plant Nutrition and Soil Science 174: 3–11.

Chishaki, N. and Horiguchi, T. (1997) Responses of secondary metabolism to nutrient deficiency. Soil Science and Plant Nutrition 43: 987–991.

Cogdell, R. J. and Frank, H. A. (1987) How carotenoids function in photosynthetic bacteria. Biochimstry and Biophysic Acta 895: 63-79.

Dannel, F., Pfeffer, H. and Römheld, V. (2002) Update on boron in higher plant-uptake, primary translocation and compartmentation. Plant Biology4: 193–204.

DuBois, M., Gilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. A. and Smith, F. (1956) Colorimetrics method for determination of sugars and related substances. Analytical Chemistry 28: 350-356.

Eide, D., Broderius, M., Fett, J. and Guerinot, M. L. (1996) A novel iron regulated metal transporter from plants identified by functional expression in yeast. In: Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 93(11): 5624–5628.

Gholami, H. and Amir Sadegi, M. (2016) Why sorghum? Moravej 1395(154): 70-75 (in Persian).

Gholizadeh, A., Kumar, M., Balasubramanyam, A., Sharma, S., Narval, S., Lodha, M. L. and Kapoor, H. C. (2004) Antioxidant activity of antiviral proteins from Celosia cristata L. Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology 13: 13-18.

Goldbach, H. E., Yu, Q., Wingender, R., Schulz, M., Wimmer, M., Findeklee, P. and Baluska, F. (2001) Rapid response reactions of roots to boron deprivation. Journal of Plant Nutrition and Soil Science 164: 173-181.

Gruszecki, W. I. and Strzalka, K.(2005) Carotenoids as modulators of lipid membrane physical properties. Biochimica et Biophysica Acta 1740: 108-115.

Hu, H., Penn, S. G, Lebrilla, C. B. and Brown, P. H. (1997) Isolation and characterization of soluble B-complexes in higher plants: The mechanism of phloem mobility of boron. Plant Physiology 113: 649–655.

Jin, C. W., You, G. Y., He, Y. F., Tang, C., Wu, P. and Zheng, S.  J. (2007) Iron deficiency-induced secretion of phenolics facilitates the reutilization of root apoplastic iron in red clover. Plant Physiology 144: 278–285.

Jin, C. W., You, G. Y. and Zheng, S. J. (2008) The iron deficiency-induced phenolics secretion plays multiple important roles in plant iron acquisition underground. Plant Signaling and Behavior 3(1): 60-61.

Jung, C. H., Maeder, V., Funk, F., Frey, B., Sticher, H. and Frosserd, E. (2003) Release of phenols from Lupinus albus L. roots exposed to Cu and their possible role in Cu detoxification. Plant and Soil 252: 301-309.

Karioti, A., Chatzopoulou, A., Bilia, A. R., Liakopoulos, G., Stavrianakou, S. and Skaltsa, H. (2006) Novel secoiridoid glucosides in Olea europaea leaves suffering from boron deficiency. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry 70(8): 1898-1903.

Ke, D. and Saltveit, M. E. (1986) Effects of calcium and auxin on russet spotting and phenylalanine ammonia-lyase activity in iceberg lettuce. HortScience 21: 1169-1171.

Kiani Chalmardi, Z., Abdolzadeh, A. and Sadeghipour, H. R. (2012) Evaluation of the effects of silicon nutrition on alleviation of iron deficiency in rice plants (Oriza sativa L.) with emphasis on growth and antioxidant enzymes activity. Journal of Plant Biology 4(14): 61-74.

Knox, J. P. and Dodge, A. D.(1985) Singlet oxygen and plants. Phytochemistry 24: 889-896.

Kobayashi, T., Nishizawa, N. K. and Mori, S. (2006) Molecular analysis of iron-deficient graminaceous plants. In: Iron nutrition in plants and rhizospheric microorganisms (Eds. Barton, L. L. and Abadá, A.) 395–436. Springer, Dordrecht.

Kovaeik, J., Klejdus, B., Baekor, M. and Repeak, M. (2007) Phenylalanine ammonia-lyase activity and phenolic compounds accumulation in nitrogen deficient Matricaria chamomilla leaf rosettes. Plant Science 172(2): 393-399.

Lichtenthaler, H. K. (1993) Chlorophylls and Cartenoids: pigments of photosynthetics biomembranes. Method Enzymology 148: 350-382.

Lin, Z. H., Chen, L. S., Chen, R. B., Zang, F. Z., Jiang, H. X., Tang, N. and Smith, B. R. (2011) Root release and metabolism of organic acids in tea plants in response to phosphorus supply. Journal of Plant Physiology 168: 644-652.

Marinova, D., Ribarova, F. and Atanassova, M. (2005) Total phenolics and total flavonoids in Bulgarian fruits and vegetables. Journal of the University of Chemical Technology and Metallurgy 40(3): 255-260.

Marschner, H., Römheld, V. and Kissel, M. (1986) Different strategies in higher-plants in mobilization and uptake of iron. Journal of Plant Nutrition 9: 695-713.

Marschner, H. (1986) Mineral nutrition of higher plants. Orlando, Florida, Academic Press.

Marschner, H. (1995) Mineral Nutrition of Higher Plants. 2nd edition, New York, Academic Press.

Matoh, T. and Ochiai, K (2005) Distribution and partitioning of newly takenup boron in sunflower. Plant Soil 278: 351–360.

Meier, H. and Reid, J. S. D. (1982) Reserve polysaccharides other than starch in higher plants. In: Encyclopedia of plant physiology (Eds. Loewus, F. A. and Tanner, W.) 418–471. Berlin, Springer-Verlag. 

Miwa, K. and Fujiwara, T. (2010) Boron transport in plants: coordinated regulation of transporters. Annals of Botany 105: 1103-1108.

Murashige, T. and Skoog, F. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Plant Physiology 15(3): 473-497.

Nakagawa, Y., Hanaoka, H., Kobayashi, M., Miyoshi, K., Miwa, K. and Fujiwara, T. (2007) Cell-type specificity of the expression of OsBOR1, a rice efflux boron transporter gene, is regulated in response to boron availability for efficient boron uptake and xylem loading. Plant Cell 19: 2624-2635.

Oliveira, R. H., Milanez, C. R. D., Dallaqua, M. A. M. and Rosolem, C. A. (2006) Boron deficiency inhibits petiole and peduncle cell development and reduces growth of cotton. Journal of Plant Nutrition 29: 2035 2048.

Polivka, T. and Sundstrom, V.(2004) Ultrafast dynamics of carotenoid excited states from solution to natural and artificial systems. Chemical Reviews104: 2021-2071.

Rajaeian, S., Ehsanpour, A. A. and Toghyani, M. A. (2015) Changes in phenolic compound, TAL, PAL activity of Nicotiana rustica triggered by ethanolamine pretreatment under in vitro salt stress condition. Iranian Journal of Plant Biology 7(26): 1-12.

Ritter, H. and Schulz, G. E. (2004) Structural bases for the entrance into the phenylpropanoid metabolism catalyzed by phenylalanine ammonia lyase. Plant Cell 16: 3426-3436.

Rosolem, C. A. and Costa, A. (2000) Cotton growth and boron distribution in the plants as affected by temporary deficiency of boron. Journal of Plant Nutrition 23: 815-825.

Ruiz, J. M, Bretones, G., Baghour, M., Ragala, L., Belakbir, A. and Romero, L. (1998) Relationship between boron and phenolic metabolism in tobacco leaves. Phytochemistry48(2): 269-272.

Schmidt, W. (1999) Mechanisms and regulation of reduction based iron uptake in plants. New Phytologist 141: 1-26.

Schodel, R., Irrgang, K. D., Voigt, J. and Renger, G.(1999) Quenching of chlorophyll fluorescence by triplets in solubilized light-harvesting complex II (LHCII). Biophysical Journal.76: 2238-2248.

Shelp, B. J. (1993) Physiology and biochemistry of boron in plants. In: Boron and its role in crop protection (Ed. Gupta, U. C.) 53-85.CRC Press, Boca Raton.

Sheng, O., Song, S., Peng, S. and Deng, X. (2009) The effects of low boron on growth, gas exchange, boron concentration and distribution of "Newhall" navel orange (Citrus sinensis Osb.) plants grafted on two rootstocks. Scientia Horticulturae 121: 278-283.

Somogyi, M. (1952) Note on sugar determination. Biological Chemistry 195: 19-23.

Stangoulis, J. C. R., Brown, P. H., Bellaloui, N., Reid, R. J. and Graham, R. D. (2001) The efficiency of boron utilisation in canola. Australian Journal of Plant Physiology28: 1109-1114.

Sun, C., Wu, T., Zhai, L., Li, D., Zhang, X., Xu, X., Ma, H., Wang, Y. and Han, Z. (2016) Reactive oxygen species function to mediate the Fe deficiency response in an Fe-efficient apple genotype: an early response mechanism for enhancing reactive oxygen production. Frontier in Plant Science 7: 1726.

Susín, S., Abiín, J., Peleato, M. L., Sánchez-Baeza, J., Abadía, A., Gelpí, E. and and Abadía, J. (1994) Flavin excretion from roots of iron deficient sugar-beet (Beta-vulgaris L). Planta 193: 514-519.

Taiz, L. and Zeiger, E. (2010) Plant physiology. 5th edition, Sinauer Associates, Inc., Sunderland.

Takano, J., Noguchi, K., Yasumori, M., Kobayashi, M., Gajdos, Z., Miwa, K., Hayashi, H., Yoneyama, T. and Fujiwara, T. (2002) Arabidopsis boron transporter for xylem loading. Nature 420: 337-340.

Takano, J., Yamagami, M., Noguchi, K., Hayashi, H. and Fujiwara, T. (2001) Preferential translocation of boron to young leaves in Arabidopsis thaliana regulated by the BOR1 gene. Soil Science and Plant Nutrition47: 345–357.

Vogt, T. (2010) Phenylpropanoid biosynthesis. Molecular Plant 3: 2-20.

Widodo, B., Broadley, M. R. and Rose, T. (2010) Response to zinc deficiency of two lines with contrasting tolerance is determined by root growth maintenance and organic acid exudation rates and not by zinc-transporter activity. New Phytologist 186: 400-414.

Zhao, D. and Oosterhuis, D. M. (2002) Cotton carbon exchange, nonstructural carbohydrates, and boron distribution in tissues during development of boron deficiency. Field Crops Research 78: 75-87.

Zocchi, G., De Nisi, P., Dellòrto, M. and Espen, L. (2007) Iron deficiency differently affects metabolic responses in soybean roots. Journal of Experimental Botany 5: 993-1000.