فایدة کاربرد خاکی پتاسیم یدات برای کاهش آثار مضر تنش شوری در توت‌فرنگی

نویسندگان

1 گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

2 گروه منابع طبیعی و محیط‌زیست، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران

چکیده

ازآنجاکه سازوکارهای فتوشیمیایی درگیر در کاهش آثار مضر تنش شوری با یدات در گیاهان به‌خوبی شناسایی نشده‌اند، در پژوهش حاضر، این سازوکارها بررسی شدند. قبل از کشت نشاهای توت‌فرنگی (Fragaria x ananassa Duch.) در شرایط کنترل‌شده، خاک با تیمار پتاسیم یدات (KIO3) با غلظت‌های 5 و50 میلی‌گرم برکیلوگرم غنی شد. تنش شوری با سدیم کلرید 50 میلی‌مولار کاهش معنی‌دار سنتز پروتئین و شاخص کارایی فعالیت فتوشیمیایی فتوسیستم‌ها (PIabs) و همچنین افزایش معنی‌دار هیدروژن پراکسید (H2O2) و مالون‌دی‌آلدهید را باعث شد. کاربرد پتاسیم یدات در هردو غلظت 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک کاهش اثر منفی شوری و افزایش غلظت قند محلول و پروتئین کل را در گیاهان تیمارشده با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک یدات در تنش شوری سبب شد. گیاهان تیمارشده با شوری تنها، تغییر محسوسی در شکل نمودار فلورسانس کلروفیل (OJIP) نشان دادند و فاز فلورسانس I-P در این گیاهان کاهش چشمگیر نشان داد. کاربرد خاکی یدات از افت فاز I-P در گیاهان قرارگرفته در تنش شوری ممانعت کرد. همچنین کاربرد خاکی یدات با افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز و غلظت فنل کل، عملکرد سیستم آنتی‌اکسیدان برگ‌های توت‌فرنگی را در تنش شوری بهبود داد. نتایج پژوهش حاضر برای نخستین بار نشان دادند کاربرد خاکی یدات باکاهش‌دادن تولید گونه‌های فعال اکسیژن بهبود عملکرد فتوشیمیایی فتوسنتز را در تنش شوری و افزایش مقاومت گیاه توت‌فرنگی را به شوری موجب شد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Benefit of iodine soil application for alleviating detrimental effects of salinity stress in strawberry

نویسندگان [English]

  • Ghader Habibi 1
  • Shabnam Elyaghi 1
  • Masumeh Abedini 1
  • Nasrin sabourmoghaddam 2
1 Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran
2 Department of Natural Resources and Environment, Payame Noor University, Tehran, Iran
چکیده [English]

Since the photochemical mechanisms of iodine-mediated adaptation to salt stress is not yet clear, the present study was performed to address this issue. Strawberry (Fragaria × ananassa Duch.) plants were grown under controlled conditions, and soils of iodine treatment were fertilized with potassium iodate (KIO
3
) (5 and 50 mg/kg soil) before filling the pots. Salt stress (50 mM) negatively affected protein synthesis and photochemical reactions of strawberry, as evaluated by a decrease in performance index (PI
abs
) as well as higher levels of hydrogen peroxide (H
2
O
2
) and malondialdehyde, whereas application of KIO
3
(at both 5 and 50 mg/kg) alleviated the detrimental effect of sodium chloride (NaCl) stress. Plants treated with 50 mg/kg showed an increase in the soluble sugars content with respect to no KIO
3
supply under salinity stress. In salt-stressed plants, the OJIP chlorophyll fluorescence curve showed a quicker fluorescence decrease in the I-P phase. Notably, I-P phase in plants treated with KIO
3
was increased. These results indicated that KIO
3
application could protect the photosystem II from damage under salinity stress. Additionally, application of KIO
3
raised free radical scavenging activities of strawberry leaf because of an enhancement of catalase activity. These data provided the first evidence that the root-applied KIO
3
pretreatment alleviated salt stress in strawberry by decreasing reactive oxygen species production, resulting in better photochemical functioning under salt stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Antioxidant system
  • NaCl stress
  • Photochemical function
  • Soil-applied iodine
  • Strawberry

مقدمه

بهره‌وری کم گیاهان زراعی و باغی بیشتر به تنش‌های محیطی نسبت داده می‌شود. در بسیاری از نقاط دنیا گیاهان معمولاً با تنش‌های غیرزیستی مانند شوری، خشکی، دمای زیاد یا کم، مسموم‌شدن با فلزها، ازن، پرتو فرابنفش و علف‌کش‌ها مواجه‌اند که تهدید جدی برای تولید گیاهان به شمار می‌روند (Munns et al., 2006). تنش شوری از عوامل مهم محدود‌کنندة رشد رویشی و زایشی بیشتر گیاهان است (Mosleh Arany et al., 2018; Fazeli et al., 2018). سرعت گسترش شوری حدود 5/1 میلیون هکتار در هرسال تخمین زده شده است (Munns et al., 2006).

در سال‌های گذشته برای کاهش آسیب‌های ناشی از شوری در گیاهان، ترکیبات مهمی مانند هورمون‌های گیاهی، مولکول‌های علامت‌دهنده (نیتریک اکسید، هیدروژن پراکسید و غیره)، پلی‌آمین‌ها (اسپرمیدین، اسپرمین و پوترسین) و عناصر کمیاب (سلنیوم، سیلیکون و ید) استفاده شده‌اند (Hasanuzzaman and Fujita, 2011). کاربرد عنصر ید در گیاهان شوری‌دیده، علاوه‌بر کاهش تنش شوری، غنی‌شدن اندام‌های گیاه را با عنصر ید نیز سبب می‌شود؛ ازاین‌رو به استفاده از این عنصر برای کاهش آثار منفی تنش شوری توجه شده است (Leyva et al., 2011). ید از ریشه، روزنه‌ها و لایة کوتیکولی برگ جذب می‌شود. ید برای رشد گیاهان ضروری نیست؛ اما در برخی گیاهان آبزی نقش مهمی در سوخت‌و‌ساز دارد. ید پس از جذب، با بافت چوبی حمل می‌شود و میزان تجمع آن در برگ‌ها نسبت به میوه و دانه‌ها بیشتر است (Smolen et al., 2014). گیاهان یدات را به‌طور کارآمدتری نسبت به پتاسیم یدید از خاک جذب می‌کنند (Lawson et al., 2015). گیاه ید را از کانال‌های یونی حمل‌و‌نقل‌کنندة کلرید جذب می‌کند (White and Broadley, 2009)؛ بنابراین، امکان تداخل با آنیون‌های دیگر مانند نیترات، تیوسیانات و پرکلرات وجود دارد (Voogt and Jackson, 2010). گزارش‌ها دربارة تأثیرکاربرد ید بر پاسخ گیاه به تنش شوری بسیار نادر هستند (Leyva et al., 2011). تأثیر کاربرد ید بر کاهش آثار مضر تنش شوری در گیاه کاهو بررسی شده است (Blasco et al., 2011, 2013). در این گیاه کاهش تنش شوری با ید، بیشتر با افزایش توان آنتی‌اکسیدانی و بهبود روابط آبی انجام می‌شود. Blasco و همکاران (2011 و 2013) نشان داده‌اند استفاده از یدات، غلظت آسکوربیک اسید و فعالیت آنزیم کاتالاز را افزایش اما غلظت گلوتاتیون (GSH) و فعالیت سوپراکسید دیسموتاز را کاهش می‌دهد. فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز با کاربرد پتاسیم یدات (KIO3) به‌طور مؤثری نسبت به پتاسیم یدید افزایش می‌یابد.

توت‌فرنگی (Fragaria x ananassa Duch.) گیاه چندسالة علفی است که به‌طور متوسط 3 تا 5 سال عمر می‌کند و نسبت به شوری حساس است (Karlidag et al., 2009). این گیاه یدات را به‌خوبی جذب می‌کند و انباشت یدات در برگ، ساقه و میوة توت‌فرنگی در شرایط غیرشور نشان داده شده است (Li et al., 2017). باتوجه‌به‌اینکه تأثیر کاربرد ید بر کاهش تنش شوری در گیاه توت‌فرنگی و میزان تأثیر کاربرد یدات در تنش شوری بر فعالیت فتوشیمیایی فتوسنتز در گیاهان بررسی نشده است؛ بنابراین پژوهش حاضر برای نخستین بار سازوکارهای کاهش آثار منفی تنش شوری با کاربرد خاکی غلظت‌های مختلف یدات و نیز تأثیر یدات را بر فعالیت فتوشیمیایی فتوسنتز در گیاه توت‌فرنگی بررسی می‌کند.

 

مواد و روش‌ها

نشاهای هم‌اندازۀ توت‌فرنگی رقم گاویتا در گلدان‌های حاوی پرلیت و در شرایط کنترل‌شدة گلخانه با دورة نوری 14 ساعت روشنایی و 10 ساعت تاریکی، دمای روزانة 27 درجة سانتی‌گراد و دمای شبانة 19 درجة سانتی‌گراد، رطوبت 78 درصد و شدت نور 250 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه کشت شدند. قبل از کشت نشاهای توت‌فرنگی در شرایط کنترل‌شده، خاک مربوط به تیمارهای یدین، با غلظت‌های 5 و50 میلی‌گرم برکیلوگرم پتاسیم یدات غنی شد. گلدان‌ها با محلول غذایی هوگلند تغییریافتة 50 درصد (Johnson et al., 1957) آبیاری شدند و pH محلول غذایی و کوکوپرلیت در 5/6 تنظیم شد. پس از گذشت یک ماه از حضور گلدان‌ها در گلخانه، تیمار شوری اعمال شد. برای تیمار شوری، نمک سدیم کلرید با غلظت 50 میلی‌مولار در محلول غذایی هوگلند تغییریافته حل و به گلدان‌ها داده شد. درنهایت پس از گذشت 10 روز از اعمال شوری، نمونه‌ها برداشت شدند. سنجش شاخص‌های فلورسانس کلروفیل سومین برگ جوان، قبل از برداشت و توزین گیاهان و سنجش رنگیزه‌ها و متابولیت‌های نمونه‌های تازه برداشت‌شده یا نگهداری‌شده در ازت مایع انجام شد.

سنجش شاخص‌های فلورسانس کلروفیل:برای تعیین فلورسانس کلروفیل، از دستگاه فلورسانس‌سنج (مدل Pocket PEA، شرکت Hansatech، انگلستان) استفاده شد. شاخص‌های فلورسانس کلروفیل در برگ‌های سازش‌یافته با تاریکی (به‌مدت حداقل 20 دقیقه) شامل F0(فلورسانس پایه) و Fm(فلورسانس بیشینه) اندازه‌گیری شدند. برای رسم نمودار فلورسانس از آزمون JIP بهره گرفته شد. آزمون JIP داده‌های ثبت‌شدة اولیه با دستگاه فلورسانس‌سنج را به شاخص‌های بیوفیزیک تبدیل می‌کند و کمیت مراحل جریان انرژی را در فتوسیستم II تعیین می‌کند. برای رسم نمودار فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک Fm) استفاده شد. شاخص‌های زیر در اندازه‌گیری‌های فلورسانس اولیه استفاده شدند: شدت فلورسانس بیشینه (Fm)، شدت فلورسانس در 50 میکروثانیه (Fo در نظر گرفته شد)، شدت فلورسانس در 300 میکروثانیه (F300µs) و شدت فلورسانس در 2 میلی‌ثانیه (مرحلة J). برای رسم نمودار گذار فلورسانس کلروفیل از نرم‌افزار PEA Plus نسخة 10/1 استفاده شد. در نمودار گذار فلورسانس OJIP برگ‌ها، گذار فلورسانس کلروفیل از سطح پایة O (فلورسانس کمینه) به سطح J که حدود 2 میلی‌ثانیه طول می‌کشد، مربوط به احیای QA با فتوسیستم PSII است. تداوم فلورسانس از سطح J به سطح I که حدود 30 میلی‌ثانیه طول می‌کشد با احیای کامل ذخایر پلاستوکوئینون مرتبط است. گذار فلورسانس از سطح I به سطح P نتیجة احیای جایگاه گیرنده الکترون فتوسیستم I است (Kalaji et al., 2011). درنهایت، شاخص‌های کارایی کمپلکس آزاد‌کنندة اکسیژن (Fv/Fo)، میزان جذب نور در فتوسیستم II به‌ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC)، عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φEo)، میزان انتقال الکترون در واحد تهییج‌شدة برگ‌ها (ET/CS)، شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PIabs) و بیشینة عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm) بررسی شدند (Strasser and Strasser, 1995; Strasser et al., 2004).

سنجش کربوهیدرات‌های محلول (قند محلول): 01/0 گرم مادة خشک گیاهی توزین و درون هر لولة آزمایش ریخته شد و مقدار 10 میلی‌لیتر اتانول80 درصد به آنها اضافه شد. درب لوله‌ها با پارافیلم محکم بسته شد و لوله‌ها به‌مدت یک هفته در یخچال نگهداری شدند. محلول لوله‌ها با کاغذ واتمن شمارة یک صاف و روشناور برای سنجش قند محلول استفاده شد. 2 میلی‌لیتر از روشناور به لوله‌های حاوی 5 میلی‌لیتر سولفوریک اسید 98 درصد افزوده شد. پس از 30 دقیقه، جذب نمونه‌ها با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل UV-VIS Scanning UV-3100PC، شرکت Vertical، ساخت تایلند) در طول‌موج 485 نانومتر خوانده شد و غلظت قند نمونه‌ها با نمودار استاندارد گلوکز ترسیم‌شده با غلظت‌های 10 تا 50 میلی‌گرم بر لیتر به دست آمد (Cao et al. 2013).

سنجش فعالیت آنزیم‌ها: فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز براساس درصد ممانعت از احیای نیتروبلوتترازولیوم به ترکیب ارغوانی‌رنگ دی فورمازان با رادیکال سوپراکسید (O2•-) حاصل از تجزیة نوری ریبوفلاوین، با آنزیم موجود در عصاره اندازه‌گیری شد (Giannopolitis and Ries, 1977). نمونه‌ها بلافاصله پس از برداشت، در ازت مایع پودر شد و عصارۀ آنزیمی در بافر 25 میلی‌مولار حاوی هیدروکسی اتیل پیپرازین اتان سولفونیک اسید با 8/7=pH و اتیلن دی آمین تترا استیک اسید با غلظت 1/0 میلی‌مولار استخراج شد. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 15000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ (مدل Universal 320 R، شرکت Hettich، آلمان) و روشناورهای حاصل برای سنجش فعالیت استفاده شدند. 100 میکرولیتر از عصاره به یک میلی‌لیتر از محلول واکنشی شامل هیدروکسی اتیل پیپرازین اتان سولفونیک اسید 25 میلی‌مولار با 6/7=pH، اتیلن دی آمین تترا استیک اسید 1/0 میلی‌مولار، سدیم کربنات 50 میلی‌مولار با 2/10=pH، L-متیونین 12 میلی‌مولار، نیتروبلوتترازولیوم 75 میکرومولار و ریبوفلاوین 1 میکرومولار اضافه شد و مخلوط حاصل به‌مدت 20 دقیقه در شدت نور 150 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه برای انجام واکنش قرار گرفت. برای تهیة نمونه‌های شاهد، مخلوط یادشده بدون افزودن عصارۀ آنزیمی تهیه و جذب نمونه‌ها در 560 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. یک واحد فعالیت آنزیم براساس غلظت پروتئین آنزیمی لازم برای القای 50 درصد ممانعت از احیای نیتروبلوتترازولیوم در مقایسه با نمونه‌های شاهد بدون عصارۀ آنزیمی محاسبه و به‌صورت واحد فعالیت بر میلی‌گرم پروتئین بیان شد.

فعالیت آنزیم کاتالاز مطابق روش Simon و همکاران (1974) بر‌اساس کاهش جذب هیدروژن پراکسید (H2O2) در 240 نانومتر اندازه‌گیری شد. عصارۀ آنزیمی پس از پودر‌شدن نمونه‌ها در ازت مایع، در بافر فسفات با غلظت 50 میلی‌مولار و 7=pH استخراج و به‌مدت 10 دقیقه با سرعت 10000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. برای سنجش فعالیت آنزیم غلظت مناسبی از عصاره به محلول واکنش شامل بافر فسفات 50 میلی‌مولار (7=pH) و هیدروژن پراکسید 10 میلی‌مولار افزوده شد و تغییرات جذب به‌مدت دو دقیقه با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شدند. درنهایت، فعالیت آنزیم براساس ضریب خاموشی هیدروژن پراکسید (041/0 بر میلی‌مولار بر سانتی‌متر) برحسب میکرومول هیدروژن پراکسید بر میلی‌گرم پروتئین در دقیقه محاسبه شد.

سنجش متابولیت‌های مرتبط با دفاع آنتی‌اکسیدان:سنجش مالون‌دی‌آلدهید که معیاری برای بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها است براساس روش Boominathan و Doran (2002) انجام شد. عصارۀ برگ در محلول 1/0 درصد تری کلرو استیک اسید استخراج و به‌مدت پنج دقیقه با سرعت 10000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. نسبت 1 به 4 از روشناور با محلول 20 درصد از تری کلرو استیک اسید حاوی 5/0 درصد تیوباربیتوریک اسید در لولۀ آزمایش با هم مخلوط شدند و به‌مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجۀ سانتی‌گراد قرار گرفتند؛ سپس لوله‌ها به‌سرعت در یخ سرد شدند و به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 10000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شدند. هم‌زمان با عصاره‌های برگ، محلول‌های استاندارد در محدودۀ صفر تا 100 نانومول از 3، 3، 1، 1 - تترا اتوکسی پروپان تهیه شدند و جذب نمونه‌ها در 532 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. درنهایت، غلظت مالون‌دی‌آلدهید نمونه‌ها برحسب نانومول بر گرم وزن تر محاسبه شد.

غلظت هیدروژن پراکسید براساس روش Velikova و همکاران (2000) به دست آمد. محلول استخراج برگ‌ها محلول تری کلرو استیک اسید (1/0 درصد وزنی به حجمی) بود. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 12000 دور بر دقیقه سانتریفوژ شدند و روشناور استفاده شد. 500 میکرولیتر از عصاره به یک میلی‌لیتر از محلول واکنش شامل بافر پتاسیم فسفات 10 میلی‌مولار (7=pH) و پتاسیم یدید یک مولار اضافه شد و مخلوط حاصل به‌مدت 60 دقیقه در تاریکی برای انجام واکنش قرار گرفت. جذب نمونه‌ها در 390 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. مقادیر براساس نمودار استاندارد هیدروژن پراکسید در محدودۀ صفر تا 50 نانومول محاسبه شدند.

سنجش فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز:فعالیت فنیل آلانین آمونیالیاز مطابق روش Zucker (1965) اندازه‌گیری شد. ابتدا عصارۀ آنزیمی در بافر سدیم فسفات 50 میلی‌مولار با 8/7=pH حاوی اتیلن دی آمین تترا استیک اسید با غلظت 2 میلی‌مولار و مرکاپتواتانول 18 میلی‌مولار و تریتون X-100 1/0 درصد استخراج شد. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 15000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ و روشناورهای حاصل برای سنجش فعالیت استفاده شدند. 100 میکرولیتر از عصاره به یک میلی‌لیتر از محلول واکنش شامل بافر سدیم بورات 50 میلی‌مولار (8/8=pH) و L-فنیل آلانین 5 میلی‌مولار اضافه شد و مخلوط حاصل به‌مدت 60 دقیقه در دمای 30 درجه برای انجام واکنش قرار گرفت. جذب نمونه‌ها در 290 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. یک واحد فعالیت آنزیم براساس غلظت پروتئین آنزیمی لازم برای تولید یک نانومول سینامیک اسید محاسبه شد.

سنجش فنل کل: ازآنجاکه بیشترین ترکیبات فنلی گیاهان از نوع پلی‌فنل‌ها هستند، برای سنجش فنل کل از روش معرف فنلی فولین‌ - سیوکالتو (Mavi et al., 2004)، استفاده شد. بدین‌منظور، 5 گرم برگ پس از پودرشدن با هاون در 100 میلی‌لیتر آب مقطر به‌مدت 30 دقیقه جوشانده و سپس با کاغذ واتمن شمارة 42 صاف شد. 250 میکرولیتر معرف فولین با 25 میکرولیتر عصاره و 500 میکرولیتر محلول آبی سدیم کربنات 20 درصد مخلوط شد. نمونه‌های شاهد، عصاره نداشتند. پس از قراردادن نمونه‌ها در دمای آزمایشگاه به‌مدت 30 دقیقه، جذب آنها در طول‌موج 765 نانومتر اندازه‌گیری شد و غلظت فنل کل براساس نمودار استاندارد گالیک اسید به دست آمد. این سنجش برای هر عصاره 4 بار تکرار شد و میانگین فنل کل موجود در عصارة تیمارها به‌صورت میلی‌گرم گالیک اسید بر گرم بافت بیان شد.

سنجش فلاونوئیدها: برای سنجش غلظت فلاونوئیدها، نمونه‌های برگ در متانول حاوی آلومینیوم کلراید دو درصد ساییده شد و پس از سانتریفیوژ، روشناور برداشت و جذب آن در طول‌موج 415 نانومتر خوانده شد. از غلظت‌های صفر تا 16 میلی‌گرم بر لیتر کوئرستین برای استاندارد استفاده شد و غلظت فلاونوئیدها براساس واحد میلی‌گرم کوئرستین بر گرم وزن تر محاسبه شد (Simon et al., 1974).

اندازه‌گیری پروتئین کل: عصارۀ پروتئینی در بافر سدیم فسفات با غلظت 50 میلی‌مولار و 8/6=pH استخراج و به‌مدت 20 دقیقه با سرعت 15000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. از روشناور حاصل برای سنجش پروتئین کل با روش Bradford (1976) استفاده شد.

تحلیل آماری: آزمایش در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با چهار تکرار انجام شد. تجزیة داده‌ها با نرم‌افزار Sigma Stat نسخة 5/3 با آزمون توکی در سطح پنج درصد انجام شد.

 

نتایج

اثر شوری و کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر پروتئین کل و قند محلول بر‌گ‌ها: بررسی تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر پروتئین کل محلول برگ‌ها نشان داد پتاسیم یدات در تنش شوری از کاهش پروتئین کل محلول برگ‌ها جلوگیری کرد (شکل 1). کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک به‌تنهایی افزایش معنی‌دار قند محلول برگ‌ها را نسبت به برگ‌های شاهد باعث شد. همچنین کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک در شرایط شوری افزایش قند محلول برگ‌ها را تشدید کرد.

اثر شوری و پتاسیم یدات بر تغییرات نمودار گذار فلورسانس OJIP برگ‌ها: برای رسم نمودار فلورسانس از آزمایش JIP بهره گرفته شد. بررسی تغییرات نمودار فلورسانس OJIP (محور عمودی، شدت فلورسانس و محور افقی، زمان براساس میکروثانیه را نشان می‌دهد) در گیاه توت‌فرنگی در تنش شوری نشان داد به‌طور‌کلی شدت فلورسانس

 

شکل 1- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر پروتئین کل (A) و قند محلول (B) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

 

 

در فاز IP کاهش چشمگیری یافت و نمودار فلورسانس نسبت به حالت شاهد شکلی مسطح پیدا کرد (شکل‌های 2 و 3). کاربرد خاکی یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک آثار شوری را بر نمودار فلورسانس کاهش و شدت فلورسانس را در فاز IP افزایش داد.

 

 

شکل 2- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک بر تغییرات نمودار فلورسانس OJIP برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- برای تولید نمودار فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک Fm) استفاده شد.

 

شکل 3- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک بر تغییرات نمودار فلورسانس OJIP برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- برای تولید نمودار فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک Fm) استفاده شد.

 


اثر شوری و پتاسیم یدات بر شاخص‌های فلورسانس کلروفیل: بررسی شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PIabs) و بیشینة عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm) در برگ‌های شوری‌دیده نشان داد، هرچند مقدار بیشینة عملکرد کوانتومی فتوسیستم II در برگ‌های شوری‌دیده تفاوت معنی‌داری با برگ‌های شاهد نداشت، شاخص کارایی فتوسیستم‌های برگ‌های شوری‌دیده در مقایسه با برگ‌های شاهد کاهش معنی‌داری نشان داد. کاربرد خاکی یدات در غلظت 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم افزایش معنی‌دار شاخص کارایی فتوسیستم‌ها را در مقایسه با شاهد باعث شد. همچنین کاربرد خاکی یدات در هردو غلظت 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم کاهش تأثیر منفی شوری را بر کارایی فتوسیستم‌ها موجب شد (شکل 4).

بررسی جزئی‌تر اثر شوری و پتاسیم یدات بر سایر شاخص‌های فلورسانس کلروفیل نشان داد شوری کاهش معنی‌دار کارایی فعالیت کمپلکس آزاد‌کنندة اکسیژن (Fv/Fo) و عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φEo) را در برگ‌های توت‌فرنگی باعث شد؛ هرچند کاربرد یدات با غلظت های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک از افت این شاخص‌ها ممانعت کرد (شکل 5). تیمار یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک در شرایط شوری میزان جذب نور را در فتوسیستم II به‌ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC) تغییر نداد. تیمار یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک تنها در شرایط غیرشور افزایش معنی‌دار میزان انتقال الکترون را در واحد تهییج‌شدة برگ‌ها (ETo/CS) باعث شد.

 

 

 

شکل 4- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm) (A) و شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PIabs) (B) در برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

 

 

شکل 5- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر کارایی کمپلکس آزاد‌کنندة اکسیژن (Fv/Fo) (A)، میزان جذب نور در فتوسیستم II به‌ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC) (B)، عملکردکوانتومی انتقال الکترون (φEo) (C) و میزان انتقال الکترون در واحد تهییج‌شدة (ETo/CS) (D) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.


اثر شوری و پتاسیم یدات بر متابولیسم فنلی: شوری به‌تنهایی بر فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز و غلظت فنل کل و فلاوونوئید برگ‌های توت‌فرنگی اثر نداشت؛ ولی تیمار کاربرد خاکی پتاسیم یدات 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم افزایش معنی‌دار غلظت فنل کل را نسبت به شاهد سبب شد (شکل 6). کاربرد خاکی پتاسیم یدات50 میلی‌گرم

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


شکل 6- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر غلظت فنل کل (A)، غلظت فلاوونوئید (B) و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز (C) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

بر کیلوگرم، فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز و غلظت فنل کل و فلاوونوئید برگ‌های توت‌فرنگی را در شرایط شور و غیرشور تغییر نداد.

 

اثر شوری و پتاسیم یدات بر فعالیت سیستم آنتی‌اکسیدان: هیچ‌کدام از تیمارهای شوری و کاربرد خاکی پتاسیم یدات، بر فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز اثر نداشتند (شکل 7)؛ هرچند تیمار هم‌زمان پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک و شوری، افزایش معنی‌دار فعالیت آنزیم کاتالاز برگ‌های توت‌فرنگی را در شرایط شور باعث شد.

اعمال شوری افزایش معنی‌دار غلظت هیدروژن پراکسید و مالون‌دی‌آلدهید را در برگ‌های توت‌فرنگی باعث شد (شکل 8). کاربرد تیمار پتاسیم یدات خارجی در هردو غلظت 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک هم‌زمان با شوری، افزایش غلظت هیدروژن پراکسید و همچنین مالون‌دی‌آلدهید حاصل از پراکسیداسیون غشاها را کاهش داد.

 

بحث

اثر شوری و پتاسیم یدات بر تنظیم اسمزی گیاه: براساس گزارش Sheteawi (2007) در گیاه لوبیا و پژوهش‌های Eleiwa و همکاران (2011) در گیاه گندم، تیمار شوری پروتئین محلول را کاهش داد. در تطابق با یافته‌های بالا، تیمار شوری کاهش پروتئین محلول را در توت‌فرنگی باعث شد؛ هرچند کاربرد خاکی پتاسیم یدات در شرایط شوری، افزایش پروتئین محلول را سبب شد و تأثیر شوری بر کاهش پروتئین محلول را کاهش داد.

 

 

شکل 7- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (A) و کاتالاز (B) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

 

 

شکل 8- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر غلظت هیدروژن پراکسید (A) و مالون‌دی‌آلدهید (B) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

 

 

انباشت قندهای محلول در تنش شوری که نقش محافظ‌های اسمزی را دارند، در تنظیم اسمزی گیاه اهمیت دارد؛ به‌طوری‌که بین میزان تحمل گیاه به شوری و انباشت قندهای محلول همبستگی مثبت وجود دارد (Eleiwa et al., 2011). افزایش انباشت قندهای محلول بر اثر تیمار پتاسیم یدات در پژوهش حاضر با نتایج پژوهش Smolen و همکاران (2014 و 2015) انطباق داشت. آنها نشان دادند کاربرد خاکی پتاسیم یدات افزایش معنی‌دار انباشت قندهای محلول را در گیاه هویج موجب می‌شود؛ هرچند در این بررسی تنها کاربرد خاکی یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک افزایش معنی‌دار انباشت قندهای محلول را باعث شد؛ درحالی‌که یدات با غلظت 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک چنین اثری نداشت.

 

اثر شوری و پتاسیم یدات بر شاخص‌های فلورسانس کلروفیل: گذار فلورسانس از سطح I به سطح P نتیجة احیای جایگاه گیرندة الکترون فتوسیستم I است (Kalaji et al., 2011). با اعمال شوری، نمودار فلورسانس برگ‌های توت‌فرنگی شکلی مسطح‌تر نشان داد و شدت فلورسانس در فاز I-P کاهش شدیدی یافت. کاهش فاز I-P که با کاهش شدت فلورسانس بیشینه (Fm) ارتباط دارد و نشان‌دهندة غیرفعال‌شدن پروتئین‌ها در ساختار فتوسیستم II است (Hazrati et al., 2016; Habibi, 2017)، در همة برگ‌های توت در پاسخ به شوری مشاهده شد. مقدار زیاد شاخص PIabs در برگ‌های شوری‌دیدة تیمارشده با یدات نسبت به برگ‌های شوری‌دیدة تیمارنشده با یدات نشان داد کاربرد یدات ظرفیت فتوسنتزی را در برگ‌های شوری‌دیده حفظ کرد. همچنین بررسی جزئی‌تر اثر شوری و پتاسیم یدات بر سایر شاخص‌های فلورسانس کلروفیل نشان داد علت کاهش شاخص کارایی فتوسیستم‌ها در شرایط شوری، کاهش کارایی فعالیت کمپلکس آزادکنندة اکسیژن (Fv/Fo) و عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φEo) در برگ‌های توت‌فرنگی بود. ازسوی‌دیگر، کاهش آثار شوری بر نمودار فلورسانس با کاربرد خاکی یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک با کاهش پراکسیداسیون لیپیدها با کاربرد خاکی یدات در همان غلظت‌ها هم‌خوانی داشت؛ بنابراین، کاربرد یدات با تقویت سیستم دفاع آنتی‌اکسیدان گیاه و جاروب‌کردن رادیکال‌های آزاد حاصل از شوری، از پراکسیداسیون لیپیدهای غشاهای فتوسنتزی جلوگیری کرد و تأثیر منفی شوری بر کارایی فتوسیستم‌ها را کاهش داد.

اثر شوری و پتاسیم یدات بر پتانسیل‌آنتی‌اکسیدانی و متابولیسم فنلی: تأثیر ید بر پتانسیل آنتی‌اکسیدانی برخی گونه‌های گیاهی، به منابع ید، غلظت و نوع کاربرد آن بستگی دارد. در آزمایش حاضر تیمار هم‌زمان پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک و شوری افزایش معنی‌دار فعالیت آنزیم کاتالاز برگ‌های توت‌فرنگی را باعث شد. نتایج پژوهش حاضر با نتایج Gupta و همکاران (2015) در گیاه سویا و همچنین نتایج Blasco و همکاران (2011 و 2013) در گیاه کاهو انطباق داشتند. Gupta و همکاران (2015) در پژوهشی بر سویای رشدیافته در ظروف حاوی خاک و کمپوست مشخص کردند پتاسیم یدات فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز را افزایش می‌دهد. Blasco و همکاران (2011 و 2013) با بررسی تأثیر ید بر متابولیسم آنتی‌اکسیدانی کاهوی کشت‌شده در محیط هیدروپونیک نشان دادند استفاده از این عنصر انباشته‌شدن فنل‌ها، آسکوربیک اسید و همچنین افزایش پتانسیل آنتی‌اکسیدان را موجب می‌شود.

براساس گزارش Kim و همکاران (2008) در گیاه کاهو، تیمار کوتاه‌مدت شوری افزایش انباشت فنل‌ها را سبب شد؛ هرچند در این بررسی، تیمار شوری تغییری در فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز که آنزیم کلیدی بیوسنتز فنل‌ها است و غلظت فلاوونوئید و فنل کل ایجاد نکرد. باوجود افزایش‌نیافتن فنل‌ها پس از اعمال خاکی غلظت زیاد پتاسیم یدات (50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک) در شرایط شوری، کاهش پراکسیداسیون لیپید در تیمار هم‌زمان شوری و پتاسیم یدات مشاهده شد؛ به‌عبارت‌دیگر این نتایج نشان می‌دهند، هر‌چند افزایش فنل‌ها در افزایش توان آنتی‌اکسیدان مؤثر است (Blasco et al., 2011, 2013)؛ ولی باید توجه داشت که در کنار افزایش فنل‌ها، فعال‌شدن سایر اجزاء سیستم دفاع آنتی‌اکسیدان شامل متابولیت‌های آنتی‌اکسیدان و آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان و نیز سازگاری در هومئوستازی یون‌های مهم سدیم و پتاسیم در ساقه و ریشه برای افزایش مقاومت دربرابر شوری نیاز است. کاربرد خاکی یدات در هردو غلظت 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک کاهش مقدار انباشت هیدروژن پراکسید و همچنین مالون‌دی‌آلدهید و درنتیجه کاهش آثار مخرب شوری را باعث شد.

 

جمع‌بندی

نتایج نشان دادند کاربرد خاکی یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک بر کاهش آثار شوری بر واکنش‌های فتوشیمیایی مؤثر بود. کاربرد این تیمارها همچنین با افزایش قند محلول، فنل کل و ظرفیت آنتی‌اکسیدان توقف افزایش مالون‌دی‌آلدهید حاصل از شوری را سبب شد. با کاهش هیدروژن پراکسید و مالون‌دی‌آلدهید به‌دنبال کاربرد یدات، آسیب شوری بر ظرفیت فتوسنتزی و سنتز پروتئین کاهش یافت و ظرفیت فتوشیمیایی فتوسیستم‌ها در شرایط شوری حفظ شد. افزون بر فواید یادشدة عنصر ید برای کاهش تنش شوری، کاربرد این عنصر غنی‌شدن توت‌فرنگی را از پتاسیم یدات و ترکیبات فنلی باعث می‌شود و بر کیفیت غذایی این میوه می‌افزاید.

 

سپاسگزاری

نگارندگان از خانم دکتر سهیلا صمدی عضو علمی گروه زیست‌شناسی دانشگاه پیام نور بابت همکاری در تهیه و انتقال گیاهان سپاسگزاری می‌کنند.

Blasco, B., Leyva, R., Romero, L. and Ruiz, J. M. (2013) Iodine effects on phenolic metabolism in lettuce plants under salt stress. Journal of Agricultural and Food Chemistry 61(11): 2591-2596.

Blasco, B., Ríos, J. J., Leyva, R., Cervilla, L. M., Sánchez-Rodríguez, E., Rubio-Wilhelmi, M. M., Rosales, M. A., Ruiz, J. M. and Romero, L. (2011) Does iodine biofortification affect oxidative metabolism in lettuce plants? Biological Trace Element Research 142(3): 831-842.

Boominathan, R. and Doran, P. M. (2002) Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist 156: 202-205.

Bradford, M. M. (1976) A rapid and sensitive method for quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72: 248-254.

Cao, S., Yang, Z. and Zheng, Y. (2013) Sugar metabolism in relation to chilling tolerance of loquat fruit. Food Chemistry 136(1): 139-143.

Eleiwa, M. E., Bafeel, S. O. and Ibrahim, S. A. (2011) Influence of brassinosteroids on wheat plant (Triticum aestivum L.) production under salinity stress conditions. I. Growth parameters and photosyntheticpigments. Australian Journal of Basic and Applied Sciences 5: 58-651.

Fazeli, A., Zarei, B. and Tahmasebi, Z. (2018) The effect of salinity stress and salicylic acid on some physiological and biochemical traits of Black cumin (Nigella sativa L.). Iranian Journal of Plant Biology 9(4): 69-84 (in Persian).

Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. (1977) Superoxide dismutase: occurrence in higher plants. Plant Physiology 59: 309-314.

 

 

 

Gupta, N., Bajpai, M., Majumdar, R. and Mishra, P. (2015) Response of iodine on antioxidant levels of Glycine max L. grown under Cd2+ stress. Advances in Biological Research 1: 40-48.

Habibi, G. (2017) Physiological, photochemical and ionic responses of sunflower seedlings to exogenous selenium supply under salt stress. Acta Physiologiae Plantarum 39(10): 213-222.

Hasanuzzaman, M. and Fujita, M. (2011) Selenium pretreatment up-regulates the antioxidant defense and methylglyoxal detoxification system and confers enhanced tolerance to drought stress in rapeseed seedlings. Biological Trace Element Research 143: 1758-1776.

Hazrati, S., Tahmasebi-Sarvestani, Z., Modarres-Sanavy, S. A. M., Mokhtassi-Bidgoli, A. and Nicola, S. (2016) Effects of water stress and light intensity on chlorophyll fluorescence parameters and pigments of Aloe vera L. Plant Physiology and Biochemistry 106: 141-148.

Johnson, C. M., Stout, P. R., Broyer, T. C. and Carlton, A. B. (1957) Comparative chlorine requirements of different plant species. Plant Soil 8: 337-353.

Kalaji, H. M., Bosa, K., Kościelniak, J. and Żuk-Gołaszewska, K. (2011) Effects of salt stress on photosystem II efficiency and CO2 assimilation of two Syrian barley landraces. Environmental and Experimental Botany 73: 64-72.

Karlidag, H., Yildirim, E. and Turan, M. (2009) Salicylic acid ameliorates the adverse effect of salt stress on strawberry. Scientia Agricola 66(2): 180-187.

Kim, H. J., Fonseca, J. M., Choi, J. H., Kubota, C. and Kwon, D. Y. (2008) Salt in irrigation water affects the nutritional and visual properties of romaine lettuce (Lactuca sativa L.). Journal of Agricultural and Food Chemistry 56: 3772-3776.

Lawson, P. G., Daum, D., Czauderna, R., Meuser, H. and Härtling, J. W. (2015) Soil versus foliar iodine fertilization as a biofortification strategy for field-grown vegetables. Frontiers in Plant Science 6: 450-462.

Leyva, R., Sánchez-Rodríguez, E., Ríos, J. J., Rubio-Wilhelmi, M. M., Romero, L., Ruiz, J. M. and Blasco, B. (2011) Beneficial effects of exogenous iodine in lettuce plants subjected to salinity stress. Plant Science 181(2): 195-202.

Li, R., Liu, H. P., Hong, C. L., Dai, Z. X., Liu, J. W., Zhou, J., Hu, C. Q. and Weng, H. X. (2017) Iodide and iodate effects on the growth and fruit quality of strawberry. Journal of the Science of Food and Agriculture 97(1): 230-235.

Mavi, A., Terzi, Z. and Ozgen, U. (2004) Antioxidant properties of some medicinal plants: Prangos ferulacea (Apiaceae), Sedum sempervivoides (Crassulaceae), Malva neglecta (Malvaceae), Cruciata taurica (Rubiaceae), Rosa pimpinellifolia (Rosaceae), Galium verum subsp. Verum (Rubiaceae), Urtica dioica (Urticaceae). Biological and Pharmaceutical Bulletin 27: 702-705.

Mosleh Arany, A., Rafiei, A., Tabande, A. and Azimzadeh, H. (2018) Morphological and physiological responses of root and leave in Gleditschia caspica to salinity stress. Iranian Journal of Plant Biology 9(4): 1-12 (in Persian).

Munns, R., James, R. A. and Läuchli, A. (2006) Approaches to increasing the salt tolerance of wheat and other cereals. Journal of Experimental Botany 57(5): 1025-1043.

Sheteawi, S. (2007) Improving growth and yield of salt-stressed soybean by exogenous application of jasmonic acid and ascobin. International Journal of Agriculture and Biology 9: 473-478.

Simon, L. M., Fatrai, Z., Jonas, D. E. and Matkovics, B. (1974) Study of peroxide metabolism enzymes during the development of Phaseolus vulgaris. Biochemie und Physiologie der Pflanzen 166(5-6): 387-392.

Smolen, S., Sady, W., Ledwożyw-Smoleń, I., Strzetelski, P., Liszka-Skoczylas, M. and Rożek, S. (2014) Quality of fresh and stored carrots depending on iodine and nitrogen fertilization. Food Chemistry 159: 16-322.

Smolen, S., Wierzbińska, J., Sady, W., Kołton, A., Wiszniewska, A. and Liszka-Skoczylas, M. (2015) Iodine biofortification with additional application of salicylic acid affects yield and selected parameters of chemical composition of tomato fruits (Solanum lycopersicum L.). Scientia Horticulturae 188: 89-96.

Strasser, B. J. and Strasser, R. J. (1995) Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: The JIP-test. In: Photosynthesis: From light to biosphere (Ed. Mathis, P.) 977-980. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

Strasser, R. J., Tsimilli-Michael, M. and Srivastava, A. (2004) Analysis of the chlorophyll a fluorescence transient. In: Chlorophyll a fluorescence: A signature of photosynthesis (Ed. Papageorgiou, G. C.) 321-362. Springer, Dordrecht.

Voogt, W. and Jackson, W. A. (2010) Perchlorate, nitrate and iodine uptake and distribution in lettuce (Lactuca sativa L.) and potential impact on background levels in humans. Journal of Agricultural and Food Chemistry 58: 12192-12198.

White, P. J. and Broadley, M. R. (2009) Biofortification of crops with seven Mineral elements often lacking in human diets-iron, zinc, copper, calcium, Magnesium, selenium and iodine. New Phytologist 182: 49-84.

Zucker, M. (1965) Induction of phenylalanine deaminase by light, its relation to chlorogenic acid synthesis in potato tuber tissue. Physiologia Plantarum 40: 779-784.