تأثیر محلولپاشی غلظت‌های مختلف اسید جاسمونیک و نانو ذرات دی‌اکسید تیتانیوم بر برخی صفات فیزیولوژیکی و فعالیت آنتی‌اکسیدانی مریم گلی (Salvia officinalis L)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی بیوتکنولوژی ،دانشکده کشاورزی،دانشگاه زابل، زابل،ایران

2 دانشیار گروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه زابل، زابل، ایران

3 استادگروه زراعت، دانشکده کشاورزی، دانشگاه زابل، زابل. ایران

4 استادیار و مدیر گروه اصلاح نباتات و بیوتکنولوژی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه زابل

چکیده

به منظور ارزیابی تأثیر غلظت‌های اسید جاسمونیک و دی‌اکسید تیتانیوم به عنوان دو القاء کننده بر فعالیت سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی (آنزیمی و غیر-آنزیمی) و صفات فیزیولوژیکی مریم گلی، آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار انجام شد. تیمارهای آزمایشی شامل سه سطح محلولپاشی اسید جاسمونیک ( صفر (شاهد)، ۷۵ و۱۵۰ میلی‌گرم در لیتر) و دی اکسید تیتانیوم (صفر (شاهد)، ۵۰ و ۱۰۰ میلی‌گرم در لیتر) بود. نتایج مقایسه میانگین داده‌ها نشان داد که با افزایش میزان مصرف نانو ‌دی‌اکسید تیتانیوم مقدار صفات مورد بررسی به طور معنی‌داری افزایش یافت. به طوری که که با افزایش غلظت نانو دی‌اکسید تیتانیوم (100 میلی‌گرم در لیتر) مقدار صفات مورد بررسی از قبیل اسانس، کلروفیل a، کلروفیلb ، کلروفیل کل، محتوی نسبی آب برگ، پرولین، فنول کل، آنزیم‌های پراکسیداز، آسکوربات ‌پراکسیداز، گایاکول پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز و کاتالاز روند افزایشی نسبت به تیمار شاهد داشتند. همچنین با افزایش غلظت اسید جاسمونیک (150 میلی‌گرم در لیتر) مقدار صفات مورد بررسی از قبیل محتوی نسبی آب برگ، کلروفیل a، کلروفیل b و کل، پرولین، اسانس، فنول، کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، گایاکول پراکسیداز، پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز روند افزایشی نسبت به تیمار شاهد داشتند. نتایج همبستگی نشان داد که میزان اسانس و ترکیبات فنولی با میزان کلروفیل کل و همچنین بین آنزیم‌های آنتی اکسیدانی، همبستگی مثبت و معنی‌داری وجود دارد. بنابراین با توجه به نتایج حاصله، استفاده از جاسمونیک اسـید و دی‌اکسید تیتانیوم بـه تنهایی می‌تواند اثر مثبتی بر فعالیت سیستم آنتی‌اکسیدانی و صفات فیزیولوژیکی مریم گلی داشته باشد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effect of different spraying concentrations of jasmonic acid and titanium dioxide nanoparticles on some physiological traits and antioxidant system activity of Sage (Salvia officinalis L)

نویسندگان [English]

  • Ayoub Mazarie 1
  • Seyed Mohsen Mousavi-nik 2
  • Ahmad Ghanbari 3
  • leila fahmideh 4
1 Ph. D. student biotechnology,faculty of agriculture,university of zabol,zabol,iran
2 Associate Professor of Department of Agronomy, University of Zabol. Zabol. Iran
3 Professor of, Department of Agronomy, University of Zabol. Zabol. Iran
4 Assistant Professor of Department of Plant Breeding and Biotechnology, University of Zabol,
چکیده [English]

In order to evaluate the effects of various concentrations of Jasmonic acid (JA) and nano-titanium dioxide (NTD), as two elicitors, on the activity of antioxidant defensinve system (enzymatic and non-enzymatic) and physiological traits of sage, a factorial experiment in a completely randomized design with three replications was conducted at the University of Zabol. Trial treatments consisted of three concentrations of jasmonic acid (0 (control), 75 and 150 mg.l-1) and titanium dioxide (0 (control), 50 and 100 mg.l-1), respectively. Comparing the mean values showed increasing the concentration of NTD would result in a significant increase of the concentrations of traits examined so that with increasing the concentration of NDT (treatment with 100 mg.l-1), traits such as essential oil, chlorophyll a, chlorophyll b and total chlorophyll, Relative water content, proline, phenol, peroxidase, ascorbate peroxidase, guaiacol peroxidase, superoxide dismutase and catalase would also have an increasing trend compared to control treatment. Also, with increasing the concentration of JA (treatment with 150 mg.l-1), traits such as Relative water content, chlorophyll a, chlorophyll b and chlorophyll total, proline, essential oil, phenol, peroxidase, ascorbate peroxidase, guaiacol peroxidase, superoxide dismutase and catalase would have an increasing trend compared to control treatment. The results of correlation showed a significant positive correlation (P<0.01) between the concetration of Essential oil and phenolic compounds with that of total chlorophyll and also among Antioxidant enzymes. According to the results, using Jasmunic acid and titanium dioxide individually, would have positive effects on the activity of antioxidant system and Physiological traits of Sage.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Antioxidant enzyme
  • Essential oil
  • Growth regulators
  • Photosynthetic pigments
  • Nanoparticles

مریم‌گلی (Salvia officinalis L.) گیاهی چندساله و نیمه‌خشبی (نیمه‌چوبی) از تیرۀ نعناعیان (Lamiaceae) است‌. ریشۀ مریم‌گلی‌ کم‌‌و‌بیش‌ ضخیم است ‌و ‌به‌‌طور ‌مستقیم ‌در‌ خاک ‌فرو ‌می‌رود. ‌‌ساقۀ ‌این‌ گیاه ‌مستقیم‌‌ و چهارگوش و ‌ارتفاع ‌آن‌ بین‌ ۵۰ تا ۸۰ سانتی‌متر است. اندام‌های‌ هوایی گیاه به‌ویژه برگ‌ها حاوی اسانس هستند که مقدار آن در شرایط اقلیمی مختلف متفاوت و بین ۱ تا ۵/۲ درصد است. اصلی‌ترین ترکیبات (ترکیبات شاخص) موجود در این گیاه عبارتند از: توژان (۳۰ تا 50 درصد)، سینئول (۱۰ تا ۱۵ درصد)، کامفور (۶ تا ۱۰ درصد) و بورنئول (۶ تا ۱۴ درصد). پینن (1 تا 2 درصد) یکی دیگر از ترکیبات اسانس موجود در این گیاه است (Omidbaigi, 2005). گزارش شده است اسانس مریم‌گلی به‌ویژه برخی ترکیبات موجود در آن ازجمله سینئول، توژان و کامفور دارای ویژ‌گی ضدمیکروبی، آنتی‌اکسیدانی و ضد‌سرطانی است (Carta et al., 1996).

در ‌کشاورزی ‌پیشرفتۀ امروزی شناخت‌ عوامل ‌مختلف ‌مؤثر ‌بر‌ رشد و ‌عملکرد ‌گیاهان ‌و شیوۀ تأثیر‌آنها ‌بر‌ کمیت و‌ کیفیت محصول‌ از ‌مهم‌ترین ‌جنبه‌های‌ موفقیت‌ به ‌شمار ‌می‌آید (Hashemi Dezfoli et al., 1993)؛ از‌این‌رو، امروزه استفاده از مواد فعال و سازگار با محـیط بـرای حفظ نباتات و افزایش رشد آنها امری ضـروری برای سیسـتم‌های کشاورزی مدرن محسوب می‌شود. یکی از روش‌هایی کـه به‌تازگی توجه پژوهشگران را به خود معطوف کرده است استفاده از فناوری‌های مدرنی مانند علم نانوفناوری است که جایگاه شاخصی در علوم مختلف ازجمله علوم گیاهی و کشاورزی یافته است (Scrinis and Lyons, 2007).

موادی با اندازۀ کمتر از 100 نانومتر که حداقل یکی از ابعاد آنها این مقدار باشد در گروه نانوذرات طبقه‌بندی می‌شوند. اندازۀ کوچک نانوذرات به آنها اجازه می‌دهد ازنظر فیزیکی، شیمیایی و زیستی ویژگی‌های منحصر‌به‌فردی را از خود نشان دهند و فرایندها و آثار متفاوتی نسبت به ذرات درشت‌دانه ایجاد کنند. استفاده از نانوذرات در زمینه‌های کشاورزی بسیار جدید است و نیاز به پژوهش‌های بیشتری دارد؛ به‌طوری‌که عملکرد نانوذرات در سطح مولکولی در سیستم‌های زیستی تا حد زیادی ناشناخته است. مطالعه‌ها و اطلاعات بسیار اندکی دربارۀ آثار مثبت و منفی نانوذرات بر گیاهان آوندی وجود دارد (Monica and Cremonini, 2009).

پاسخ گیاهان به نانوذرات بر اساس نوع گونه، مرحلۀ رویشی، سن و ماهیت نانوذرات متفاوت است؛ باوجوداین، آثار مثبت برخی نانوذرات ازجمله دی‌اکسید‌تیتانیوم در برخی گیاهان اثبات شده است (Zhang et al., 2005). نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم باعث بهبود جذب نور و فعالیت آنزیم روبیسکو (Mingyu et al., 2007)، افزایش جذب نیترات (Yang et al., 2006) و تسریع تبدیل مواد غیرآلی به مواد آلی (Nair et al., 2010) گیاه می‌شود. دی‌اکسید‌تیتانیوم از طریـق افـزایش فتوسـنتز و کـاهش خسارت ناشی از آفت‌ها و بیمـاری‌هـا باعـث افـزایش محصول تـا 30 درصد می‌شود (Chao and Choi, 2005)؛ همچنین کـاربرد آن در محلول غذایی و یا محلول‌پاشی روی برگ‌های گیـاه باعث افزایش زیست‌توده و رشد گونه‌های مختلف گیاهی می‌شود (Nair et al., 2010). پژوهش دربارۀ سازوکار نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم نشان می‌دهد این ماده باعث افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی نظیر سوپراکسید‌دیسموتاز و کاتالاز و کاهش تجمع رادیکال‌های اکسیژن و سطح مالون‌دی‌آلدهید می‌شود (Hong et al., 2005).

نتایج پژوهش‌های Moaveni و همکاران (C2011) روی گیاه همیشه‌بهار Calendula officinalis)) نشان دادند نانوذرات تیتانیوم سبب افزایش فعالیت آنزیم سوپراکسید‌دیسموتاز و کاتالاز می‌شوند. همچنین طی پژوهشی روی گیاه ذرت گزارش شد اثر نانوذرات تیتانیوم روی فعالیت آنزیم‌های کاتالاز و سوپراکسید‌دیسموتاز معنادار است و بیشترین میانگین فعالیت آنزیم‌های یادشده از محلول‌پاشی نانو تیتانیوم 03/0 درصد حاصل می‌شود (Moaveni et al., 2011b). نتایج پژوهش‌های Lu و همکاران (2002) نشان دادند محلول‌پاشی دی‌اکسید‌سیلیس و دی‌اکسیدتیتانیوم فعالیت آنزیم نیترات‌ردوکتاز را در سویا و محلول‌پاشی دی‌اکسیدتیتانیوم عملکرد دانۀ سویا را افزایش می‌د‌هد. Salehi (2008) گزارش کرد محلول‌پاشی نانوذرات نیترات‌نقره سبب افزایش ترکیبات پلی‌فنولی در گیاه گل‌گاو‌زبان می‌شود.

جاسمونیک‌اسید و مشتقات آن که معمولاً با عنوان جاسمونات‌ها شناخته می‌شوند تنظیم‌کننده‌های رشد گیاهی پیچیده‌ای هستند که بر طیف وسیعی از واکنش‌های فیزیولوژیکی و نموی گیاه اثر می‌گذارند (Wasternack, 2007). در دهۀ 1960 جاسمونات به‌شکل متابولیت ثانویه در اسانس گیاه گل یاس مشاهده شد. دو دهه پس‌از شناسایی اولیۀ جاسمونات‌ها، تأثیر فیزیولوژیکی آنها شناسایی و به‌عنوان ترکیبات پیش‌برندۀ پیری، بازدارندۀ رشد و محرک‌هایی برای متابولیسم ثانویه در گیاهان عالی شناخته شدند (Koo and Howe, 2009). جاسمونیک‌اسید ترکیبی است که از اسید‌چرب لینولئیک‌اسید مشتق‌ می‌شود و ممانعت از پیری و ریزش برگ گیاه مهم‌ترین نقش آن است (Rahman et al., 2009). این هورمون پس‌از زخم‌شدن گیاه به‌سرعت در بافت‌های زخمی و غیر‌زخمی تجمع می‌یابد (Yu et al., 2007) و با افزایش فعالیت آنتی‌اکسیدان‌ها آسیب‌های ناشی از فعالیت رادیکال‌های آزاد را در گیاه کاهش می‌دهد (Gupta et al., 1993). گزارش شده است جاسمونیک‌اسید بر رشد شاخساره، رشد طولی ریشه، فعالیت آنزیم روبیسکو (Paquin and Lechasseur, 1979) نقش دارد و دارای آثار القایی بر تشکیل ریشه‌های نابجا (Zhang et al., 2006)، تجزیۀ کلروفیل، پیری و ریزش برگ، انسداد روزنه‌ها، بیوسنتز اتیلن و تحریک سیستم‌های دفاعی گیاه (سیستم‌های آنزیمی یا بازدارنده‌ها) است (Rohwer and Erwin, 2008).

با‌توجه‌به مطالب یاد‌شده دربارۀ نقش جاسمونیک‌اسید و نانو دی‌اکسیدتیتانیوم در بهبود و افزایش متابولیت ثانویۀ برخی گیاهان و ازآنجا‌که تاکنون پژوهش‌ چندانی در زمینۀ کاربرد این مواد و بررسی تأثیر آنها بر ویژگی‌های فیزیولوژیکی، آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی و میزان اسانس مریم‌گلی انجام نشده است، در پژوهش حاضر اثر محلول‌پاشی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم به‌طور مجزا و توأم روی برخی صفت‌های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه دارویی مریم‌گلی بررسی شد.

 

مواد و روش‌ها

پژوهش حاضر طی سال 1395-1394 به‌شکل فاکتوریل بر پایۀ طرح کاملاً تصادفی و با سه تکرار در گلخانۀ تحقیقاتی دانشگاه زابل واقع در چاه‌نیمه اجـرا شـد. تیمارهای آزمایشی شامل فاکتور اول: محلول‌پاشی نانو‌ذارت دی‌اکسید‌تیتانیوم در سه سطح صفر (بدون محلول‌پاشی)، 50 و ۱00 میلی‌گرم‌در‌لیتر و فاکتور دوم: محلول‌پاشی جاسمونیک‌اسید در سه سطح صفر (بدون محلول‌پاشی)، 75 و 150 میلی‌گرم‌درلیتر بودند. در هر گلدان ۲۰ عدد بذر کاشته و عمل تنک‌کردن در مرحلۀ چهار برگی انجام شد. پس‌از استقرار کامل بوته‌ها، تیمارهای محلول‌پاشی با دی‌اکسیدتیتانیوم و جاسمونیک‌اسید اعمال شدند (مدت زمان اعمال تیمارها سه هفته بود). نمونه‌برداری از همۀ برگ‌های گیاه در مرحلۀ گیاهچه‌ای انجام شد.

انـدازه‌گیـری میـزان اسانس:استخراج اسانس به روش تقطیر با آب و توسط دستگاه Clevenger (مدل هیتر Gerhardt) انجام شد. به این منظور، 20 گرم نمونه از هر تیمار وزن و پس‌از آسیاب‌شدن به نسبت 1‌ به‌ 10 (به ازای هر گرم مادۀ خشک 10 میلی‌لیتر آب به بالن اضافه شد) به‌مدت 2 ساعت درون دستگاه Clevenger جوشانده شد (Sefidkon, 2001; Kapoor et al., 2004).

انـدازه‌گیـری میـزان پـرولین: میزان پرولین در نمونه‌های گیاهی به روش Bates و همکاران (1973) انـدازه‌گیـری شد.

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی

عصارۀ آنزیمی: ۵/۰ گرم از نمونۀ برگی با استفاده از هاون چینی کاملاً سرد و نیتروژن مایع هموژن شد و سپس ۵ میلی‌لیتر بافر فسفات سرد (اسیدیتۀ 5/7) حاوی EDTA ۵/۰ میلی‌مولار به آن اضافه شد. نمونه‌ها پس‌از انتقال به لوله‌های آزمایش به‌مدت ۱۵ دقیقه در دمای ۴ درجۀ سلسیوس با سرعت ۱۵۰۰۰ دور‌در‌دقیقه سانتریفوژ شدند (Sairam and Saxena, 2000).

سنجش آنزیم کاتالاز: برای اندازه‌گیری آنزیم کاتالاز ۵۰ میکرولیتر عصارۀ آنزیمی، ۶۰۰ میکرولیتــر بافر فســفات‌ســدیم (اسیدیتۀ 7)، ۱۵/۰ میکرولیتر EDTA، ۸۵/۵۴۹ میکرولیتر آب مقطر درون تیوپ ریخته و ۵/۳۸۲ میکرولیتـر آب‌اکسیژنه به آن اضافه شد (۵/۳۸۲ میکرولیتر آب‌اکسیژنه در ۵/۲ میلی‌لیتر آب مقطر ریخته شد تا آب‌اکسیژنۀ ۷۵/۰ مولار حاصل شود؛ سپس ۳۰ میکرولیتر در مخلوط واکنش ریخته شد تا آب‌اکسیژنۀ ۱۵ میلی‌مولار حاصل شود) و بی‌درنگ میــزان جـذب آن در طـول مـوج ۲۴۰ نـانومتر با دستگاه طیف‌‌سـنج نـوری خوانده شد. میزان جذب پــس‌از سپری‌شدن زمان 1 دقیقه دوباره یادداشت شد (Beers and Sizer, 1952).

سنجش آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز: برای اندازه‌گیری آنزیم آسکوربات‌‌پراکسـیداز ۵۰ میکرولیتـر عصارۀ آنزیمی، ۵/۳۷ میکرولیتر آسکوربات، ۸۵/۱۱۱۸ میکرولیتـر آب در تیوپ ریخته و ۱۵۳ میکرولیتر آب‌اکسیژنه به آن اضـافه شد. بی‌درنگ میـزان جذب آن در طول موج ۲۹۰ نانومتر با دستگاه طیف‌سنج نوری خوانده و فعالیت آنزیمی بر حسـب واحـد‌در‌گـرم وزن تر بیان شد (Nakano and Asada, 1981).

سنجش آنزیم گایـاکول‌پراکسـیداز: بـرای سـنجش فعالیـت آنـزیم گایـاکول‌پراکسـیداز 50 میکرولیتر عصارۀ آنزیمی، 800 میکرولیتر بافر سـدیم، 2/0 میکرولیتـر EDTA، 50 میکرولیتر گایاکول، 8/799 آب درون لولۀ آزمـایش ریخته شد و 765 میکرولیتر آب‌اکسیژنه به آن اضافه شد. بی‌درنگ میـزان جـذب آن در طول مـوج 470 نـانومتر با دستگاه طیف‌سنج نوری خوانده شد (Urbanek et al., 1991)..

سنجش آنزیم پراکسـیداز: فعالیت آنزیم پراکسیداز بر اساس روش هولی (Holy, 1972) اندازه‌گیری شد. به این منظور ابتدا 2 میلی‌لیتر استات 2/0 مولار (اسیدیتۀ 5)، 2/0 میلی‌لیتر آب‌اکسیژنه 3/0 درصد، 1/0 میلی‌لیتر بنزیدین 20/0 مولار محلول در متانول 50 درصد در حمام یخ مخلوط شدند. سپس 1/0 میلی‌لیتر از عصارۀ آنزیمی برگ به این مخلوط واکنش اضافه شد و بی‌درنگ میـزان جـذب آن در طول مـوج 530 نـانومتر با دستگاه طیف‌سنج نوری خوانده شد.

سنجش آنزیم سوپراکسیددیسموتاز: فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز بر اساس روش Beauchamp و Fridovich (1971) در طول موج 560 نانومتر با دستگاه طیف‌سنج نوری اندازه‌گیری شد.

محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی برگ: محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی برگ به روش Prochazka و همکاران (1998) و از رابطه‌های زیر محاسبه شد:

Chl a=۲۵/۱۲A۶۶۳-۷۹/۲A۶۴۶

Chl b=۲۱/۲۱A۶۴۶-۱/۵A۶۶۳

Total Chl=Chl a+Chl b

سنجش میزان فنول: مقدار فنول کل در نمونه‌های عصارۀ گیاهی به روش Folin Sivcultive اندازه‌گیری شد (McDonald et al., 2001).

پس‌از اندازه‌گیری ترکیبات فنولی کل، میزان فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی، مقدار پرولین و محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی داده‌های حاصل بر مبنای طرح فاکتوریل در قالب کاملاً تصادفی با سه تکرار تجزیه واریانس و مقایسۀ میانگین (روش دانکن) شدند. برای تجزیۀ آماری، نرمال‌بودن داده‌ها با نرم‌افزار Minitab بررسی شد و پس‌از‌آن داده‌ها تجزیه و نمودارها با نرم‌افزارهای SAS ver 9.1 و Excel ترسیم شدند.

 

نتایج.

رنگدانه‌های فتوسنتزی: با‌توجه‌به نتایج تجزیه واریانس داده‌ها مشاهده شد اثر محلـو‌ل‌پاشـی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم بر مقدار کلروفیل‌های a، b و کل در سطح 1 درصد معنادار است اما اثر متقابل آنها تأثیری بر محتوای رنگیزه‌های فتوستزی ندارد (جدول ۱). نتایج مقایسۀ میانگین آثار ساده (جدول 3) نشان دادند با افزایش غلظت محلول‌پاشی بر میزان رنگیزه‌های فتوسنتزی افزوده می‌شود؛ به‌طوری‌که محلول‌پاشی با جاسمونیک‌اسید باعث افزایش 22/22، 74/29 و 85/26 درصدی به‌ترتیب کلروفیل‌های a، b و کل نسبت به شاهد و محلول‌پاشی با دی‌اکسید‌تیتانیوم سبب افزایش 77/16، 22/20 و 75/18 درصدی به‌ترتیب کلروفیل‌های a، b و کل در مقایسه با شاهد می‌شود.

پرولین: بر اساس نتایج تجزیه واریانس داده‌ها اثر سطوح مختلف محلـول‌پاشـی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم بر مقدار پرولین برگ در سطح 1 درصد معنادار است ولی نتایج تجزیه واریانس اثر متقابل آنها معنادار نیست ( جدول ۱). مقایسۀ میانگین آثار ساده (جدول ۲) نشان داد در سطوح جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید تیتانیوم با افزایش غلظت محلول‌پاشی بر میزان پرولین افزوده می‌شود؛ به‌طوری‌که محلول‌پاشی با جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم به‌ترتیب باعث افزایش 22 و 20 درصدی پرولین نسیت به شاهد می‌شود و کمترین میزان پرولین در سطح اول (بدون کاربرد جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم) مشاهده می‌شود.

محتوای نسبی آب برگ:نتایج تجزیه واریانس داده‌ها نشان دادند اثر محلـو‌ل‌پاشـی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم بر روابط آبی گیاه در سطح یک معنادار است؛ در‌حالی‌که نتایج اثر متقابل آنها معنادار نیست (جدول ۱). نتایج مقایسۀ میانگین‌ آثار ساده نشان دادند با افزایش غلظت محلول‌پاشی بر محتوای نسبی آب برگ افزوده می‌شود؛ به‌طوری‌که در محلول‌پاشی با جاسمونیک‌اسید محتوای نسبی آب برگ بیشتری نسبت به شاهد حاصل می‌شود. محلول‌پاشی با غلظت 100 میلی‌گرم‌در‌لیتر دی‌اکسید‌تیتانیوم نیز باعث افزایش 35/۵۷ درصدی محتوای نسبی آب برگ نسبت به شاهد شد (جدول 3).

میزان اسانس: باتوجه‌به نتایج تجزیه واریانس داده‌ها مشاهده شد اثر محلـو‌ل‌پاشـی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم بر مقدار اسانس مریم گلی در سطح 1 درصد معنادار است اما اثر متقابل آنها تأثیری بر مقدار اسانس ندارد (جدول ۱). نتایج مقایسۀ میانگین آثار ساده نشان دادند با افزایش غلظت محلول‌پاشی بر میزان اسانس افزوده می‌شود؛ به‌طوری‌که محلول‌پاشی با جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم به‌ترتیب باعث افزایش 42/17 و 70/19 درصدی میزان اسانس نسبت به شاهد می‌شود (شکل‌های 1 و 2).

 

 

جدول ۱- نتایج تجزیه واریانس برخی ویژگی‌های بررسی‌شدۀ گیاه دارویی مریم‌گلی تیمارشده با محلول‌پاشی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم

پرولین

محتوای نسبی آب برگ

کلروفیل کل

کلروفیل b

کلروفیل  a

مقدار اسانس

درجۀ آزادی

منابع تغییرات S.O.V

**11/0

**93/2523

**11/3

**56/1

**26/0

**109/0

2

جاسمونیک‌اسید (JA)

**026/0

**44/849

**37/1

**65/0

**135/0

**16/0

2

دی‌اکسید‌تیتانیوم (TiO2)

ns75/0

ns25/311

ns 22/0

ns129/0

ns 012/0

ns64/0

4

JAÎTiO2

008/0

22/35

051/0

038/0

016/0

012/0

18

خطا

45/6

93/7

98/5

17/8

9/2

06/9

 

ضریب تغییرات

ns، * و ** به‌ترتیب نشان‌دهندۀ عدم اختلاف معنا‌دار، اختلاف معنا‌دار در سطح 5 درصد و اختلاف معنا‌دار در سطح ۱ درصد

 

جدول 2- نتایج تجزیه واریانس فعالیت برخی آنزیم‌های سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی گیاه دارویی مریم‌گلی تیمارشده با محلو‌ل‌پاشی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم

فنول

سوپراکسیددیسموتاز

آسکوربات‌پراکسیداز

پراکسیداز

گایاکول‌پراکسیداز

کاتالاز

درجۀ آزادی

منابع تغییرات S.O.V

**13/3349

**37/17

**028/0

**14/0

**16/0

**061/0

2

جاسمونیک‌اسید (JA)

**04/343

**19/0

**018/0

**34/0

**36/0

**17/0

2

دی‌اکسید‌تیتانیوم (TiO2)

ns58/86

ns3/12

ns04/0

ns6/0

ns88/0

ns48/1

4

JAÎTiO2

61/52

0017/0

045/0

002/0

011/0

005/0

18

خطا

27/13

42/8

87/8

2/5

58/7

78/6

 

ضریب تغییرات

ns، * و ** به‌ترتیب نشان‌دهندۀ عدم اختلاف معنا‌دار، اختلاف معنا‌دار در سطح 5 درصد و اختلاف معنا‌دار در سطح ۱ درصد

 

جدول 3- مقایسۀ میانگین تیمارهای محلول‌پاشی دی‌اکسید‌تیتانیوم و جاسونیک‌اسید بر برخی ویژگی‌های بررسی‌شدۀ گیاه دارویی مریم‌‌گلی

فنول

پرولین

کلروفیل کل

کلروفیل  b

کلروفیل a

محتوای نسبی آب برگ

تیمارها

 

 

 

 

 

 

جاسمونیک‌اسید

c97/2±56/36

c03/0±22/1

c076/0±16/3

c066/0±96/1

c013/0±19/1

c978/1+52/55

0

b97/2±43/52

b03/0±32/1

b076/0±88/3

b066/0±47/2

b013/0±41/1

b978/1+08/83

75

a97/2±95/74

a03/0±56/1

a076/0±32/4

a066/0±79/2

a013/0±53/1

a978/1+86/85

150

         

 

دی‌اکسید‌تیتانیوم

c97/2±75/48

03/0±2/1b

076/0±38/3c

066/0±13/2c

c13/0±24/1

978/1+64/53c

0

b97/2 ±11/54

b03/0±47/1

b076/0±82/3

b066/0±42/2

b013/0±4/1

b978/1+45/76

50

a97/2±07/67

a03/0±5/1

a076/0±16/4

a066/0±67/2

a013/0±49/1

a978/1+57/82

100

 

 

 

شکل 1- اثر جاسمونیک‌اسید بر میزان اسانس مریم‌گلی (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

شکل 2- اثر نانو دی اکسید‌تیتانیوم بر میزان اسانس مریم گلی (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

ترکیبات آنتی‌اکسیدانی

فنول کل:نتایج تجزیه واریانس نشان دادند اثر سطوح مختلف محلـول‌پاشـی جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم بر مقدار فنول کل بخش هوایی گیـاه معنادار است اما اثـر متقابل آنها معنادار نیست (جدول 2). مقایسۀ میانگین آثار ساده (جدول ۲) نشان داد با افزایش میزان جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم بر میزان فنول کل افزوده می‌شود و بیشترین میزان آن نسبت به شاهد از محلول‌پاشی غلظت 100 میلی‌گرم نانو دی‌اکسید تیتانیوم و ۱۵۰ میلی‌گرم‌در‌لیتر جاسمونیک‌اسید حاصل می‌شود (جدول 3).

آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی: نتایج تجزیه واریانس داده‌ها نشان دادند میزان فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی (پراکسیداز، آسکوربات‌‌پراکسیداز، گایاکول‌پراکسیداز، سوپراکسید‌دیسموتاز و کاتالاز) تحت‌تأثیر سطوح مختلف محلـول‌پاشـی دی‌اکسید‌تیتانیوم و جاسمونیک‌اسید قرار می‌گیرد و اختلاف ازنظر آماری در سطح 1 درصد معنا‌دار است؛ در‌حالی‌که اثر متقابل آنها معنا‌دار نیست (جدول 1). مقایسۀ میلانگین آثار سادۀ جاسمونیک‌اسید و دی‌اکسید‌تیتانیوم نشان داد با افزایش غلظت محلول‌پاشی نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم و جاسمونیک‌اسید میزان فعالیت آنزیم‌های یادشده افزایش می‌یابد؛ به‌طوری‌که کمترین میزان کاتالاز (شکل‌های 3 و 4)، گایاکول‌پراکسیداز (شکل‌های 5 و 6)، پراکسیداز (شکل‌های 7 و 8)، آسکوربات‌پراکسیداز (شکل‌های 9 و 10) و سوپراکسید‌دیسموتاز (شکل‌های 11 و 12) در سطح اول (بدون کاربرد) نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم و جاسمونیک‌اسید مشاهده می‌شود.

 

شکل 3- اثر جاسمونیک‌اسید بر میزان آنزیم کاتالاز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

 

شکل 4- اثر نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم بر میزان آنزیم کاتالاز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

 

شکل 5- اثر جاسمونیک‌اسید بر میزان آنزیم گایاکول‌پراکسیداز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

شکل 6- اثر نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم بر میزان آنزیم گایاکول‌پراکسیداز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

 

شکل 7- اثر جاسمونیک‌اسید بر میزان آنزیم پراکسیداز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

 

شکل 8- اثر نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم بر میزان آنزیم پراکسیداز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

شکل 9- اثر جاسمونیک‌اسید بر میزان آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

 

شکل 10- اثر نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم بر میزان آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

 

شکل 11- اثر جاسمونیک‌اسید بر میزان آنزیم سوپراکسید‌دیسموتاز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

شکل 12- اثر نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم بر میزان آنزیم سوپراکسید‌دیسموتاز (مقادیر میانگین سه تکرار±انحراف معیار هستند. حروف مشابه بیان‌کنندة عدم‌تفاوت معنادار در سطح 01/0>P براساس آزمون دانکن هستند)

 

همبستگی بین صفت‌ها: ارزیابی همبستگی بین صفت‌های مطالعه‌شده در پژوهش حاضر با استفاده از ضریب پیرسون در جدول 4 نشان داده شده است. تجزیه‌وتحلیل همبستگی ارتباط مثبت و منفی صفت‌ها با یکدیگر را در شرایط محلول‌پاشی نشان می‌دهد؛ به‌طوری‌که آنزیم‌های کاتالاز، گایاکول‌پراکسیداز، پراکسیداز، آسکوربات‌پراکسیداز و سوپراکسیددیسموتاز بیشترین میزان همبستگی را باهم داشتند و ارتباط معناداری بین میزان اسانس و ترکیبات فنولی با رنگیزه‌های فتوسنتزی وجود داشت.

 

بحث

رنگدانه‌های فتوسنتزی: محتوای کلروفیل یکی از عوامل مهم حفظ ظرفیت فتوسنتزی (Jiang and Huang, 2001) و تعیین‌کنندۀ سرعت فتوسنتز در گیاهان زنده است (Ghosh et al., 2004). نتایج Zhang و همکاران (2005) نشان دادند تیمار نانوذرات دی‌اکسیدتیتانیوم تشکیل کلروفیل، فعالیت آنزیم روبیسـکو و سرعت فتوسنتز را در گیاه اسفناج افزایش می‌‌دهد. محلول‌پاشی با نانوپتاسیم موجب افزایش میزان کلروفیل‌های a و b در مقایسه با شاهد می‌شود (Niakan et al., 2004). در پژوهش حاضر حداکثر مقدار کلروفیل‌های a، b و کل از محلول‌پاشی ۱۰۰ میلی‌گرم‌در‌لیتر دی‌اکسید‌تیتانیوم به دست آمد که با یافته‌های Baiazidi Aghdam (2014) مبنی بر به‌دست‌آمدن حداکثر مقدار کلروفیل‌های a و b در گیاه کتان به‌ترتیب از محلول‌پاشی ۱۰۰ و ۱۰ میلی‌گرم‌درلیتر ‌نانو‌ذرات دی‌اکسید‌‌تیتانیوم همخوانی دارد. Martínez-Sánchez و همکاران (1993) در پژوهشی بیان کردند نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم با افزایش جذب نیتروژن سبب افزایش کلروفیل می‌شود..

نتایج متفاوتی درمورد نقش جاسمونات بر مقدار رنگیزه‌های فتوسنتزی ذکر شده‌اند. در گزارشی بیان شده است جاسمونات‌ها باعث تجمع کلروفیل در نوعی جلبک (Chlorellavulgaris) می‌شوند (Czerpak et al., 2006). گزارش شده است جاسمونیک‌اسید هیچ تأثیری بر مقدار کلروفیل و فتوسنتز گیاه صنوبر ندارد (Babst et al., 2005). نتایج مطالعۀ حاضر نشان دادند کاربرد جاسمونیک‌اسید در گیاه دارویی مریم‌گلی سبب افزایش 77/16، 22/20 و 75/18 درصدی به‌ترتیب کلروفیل‌های a، b و کل نسبت به گیاهان شاهد می‌شود؛ این نتایج با نتایج Piekielek و Fox (1992) که بیان کردند محلول‌پاشی با غلظت ۱/۰ میکرومولار جاسمونات باعث ترمیم رنگیزه‌های فتوسنتزی ازجمله کلروفیل a و کاروتنوئیدها می‌شود همخوانی دارند. Piotrowska و همکاران (2009) گزارش کردند محلول‌پاشی با جاسمونیک‌اسید سبب افزایش محتوای کلروفیل و فعالیت آنزیم روبیسکوی برگ‌های جو می‌شود. Sunkar (2010) در پژوهشی بیان کرد جاسمونیک‌اسید و متیل‌جاسمونات با تشکیل آمینولوولینیک‌اسید سبب بیان ژن‌‌های آنزیم‌های کلیدی در بیوسنتز کلروفیل می‌شوند و از این طریق میزان کلروفیل را افزایش می‌دهند که با نتایج پژوهش حاضر همخوانی دارد.

پرولین:Jiang و Huang (2000) در مطالعه‌ای بیان کردند آمینواسیدهایی مانند پرولین ممکن است نقش محافظت‌کننده برای تیلاکوئیدهای کلروپلاست و دیگر سیستم‌هـای غشـایی داشـته باشـند. پرولین با تحت‌تأثیر قراردادن حلالیت پروتئین‌ها و آنزیم‌های مختلف از تغییر ماهیـت آنهـا جلوگیری می‌کند.

در گزارشی بیان شده است محلول‌پاشی با نانوذرات تیتانیوم تأثیر فزاینده‌ای بر میزان پرولین ندارد؛ در‌حالی‌که نتایج پژوهش حاضر نشان دادند محلول‌پاشی با نانوذرات تیتانیوم سبب افزایش 20 درصدی میزان پرولین در گیاهان تیمارشده نسبت به گیاهان شاهد می‌شود (Zarafshar et al., 2015). نتایج مطالعۀ حاضر با یافته‌های Amirjani و همکاران (2014) که بیان کردند افزایش غلظت‌های نانواکسیدروی مقدار پرولین را در اندام‌های هوایی گیاه دارویی پریوش افزایش می‌دهد همخوانی دارند.

در گزارش Guo و همکاران (2006) بیان شده است جاسمونیک‌اسید با تحریک سنتز بازدارندۀ پروتئیناز و بیان ژن آن سبب پایداری پروتئین‌های گیاهان می‌شود. نتایج مطالعۀ حاضر نشان دادند میزان پرولین با کاربرد جاسمونیک‌اسید 79/21 درصد نسبت به گیاهان شاهد افزایش می‌یابد و به نظر می‌رسد جاسمونیک‌اسید با تنظیم افزایشی بیان ژن‌های پروتئین‌های بازدارنده به‌ویژه پرولین سبب افزایش میزان این آمینواسید در گیاهان می‌شود (Wang et al., 2009). در مطالعه‌ای Gupta و همکاران (1993) بیان کردند متیل‌جاسمونات با القای آنزیم سنتز‌کنندۀ پرولین باعث افزایش تولید پرولین می‌شود؛ این نتیجه با نتایج پژوهش حاضر مطابقت دارد.

محتوای نسبی آب برگ: محتوای نسبی آب برگ شاخصی برای نشان‌دادن وضعیت آبی گیاه است. نتایج Ashkavand و همکاران (2015) دربارۀ زالزالک نشان دادند محلول‌پاشی با نانوذرات سیلیکون تأثیر فزاینده‌ای بر محتوای نسبی آب برگ دارد هرچند این تأثیر نسبت به شاهد معنا‌دار نیست؛ برخلاف نتایج یادشده، یافته‌های مطالعۀ حاضر نشان دادند با افزایش غلظت محلول‌پاشی نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم محتوای نسبی آب برگ گیاهان تیمارشده نسبت به شاهد افزایش بیشتری نشان می‌دهد و افزایش ۳۵/۵۷ درصدی نسبت به شاهد در غلظت 100 میلی‌گرم‌در‌لیتر مشاهده می‌شود؛ نتایج یادشده با نتایج Haghighi و Pessarakli (2013) که نشان دادند با افزایش غلظت محلول‌پاشی نانوذرات سیلیکون محتوای نسبی آب برگ گونۀ Solanum lycopersicum افزایش می‌یابد همخوانی دارد.

نتایج Salimi و همکاران (2015) نشان دادند بیشترین محتوای نسبی آب برگ گیاه بابونۀ آلمانی با محلول‌پاشی غلظت 75 میکرومولار در بین غلظت‌های مختلف صفر (شاهد)، 75، 150، 225 و 300 میکرومولار متیل‌جاسمونات به دست می‌آید؛ این در حالیست که یافته‌‌های مطالعۀ حاضر نشان دادند اختلاف معناداری بین محلول‌پاشی با غلظت‌های 75 و 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر وجود ندارد. نتایج مطالعۀ Zabet و همکاران (2003) نیز نشان دادند محلو‌ل‌پاشی با متیل‌جاسمونات موجب افزایش محتوای نسبی آب برگ گیاه Vigna radiata می‌شود که با یافته‌های مطالعۀ حاضر همخوانی دارد.

ترکیبات آنتی‌اکسیدانی: افزایش ترکیبـات آنتی‌اکسیدانی یکی از مهم‌ترین سازوکارهای دفاعی گیاهان در رویارویی با شرایط نامساعد است. سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی شامل آنتی‌اکسیدان‌های غیرآنزیمی ازجمله ترکیبات فنولی، بتاکاروتن، آسـکوربیک‌اسید (AA)، آلفـاتوکـوفرول (α-toc)، گلوتاتیون (GSH) و آنزیمـی شامل سوپراکسـیددیسـموتاز (SOD)، گایـــاکول‌پراکســـیداز (GPX)، آســـکوربات‌پراکســـیداز (APX)، کاتالاز (CAT)، پلی‌فنول‌اکسیداز (PPO) و گلوتاتیون‌ردوکتاز هستند (Daneshmand, 2014). همکاری این اجزا با یکدیگر سبب تشکیل چرخه‌های بسیار مهمـی مـی‌شود (Omidbaigi and Hasani, 2002) که اجرای آنها به‌عنـوان سازوکارهای دفاعی سلول را قادر می‌کند از تولیـد گونه‌های فعال اکسیژن پیشگیری کند و یا آنها را جمع‌آوری کند و آثار مـضر آنهـا را کـاهش دهد (Ashraf and Iram, 2005).

نتایج تجزیه‌وتحلیل همبستگی نشان دادند رابطۀ مستقیم و معنا‌داری در سطح 1 درصد بین آنزیم‌های کاتالاز، آســـکوربات‌پراکســـیداز، سوپراکسـید‌دیسـموتاز، پراکسیداز و گایاکول‌پراکسیداز وجود دارد؛ این نتیجه با یافته‌های Omidbaigi و Hasani (2002)که بیان کردند همکاری این اجزا با یکدیگر سبب تشکیل چرخه‌های بسیار مهمـی مـی‌شود همخوانی دارد.

 

 

جدول 4- تجزیۀ همبستگی بین صفت‌ها

کلروفیل کل

کلروفیل b

کلروفیل a

اسانس

فنول

سوپراکسیددیسموتاز

آسکوربات‌پراکسیداز

پراکسیداز

گایاکول‌پراکسیداز

کاتالاز

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1

کاتالاز

 

 

 

 

 

 

 

 

1

**91385/0

گایاکول ‌پراکسیداز

 

 

 

 

 

 

 

1

**84183/0

**91389/0

پراکسیداز

 

 

 

 

 

 

1

**91068/0

**87932/0

**91975/0

آسکوربات‌ ‌پراکسیداز

 

 

 

 

 

1

**85838/0

**81447/0

**99706/0

**91246/0

سوپراکسید‌ دیسموتاز

 

 

 

1

 

**93774/0

**94451/0

**92850/0

**94892/0

**94962/0

اسانس

 

 

1

 

**81787/0

 

 

 

 

 

کلروفیل a

 

1

**98924/0

 

**82011/0

 

 

 

 

 

کلروفیل b

1

**99908/0

**99461/0

**93324/0

**82129/0

 

 

 

 

 

کلروفیل کل

* و ** به ترتیب معنادار در سطح 5 درصد و ۱ درصد


ترکیبات غیرآنزیمی.

ترکیبات فنولی:ترکیبات فنولی به‌علت ویژگی آنتی‌اکسیدانی قوی رادیکال‌های آزاد را به دام می‌اندازند و گیاهان این ترکیبات را در پاسخ به برخی ترکیبات پیام‌رسان دارای نقش دفاعی مهم آزاد می‌کنند (Sheraphti chaleshtari et al., 2008).Kovacik و همکاران (2009) در گزارشیبیان کردند ترکیبات فنولی نقش آنتی‌اکسیدانی خود را با سازوکارهایی مانند پاکروبی رادیکال‌های آزاد، دادن هیدروژن، کلات‌کردن یون‌های فلزی و یا در همکاری با پراکسیدازها برای جمع‌آوری یا حذف پراکسیدهیدروژن ایفا می‌کنند. ترکیبات فنولی با شرکت در واکنش حذف رادیکال‌های آزاد به رادیکال فنوکسیل اکسید می‌شوند و سپس از طریق واکنش رادیکال‌های فنوکسیل با آسکوربات به حالت اولیه برمی‌گردند (Silva et al., 2007). نتایج مطالعۀ حاضر نشان دادند میزان فنول با بیشترشدن غلظت نانو دی‌اکسیدتیتانیوم ۱۷/۲۰ درصد نسبت به شاهد (بدون کاربرد محلول‌پاشی) افزایش می‌یابد؛ این نتایج در تأیید یافته‌های Oloumi و همکاران (2015) است که گزارش کردند نانوذرات مس و روی آثار مثبتی بر محتوای ترکیبات فنولی نهال‌های شیرین‌بیان دارند.

نتایج پژوهش حاضر نشان دادند محلول‌پاشی با جاسمونیک‌اسید سبب افزایش 22/51 درصدی فنول کل نسبت به گیاهان شاهد می‌شود. کاربرد متیل‌جاسمونات مقدار ترکیبات فنولی را در برخی گیاهان نظیر مارچوبه (Reyes and Cisneros-Zevallos, 2003) و لوبیا سبز (Basilio Heredia and Luis Cisneros-Zevallos, 2009) افزایش می‌دهد که با نتایج مطالعۀ حاضر مطابقت دارد. پژوهشگران بیان کردند جاسمونات‌ها با اثر بر افزایش فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین‌آمونیالیاز (PAL) که یکی از آنزیم‌های کلیدی در بیوسنتز ترکیبات فنولی است میزان ترکیبات فنولی را افزایش می‌دهند.

ترکیبات آنزیمی:آنزیم‌هـای آنتی‌اکسیدان نقـش بسـیار مهمی در غیرفعال‌کردن رادیکـال‌هـای آزاد اکسـیژن در سـلول گیـاه دارند و میزان فعالیت آنها در گیـاه بسته به گونۀ گیاهی تغییر می‌کند (Apel and Hirt, 2004). آنــزیم‌هــای کاتــالاز، پراکسیداز و آسکوربات‌پراکسیداز از مهم‌ترین آنـزیم‌هـای دخیل در فرایند جمع‌آوری و خنثی‌سازی گونه‌های فعال اکسیژن هستند (Sunkar, 2010). شواهدی وجود دارد که نشان می‌دهند جاسمونیک‌اسید و متیل‌جاسمونات به‌عنوان مولکول‌های هشدار‌دهنده در گیاهان فعالیت می‌کنند (Memelink, 2009). گزارش‌های مختلفی نیز مبنی بر تأثیر متیل‌جاسمونات بر فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان در گیاه آرابیدوپسیس (Jung, 2004) و بادام زمینی (Comparot et al., 2002) ارائه شده‌اند. گزارش‌های ارائه‌شده نشان می‌دهند متیل‌جاسمونات سطوح رادیکال‌های آزاد را از طریق افزایش آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان در گیاهان کاهش می‌دهد. غلظت‌های ۱۰۰ و ۲۵۰ میکرومولار متیل‌جاسمونات موجب افزایش فعالیت آنزیم‌های سوپراکسیددیسموتاز، کاتالاز و پراکسیداز در گیاهچۀ بادام زمینی می‌شوند (Kumari et al., 2006). در پژوهشی Hare و Walling (2006) اثر متیل‌جاسمونات را بر فعالیت آنزیم گایاکول‌پراکسیداز بررسی و گزارش کردند متیل‌جاسمونات اثری بر فعالیت آنزیم گایاکول در تاتوره (Datura wrightii) ندارد.

نتایج پژوهش حاضر نشان می‌دهند میزان فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، آسکوربات‌پراکسیداز، گایاکول‌پراکسیداز، پراکسیداز و سوپراکسیددیسموتاز با افزایش غلظت جاسمونیک‌اسید به‌ترتیب 71/12، 23/19، 25/37، 21/81 و 83/46 درصد نسبت به شاهد افزایش می‌یابد. نتایج مطالعۀ Brooke Melan و همکاران (2016) نشان می‌دهند میزان فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان کاتالاز، آسکوربات‌دیسموتاز و پراکسیداز با افزایش غلظت محلول‌پاشی جاسمونیک‌اسید افزایش می‌یابد؛ این نتایج با نتایج پژوهش حاضر مطابقت دارند. در مطالعه‌ای روی گیاه آفتابگردان بیان شده است محلول‌پاشی با متیل‌جاسمونات باعث افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی مانند گایاکول‌پراکسیداز، آسکوربات‌پراکسیداز و کاتالاز می‌شود که با نتایج پژوهش حاضر مطابقت دارد (Parra-Lobato et al., 2009).

در گزارشی بیان شده است تیمار گیاه دارویی پریوش با نانو اکسیدروی سبب افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی کاتـالاز، سوپراکسـیددیسـموتاز و گایاکول‌پراکسیداز می‌شود (Amirjani et al., 2014). کاربرد نانوذرات دی‌اکسیدتیتانیوم محتوای پراکسیدهیدروژن و مالون‌دی‌آلدهید را در گیاه کتان کاهش می‌دهد (Baiazidi Aghdam, 2014). پژوهش‌های پیشین نشان می‌دهند نانوذرات دی‌اکسیدتیتانیوم آثار مخرب افزایش رادیکال‌های آزاد (Lei et al., 2008) و میزان نشت الکترولیت در سلول گیاهی (Zarafshar et al., 2015) را با تقویت سیستم آنتی‌اکسیدانی به‌طور درخور توجهی کاهش می‌دهد. در مطالعۀ حاضر فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان در گیاهان تیمارشده نسبت به شاهد بیشتر بود؛ به‌طوری‌که فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، سوپراکسیددیسموتاز، گایاکول‌اکسیداز، آسکوربات‌اکسیداز و پراکسیداز در گیاهان محلول‌پاشی‌شده با نانو تیتانیوم به‌ترتیب 16/20، 95/16، 84/23، 14/32 و 26/12 درصد نسبت به شاهد افزایش داشت.

نتایج مطالعه‌ای روی گلابی نشان می‌دهند بیشترین فعالیت آنزیم پراکسیداز در محلول‌پاشی با ۱۰۰ میلی‌گرم‌درلیتر دی‌اکسید‌تیتانیوم به دست می‌آید (Zarafshar et al., 2015)؛ درحالی‌که نتایج پژوهش حاضر نشان می‌دهند فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی با افزایش غلظت محلول‌پاشی افزایش می‌یابد و در غلظت ۱۰۰ میلی‌گرم‌‌در‌لیتر نانو دی‌اکسیدتیتانیوم بیشترین فعالیت به آنزیم سوپراکسیددیسموتاز تعلق دارد. نتایج مطالعۀ Moaveni و همکاران (a2011) روی گیاه ذرت (Zea mays) نشان می‌دهند بیشترین میزان فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز طی محلول‌پاشی با نانوذرات دی‌اکسیدتیتانیوم ۰۳/۰ درصد حاصل می‌شود و کمترین میزان به تیمار شاهد تعلق دارد. افزایش تجمع رادیکال سوپراکسید در پـی کاهش فعالیــت آنــزیم سوپراکسیددیسموتاز رخ می‌دهد؛ ایـن رادیکـال با پراکسیدهیدروژن ترکیب می‌شود و با اجرای واکـنش هابرـ ویز (Haber-Weiss Reaction) رادیکال بسیار خطرنـاک هیدروکـسیل را به وجود می‌آورد (Sairam and Saxena, 2000). کاهش کارایی چرخـۀ مهلر (Mehler Reaction) در کلروپلاست سـبب افـزایش شدت آسیب به مولکول‌های زیستی حیاتی ازجمله غشاها می‌شود و کاهش کارایی چرخۀ یادشده از کاهش فعالیت آنزیم سوپراکسید‌دیسموتاز ناشی می‌شود؛ علاوه‌براین، تجمع رادیکال سوپراکسید فعالیت آنزیم‌های کاتـالاز و پراکـسیدازها را کاهش می‌دهد (Beauchamp and Fridovich, 1971). آنزیم‌های یادشده نقـش ویـژه‌ای در جمع‌آوری پراکسیدهیدروژن موجود در سلول دارنـد (Sairam and Saxena, 2000).

اسانس‌ها متابولیت‌های ثانویه‌ای هستند که در دورۀ رویشی و زایشی گیاهان دارویی تولید می‌شوند و از گروه شیمیایی ترپن‌ها هستند یا منشأ ترپنی دارند که واحد‌های سازندۀ آنها نیاز شدیدی به NADPH و ATP دارند. نتایج مطالعۀ حاضر نشان می‌دهند رابطۀ مستقیم و معناداری در سطح 1 درصد بین میزان اسانس و رنگیزه‌های فتوسنتزی وجود دارد که با نتایج مطالعۀ Moghadam و همکاران (2016) همخوانی دارد. نتایج مطالعۀ آنها نشان دادند رابطۀ مستقیمی بین فتوسنتز و فراورده‌های فتوسنتزی با تولید اسانس در گیاهان وجود دارد؛ به‌طوری‌که همبستگی بین فتوسنتز و تولید اسانس نشان می‌دهد گلوکز به‌عنوان پیش‌مادۀ مناسب در سنتز اسانس به‌ویژه مونوترپن‌ها عمل می‌کند؛ از‌این‌رو به نظر می‌رسد گلوکز حاصل از فتوسنتز پیش‌مادۀ لازم برای تأمین انرژی و سنتز ترکیبات مؤثر در اسانس را فراهم می‌کند. عوامل بسیاری وجود دارند که سبب تغییر کمیت و کیفیت اسانس می‌شوند که یکی از آنها مصرف عناصر غذایی است. گیاهان دارویی در طول دورۀ رویش برای تولید مناسب اسانس و مواد مؤثره به مقدار کافی عناصر غذایی نیاز دارند؛ به‌طوری‌که تأمین این عناصر غذایی میزان و عملکرد اسانس را به‌طور درخور توجهی افزایش می‌دهد (Moghadam et al., 2016).

استفاده از فناوری نانوذرات یکی از مهم‌ترین راهکارها در تغذیۀ گیاهان است (Rezai et al., 2010)؛ استفاده از ترکیبات نانو با ویژگی‌های مطلوب مانند غلظت مؤثر، قابلیت حل‌پذیری مناسب، ثبات و تأثیرگذاری زیاد و رهایش کنترل‌شده سبب افزایش کارایی عناصر غذایی می‌شود (Naderi et al., 2013). نانوذرات اتم‌ها یا مولکول‌هایی با ابعاد بین 1 تا 100 نانومتر هستند و این اندازۀ کوچک اجازه می‌دهد جذب و انتقال آنها از طریق برگ به‌سهولت انجام ‌شود (Liu et al., 2006)؛ این امر به‌علت اندازۀ کوچک ذرات و میزان نفوذ زیاد آنها در سلول‌های گیاه است. کاهش اندازۀ ذرات سبب افزایش انرژی و فعالیت سطحی آنها نسبت به ذرات معمولی می‌شود و این امر میزان و سرعت حل‌شدن در آب را افزایش می‌دهد (Ma et al., 2012).

طبـق گـزارش Martínez-Sánchez و همکاران (1993) کاربرد تیتانیوم به‌شکل محلول‌پاشـی روی برگ‌های فلفل باعث افزایش آسکوربیک‌اسید و کاپسانتین در این گیاه می‌شود که با نتایج مطالعۀ حاضر همخوانی دارد. در مطالعۀ حاضر میزان اسانس با افزایش غلظت نانوذرات دی‌اکسید‌تیتانیوم افزایش یافت؛ این نتایج با نتایج Amirjani و همکاران (2014) که بیان کردند محلول‌پاشی با نانوذارت اکسیدروی سبب افزایش میزان آلکالوئید در گیاه دارویی پریوش می‌شود مطابقت دارد؛ ازسویی Amuamuha و همکاران (2012) در گزارشی بیان کردند محلول‌پاشی با نانوذرات آهن سبب افزایش عملکرد گل و اسانس گیاه همیشه‌بهار در مقایسه با شاهد می‌شود.

در گزارشی بیان شده است کاربرد نانو نقره در گیاه شمعدانی عطری (Pelargonium graveolens) میزان اسانس را افزایش می‌دهد؛ این نتیجه با نتایج مطالعۀ حاضر که نشان دادند محلول‌پاشی با نانوذرات تیتانیوم سبب افزایش 70/19 درصدی میزان اسانس می‌شود و با نتایج Dastmalchi و همکاران (2007) که بیان کردند کاربرد نانو نقره در گیاه شمعدانی عطری (Pelargonium graveolens) میزان اسانس را افزایش می‌دهد همخوانی دارد. در پژوهش دیگری کاربرد نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم در گیاه دارویی مریم‌گلی (Salvia officinalis) میزان فلاونوئید کل را به‌طور معنا‌داری در مقایسه با شاهد افزایش داد (Ghorbanpour et al.,2015)؛ ازاین‌رو به نظر می‌رسد نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم با تأثیر مستقیم بر کلروفیل و سایر عوامل مؤثر بر فتوسنتز (Chao and Choi, 2005) و تأثیر غیرمستقیم بر افزایش سطح فتوسنتزی باعث افزایش ظرفیت فتوسنتزی گیاه می‌‌شود (Rombol et al., 2005) و این افزایش ظرفیت فتوسنتزی سبب افزایش گلوکز می‌شود. ازآنجاکه گلوکز پیش‌مادۀ مناسب‌ سنتز اسانس و به‌ویژه مونوترپن است مواد غذایی بیشتری به مسیر‌های ساخت ترپن‌ها اختصاص می‌یابند (Rombol et al., 2005)؛ ازاین‌رو، فتوسنتز و تولید فراورده‌های فتوسنتزی ارتباط مستقیمی با تولید اسانس دارند (Niakan et al., 2004).

مطالعه‌های انجام‌شده نشان می‌دهند کاربرد ترکیباتی مانند جاسمونات‌ها که به‌طور طبیعی یافت می‌شوند باعث افزایش متابولیت‌های ثانویه می‌شود (Wang et al., 2009). Popova و همکاران (2003) بیان کردند جاسمونیک‌اسید و مشتقات آن دارای نقش دوگانه در تکامل و دفاع هستند؛ این ترکیبات با القای مسیرهای علامت‌رسانی باعث فعال‌شدن واکنش‌های دفاعی در گیاه و درنتیجه افزایش تولید متابولیت‌های ثانویه در گیاهان می‌شوند. مطالعه‌های انجام‌شده در زمینۀ اثر متیل‌جاسمونات بر ترکیبات ثانویۀ ریحان شیرین نشان می‌دهند افزایش غلظت متیل‌جاسمونات سبب افزایش میزان اسانس در ریحان می‌شود (Kim et al., 2005).

Ghasemi pirbeloti و همکاران (2012) گزارش کردند جاسمونیک‌اسید و متیل‌جاسمونات بر میزان ترکیبات و مواد مؤثرۀ آویشن دنایی تأثیرگذار است؛ به‌طوری‌که غلظت‌های مختلف به‌کار‌رفته نوع و مقدار ترکیبات ثانویۀ اسانس را افزایش می‌دهند؛ یافته‌های یادشده با نتایج مطالعۀ حاضر که نشان می‌دهند محلول‌پاشی جاسمونیک‌اسید سبب افزایش میزان اسانس مریم‌گلی می‌شود همخوانی دارد؛ بنابراین افزایش 42/17 درصدی مقدار اسانس مریم‌گلی پس‌از تیمار جاسمونیک‌اسید نشان می‌دهد این ترکیب از یک سو به‌عنوان پیام‌رسان کلیدی در فرایند القای منجر به تولید متابولیت‌های ثانویه نقش دارد و از سوی دیگر با تحریک علامت‌رسانی در سلول‌ها سبب افزایش مقدار اسانس مریم‌گلی می‌‌شود (Szepesi et al., 2005)..

نتیجه‌گیری

نانو دی‌اکسید‌تیتانیوم و جاسمونیک‌‌اسید میزان کلروفیل را با افزایش محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی افزایش می‌دهند، با فعال‌کردن سیســتم دفــاع آنتــی‌اکســیدان آنزیمی و غیرآنزیمی گیاه باعث کــاهش پراکسیداسیون لیپیدها می‌شود و با حفظ تعادل آبی سلول و افزایش محتوای تنظیم‌کننده‌های اسمزی (پرولین) سبب افزایش محتوای نسبی آب برگ در گیاه مریم‌گلی می‌شوند؛ اما کاربرد توأم دی‌اکسید‌تیتانیوم و جاسمونیک‌‌اسید بر فرایند‌های یادشده در این گیاه تأثیری ندارد. ازآنجاکه پژوهش‌های مشابه در این زمینه اندک هستند تأیید دقیق‌تر نتایج یادشده مستلزم بررسی‌های بیشتر آزمایشگاهی به‌ویژه از‌نظر مولکولی و تجزیه‌وتحلیل بیان ژن است.

 

Amirjani, M. R., Askari, M. and Askari, P. (2014) The effect Nano oxide Zinc on the amount of alkaloids, enzymatic and non-enzymatic antioxidants and some indicators of Physiology Catharantus roseu. Cells and Tissues Journal 5(2): 173-183 (in Persian).

Amuamuha, L., Pirzad, A. and Hadi, H. (2012) Effect of varying concentration and time of nano iron foliar pplication on the yield and essential oil of pot marigold (Calendula officinalis). International Research Journal of Applied and Basic Sciences 3(10): 2085-2090.

Apel, K. and Hirt, H. (2004) Reactive oxygen species: metabolism, oxidative stress and signal transduction. Annual Review of Plant Biology 55: 373-399.

Ashkavand, P., Tabarsi kocheksaraei, M., Zarafshar, M. and Ghanbari, A. (2015) Effect of silica nanosilver (SiO2 NPs) on vegetative and physiological traits of seedlings of Crataegus aronia. Journal of Science and Technology of Wood and Forest 23(11): 41-61 (in Persian).

Ashraf, M. and Iram, A. (2005) Drought stress induced changes in some organic substances in nodules and other plant parts of two potential legumes differing in salt tolerance. Flora 200: 446-535.

Babst, B. A., Ferrieri, R. A., Gray, D. W., Lerdau, M., Schlyer, D. J., Schueller, M., Thrope, M. R. and Orians, C. M. (2005) Jasmonic acid induces rapid changes in carbon transport and partitioning in Populus. Journal New Phytologist 167: 63-72

Baiazidi Aghdam, M. T. (2014) The effect of titanium dioxide nanoparticles under conditions of drought stress on morphological and physiological characteristics of Linum usitatissimum. MSc thesis, University of Shahid Madani, Azarbaijan, Iran.

Basilio Heredia, J. and Luis Cisneros-Zevallos, L. (2009) The effects of exogenous ethylene and methyl jasmonate on the accumulation of phenolic antioxidants in selected whole and wounded fresh produce. Food Chemistry 115: 1500-1508.

Bates, L. S., Waldern, R. P. and Teave, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and soil 39: 107-205.

Beauchamp, C. and Fridovich, I. (1971) Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Annual Journal of Biochemistry 44: 276-287.

Beers, G. R. and Sizer, I. V. (1952) A spectrophotometric method for measuring the break down of hydrogen peroxide by catalase. Journal of Biological Chemistry 195: 133-140.

Brooke melan, A., Hasani, L., Abdollahi, B., Darveshzade, R., Kharadmand, F. and Hasani, A. (2016) The effect of different concentrations of methyl jasmonate on the activity of antioxidant enzymes and total protein content Ocimum bascilicum. Journal of Crop Improvment 18(1): 103-115 (in Persian).

 

Carta, C., Moretti, M. D. and Peana, A. T. (1996) Activity of oil Salvia officinalis against Botrytis cinerea. Journal of Essential Oil Research 8: 399-404.

Chao, S. H. L. and Choi. H. S. (2005) Method for Providing Enhanced Photosynthesis. Korea Research Institute of Chemical Technology, Jeonju.

Comparot, S. M., Graham, C. M. and Reid, D. M. (2002) Methyl jasmonate elicits a differential antioxidant response in light and dark grown canola (Brassica napus) roots and shoots. Journal Plant Growth Regulation 38: 21-30.

Czerpak, R., Piotrowska, A. and Szulecka, K. (2006) Jasmonic acid affects changes in the growth and some components content in alga Chlorella vulgaris. Acta Physiologia Plantarum 28: 195-203.

Daneshmand, F. (2014) Response of antioxidant system of tomato to water deficit stress and its interaction with ascorbic acid. Iranian Journal of Plant Biology 6(19): 57-72.

Dastmalchi, K., Dorman, H. G., Kosar, M. and Hiltunen, R. (2007) Chemical composition and in vitro antioxidant evaluation of a water soluble Moldavian balm (Dracocephalum moldavica) extract. Journal of Food Science and Technology 40: 239-48.

Ghasemi pirbeloti, A., Ashrafi, M., Rahim malek, M. and Hamedi, B. (2012) The effect of jasmonic acid spraying on the percentages and essential oils of thyme. Journal of Herbal medications 2: 75-80 (in Persian).

Ghorbanpour, M. (2015) Major essential oil constituents, total phenolics and flavonoids content and antioxidant activity of Salvia officinalis plant in response to nano-titanium dioxide. Indian Journal of Plant Physiology 20(3): 249-256.

Ghosh, P. K., Ajay, K. K., Manna, K. C., Mandal, A. K. and Hati. K. M. (2004) Comparative affective of cattle manure, pultry manure, phospocompost and fertilizer- NPK on three cropping system in vertisols of semi- arid tropics. Dry matter yield, nodulation, chlorophyll, Content and Enzyme Activity. Bioresource Technology 95: 85-93.

Guo, Z., Ouw Lu, S. and Zhong, Q. (2006) Differential responses of antioxidative system to chilling and drought in four rice cultivars differing in sensitivity. Plant Physiology and Biochemistry 44: 828-836.

Gupta, A. K., Singh, J., Kaur, N. and Singh, R. (1993) Effect of polyethylene glycol induced water stress on uptake introversion and transport of sugars in chickpea seedling. Plant Physiology and Biochemistry 31: 743-747.

Haghighi, M. and Pessarakli, M. (2013) Influence of silicon and nano-silicon on salinity tolerance of cherrytomatoes (Solanum lycopersicum) at early growth stage. Scientia Horticulturae 161: 111-117 (in Persian).

Hare, J. D. and Walling, L. L. (2006) Constitutive and jasmonate-inducible traits of Datura wrightii. Journal of Chemical Ecology 32: 29-45

Hashemi Dezfoli, A., kocheki, A. and Benaiean, M. (1993) Increasing the yield of crops. Publications University of Mashhad, Mashhad.

Holy, M. C. (1972) Indole acetic acid oxidase: a dual catalytic enzyme. Journal of Plant Physiology 50: 15-18.

Hong, F., Zhou, J., Liu, C., Yang, F., Wu, C., Zheng, L. and Yang, P. (2005) Effects of Nano TiO2 on photochemical reaction of chloroplasts of Spinach. Journal Biological Trace Element Research 105: 269-279.

Jiang, Y. and Huang, B. (2000) Effects of drought or heat stress alone and in combination on Kentucky bluegrass. Crop Science 40: 1358-1362.

Jiang, Y. and Huang, N. (2001) Drought and heat sress injury to two cool-season turfgrasses in relation to antiaxdant metabolism and lipid peroxidation. Crop Science 41: 436-442.

Jung, S. (2004) Effect of chlorophyll reduction in Arabidopsis thaliana by methyl jasmonate or norflurazon on antioxidant systems. Plant Physiology and Biochemistry 42(3): 225-231.

Kapoor, R., Giri, B. and Mukerji, K. G. (2004) Improved growth and essential oil yield and quality in (foeniculum vulgare Mill.) on mycorrhizal inoculation supplemented with p-fertilizer. Bioresource Technology 93: 307-311.

Kim, H. J., Chen, F., Wang, X. and Rajapakse, N. C. (2005) Effect of chitosan on the biological properties of sweet basil (Ocimum basilicum). Journal of Agricucture and Food Chemistry 53: 3696-3701.

Koo, A. J. K. and Howe, G. A. (2009) The wound hormone jasmonate. Journal of Photochemistry and Photobiology 70: 1571-1580.

Kovacik, J., Backor, M., Strnad, M. and Repcak, M. (2009) Salicylic acid induced changes to growth and phenolic metabolism in Matricaria chamomilla plants. Plant Cell Report 28: 135-143.

Kumari, G. J., Reddy, A. M., Naik, S. T., Kumar, S. G., Prasanthi, J., Sriranganayakulu, G., Reddy, P. C. and Sudhakar, C. (2006) Jasmonic acid induced changes in protein pattern, antioxidative enzyme activities and peroxidase isozymes in peanut seedlings. Biologia Plantarum 50: 219-226.

Lei, Z., Su, M. Y., Wu, X. C., Qu, C. X., Chen, L., Huang, H., Liu, X. Q. and Hong, F. S. (2008) Antioxidant stress is promoted by Nano-anatase in spinach chloroplasts under UV- Beta radiation. Biological Trace Element Research 121: 69-79.

Liu, X., Feng, Z., Zhang, S., Zhang, J., Xiao, Q. and Wang, Y. (2006) Preparation and testing of cementing nano-sub nanocomposites of slower controlled release of fertilizers. Scientia Agricultura Sinica 39: 1598-604.

Lu, C. M., Zhang, C. Y., Wu, J. Q. and Tao, M. X. (2002) Research of the effect of nanometer on germination and growth enhancement of Glycine max and its mechanism. Soybean Science 21:168-172.

Ma, X., Lee, J. G., Deng, Y. and Kolmakov, A. (2012) Interactions between engineered nanoparticles and plants: Phytotoxicity, uptake and accumulation. Science of the Total Environment 408(16): 3053-3061.

Martínez-Sánchez, F., Nunez, M., Amoros, A., Gimenez, J. L. and Alcaraz, C. F. (1993) Effect of titanium leaf spray treatments on ascorbic acid levels of Capsicum annuum L. fruits. Journal of Plant Nutrition 16(5): 975-981.

McDonald, S., Prenzler, P. D., Autolovich, M. and Robard, S. (2001) Phenolic content and antioxidant activity of olive extracts. Food and Chemical Toxicology 73: 73-84.

Memelink, J. (2009) Regulation of gene expression by jasmonate hormones. Phytochemistry 70: 1560-1570.

Mingyu, S., Hong, F., Liu, C., Wu, X., Liu, X. and Chen, L. (2007) Effects of nano-anatase TiO2 on absorption, distribution of light and photo reduction activities of chloroplast membrane of spinach. Biological Trace Element Research 118: 120-130.

Moaveni, P., Lotfi, M., Aliabadi Farahani, H. and Maroufi, K. (2011a) Effect of spraying TiO2 nano particles on some of physiological and chemical parameters in maize (Zea mays). International Journal of Biological Sciences 1(4): 63-67.

Moaveni, P., Talebi, R., Farahani, H. A. and Maroufi, K. (2011b) Study of TiO2 nanoparticles spraying effect on the some physiological parameters in barley (Hordem Vulgare L.). Advances in Environmental Biology 5(7): 1663-1667.

Moaveni, P., Valadabadi, S. A., Aliabadi Farahani, H. and Maroufi, K. (2011c). Nanoparticles TiO2 spraying affected on calendula (Calendula Officinalis) under field condition. Advances in Environmental Biology 5(8): 2242-2244.

Moghadam, E., Mahmoodi Sourestani, Z., Ramazani, M., Farrokhian Firoozi, Z. and Eskandari, F. (2016) Effects of iron foliar application on the number and size of glandular trichomes and essential oil content and composition of holy basil (Ocimum sanctum L.) at first and second harvests. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants 32(1): 174-188.

Monica, R. C. and Cremonini, R. (2009) Nanoparticles and higher plants. Caryologia 62(2): 161-165.

Naderi, M., Danesh-Shahraki, A. and Naderi, R. (2013) The role of nanotechnology in improving the use efficiency of nutrients and chemical fertilizers. Nanotechnol 11(12): 16-32.

Nair, R., Varghese, S. H., Nair, B. G., Maekawa, T., Yoshida, Y. and Kumar, D. S. (2010) Nanoparticulate material delivery to plants. Plant Science 179: 154-163.

Nakano, Y. and Asada, K. (1981) Hydrogen peroxide is scavenged by ascarbate specific peroxidases in spinach Chloroplasts. Plant and Cell Physiology22(5): 867-880.

Niakan, M., Khavarynejad, R. A. and Rezaee, M. B. (2004) Effect of different rates of N/P/K fertilizer on leaf fresh weight, dry weight, leaf area and oil content in Mentha piperita. Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research 20(2): 131-148 (in Persian).

Oloumi, H., Soltaninejad, R. and Baghizadeh, A. (2015) The comparative effects of nano and bulk size particles of CuO and ZnO on glycyrrhizin and phenolic compounds contents in Glycyrrhiza glabra seedlings. Journal of Plant Physiology 20: 157-161.

Omidbaigi, R. (2005) Production and processing of medicinal plants. vol. 3. Astan Quds Razavi press, Mashhad.

Omidbaigi, R. and Hasani, A. (2002) Effects of water stress on some morphological, physiological and metabolic Occimum basilicom. Journal of Agricultural Knowledge 12(3): 47-59 (in Persian).

Paquin, R. and Lechasseur, P. (1979) Observation surune method dosage dela proline libredans les extraits plants. Canadian Journal of Botany 57(18): 1851-1854.

 57: 1851-1854.

Parra-Lobato, M. C., Fernandez-Garcia, N., Olmos, E., Alvares-Tinaut, M. and GomezJimenez, C. (2009) Methyl jasmonate-induced antioxidant defence in root apoplast from sunflower seedlings. Environmental and Experimental Botany 66: 9-17.

Piekielek, W. P. and Fox, R. H. (1992) Use of a chlorophyll meter to predict sidedress nitrogen requirements for maize. Agronomy Journal 84: 59-65.

Piotrowska, A., Bajguz, A. and Czerpak, R. (2009) Jasmonic acid modulator of lead toxicity in aquatic plant Wolffia arrhiza (Lemnaceae). Journal of Horticultural Science and Biotechnology 66: 507-513.

Popova, L. P., Ananieva, E., Hristova, V., Christov, K., Georgieva, K., Alexieva, V. and Stoinova. Z. H. (2003) Salicylic acid and methyl jasmonate induced protection on photosynthesis to paraquat oxidative stress. Journal of Plant Physiology 133-152.

Prochazka, S., Machaackova, I., Kreekule, J. and Sebanek, J. (1998) Plant Physiology. Academia, Praha.

Rahman, A., Seth, D., Mukhopadhyaya, S. K., Brahmachary, R. L., Ulrichs, C. and Rao, P. B. (2009) Nanoparticle-virus complex shows enhanced immunological effect against baculovirus. Journal of Nanoscience Nanotechnol 9(9): 5567-5571.

Reyes, L. and Cisneros-Zevallos. F. (2003) Wounding stress increases the phenolic content and antioxidant capacity of purpleflesh potatoes. Journal of Agronomy and Crop Science 51: 5296-5300.

Rezai, R., Hoseyni, S. M., Shabanali, H. and Safa, L. (2010) Identify and analyze the barriers to the development of nanotechnology in the agricultural sector from the perspective of researchers. Journal of Science and Technology Policy in China 2(1): 17-26.

Rohwer, C. L. and Erwin, J. E. (2008) Horticultural applications of jasmonates. Journal of Horticultural Science and Biotechnology 83: 283-304.

Rombol, A. D., Gogorcena, Y., Larbi, A., Morales, F., Baldi, E., Marangoni, B., Tagliavini, M. and Abad, J. (2005) Iron deficiency-induced changes in carbon fixation and leaf elemental composition of sugar beet (Beta vulgaris) plants. Plant and Soil 271: 39-45.

Sairam, R. K. and Saxena, D. C. (2000) Oxidative stress and antioxidants in wheat genotypes: possible mechanism of water stress tolerance. Journal of Agronomy and Crop Science 184: 55-61.

Salehi, M. (2008) Pretreatment effect of nanosilver on germination and seedling growth of wheat under salt stress. 1st Iranian Congress in Seed Sciences and Technology, Gorgan, Iran.

Salimi, F., Shekari, F. and Hamzeie, G. (2015) Effect of Methyl jasmonat salinity stress on some characteristics of Matricaria chamomilla. College of Horticulture 29(1): 87-94 (in Persian).

Scrinis, G. and Lyons, K. (2007) The emerging nano-corporate paradigm: Nanotechnology and the transformation of nature, food and Agri-food systems. International Journal of Agriculture and Food 15(2): 22-44.

Sefidkon, F. (2001) Evaluation of Qualitative and Quantitative essential oil fennel (Foeniculum vulgare Mill) in different stages of growth. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants 7:85-104(in Persian).

Sheraphti chaleshtari, F., Sheraphti chaleshtari, R. and Momeni, M. (2008) The antimicrobial effects of aqueous extract and ethanol plant Scrophularia striata on E. coli in Laboratory. University of medical sciences shaher Kord 10(4): 32-37 (in Persian).

Silva M. A., Jifon, J. L., Silva, J. A. G. and Sharma, V. (2007) Use of physiological parameters as fast tools to screen for drought tolerance in sugarcane. Journal of Plant Physiology 19: 193-201.

Sunkar, R. (2010) Plant stress tolerance methods and protocols, Humana Press, Oklahoma.

Szepesi, A., Csiszar, J., Bajkan, S., Gemes, K., Horvath, F., Erdei, L., Deer, A. K., Simon, M. L. and Tari, I. (2005) Role of salicylic acid and jasmonic acid pre-treatments on the acclimation of tomato plants to salt and osmotic stress. Acta Biologica Szegediensis 49: 123-125.

Urbanek, H., Kuzniak-Gebarowska, E. and Herka, K. (1991) Elicitation of defense responses in bean leaves by Botrytis cinerea polyglacturonase. Acta Physiology Plant 13: 43-50.

Wang, W. B., Kim, Y. H., Lee, H. S., Kim, K. Y., Deng, X. P. and Kwak, S. (2009) Analysis of antioxidant enzyme activity during germination of alfalfa under salt and drought stresses. Plant Physiology and Biochemistry 47: 570-577.

Wasternack, C. (2007) Jasmonates: An update on biosynthesis, signal transduction and action in plant stress response, growth and development. Annals of Botany 74: 1090-1093.

Yang, F., Hong, F., You, W., Liu, C., Gao, F., Wu, C. and Yang, P. (2006) Influence of nanoanatase TiO2 on the nitrogen metabolism of growing spinach. Biological Trace Element Research 110(2): 179-190.

Yu, X., Du, X. and Song, L. (2007) Effects of water stress on the growth and ecophysiology of seedlings of the Rhus typhina. Science Silvge Sinicae 43: 57-61.

Zabet, M., Hosein zade, A. H., Ahmadi, A. and Khialparast, F. (2003) Effect of water stress on different traits and determination of the best water stress index in mung bean (Vigna radiata). Iranian Journal Agricultural. Science 34: 889-898.

Zarafshar, M., Akbarinia, M., Askari, F., Hosseini, M. and Rahaie, M. (2015) The effect of the application of titanium dioxide nanoparticles under drought stress in Pyrus biosseriana buhse. Journal of Plant Ecosystem Conservation 3(6): 94-81 (in Persian).

Zhang, L., Hong, F., Lu, S. and Liu, C. (2005) Effects of nano-TiO2 on strength of naturally aged seeds and growth of spinach. Biological Trace Element Research 105: 83-91.

Zhang, Z. J., Zhou, W. J., Li, H. Z., Zhang, G. Q., Subrhamaniyan, K. and Yu, J. Q. (2006) Effect of jasmonic acid on in vitro explant growth and microtuberization in potato. Biologia Plantarum 50: 453-456.