تأثیر تلقیح با قارچ میکوریز Glomus versiforme در رشد و برخی فاکتورهای فیزیولوژیکی گیاه گوجه فرنگی تحت تنش شوری

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری فیزیولوژی گیاهی، دانشکده علوم، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران.

2 دانشیار گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران.

3 استادیار گروه باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران.

چکیده

قارچ‌های میکوریز باعث ایجاد مقاومت در گیاهان نسبت به تنش‌های محیطی می‌شوند. به منظور بررسی اثرات همزیستی قارچ میکوریز Glomus versiforme بر گیاه گوجه فرنگی در کاهش اثرات تنش شوری، پژوهشی در قالب طرح کاملاً تصادفی با دو فاکتور شوری در سه سطح (صفر، چهار و هشت دسی زیمنس بر متر) و قارچ میکوریز در دو سطح (صفر و پنج درصد وزنی) در گلخانه تحقیقاتی دانشگاه ارومیه در سال 1396 انجام گرفت. ویژگی‌های مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی شامل ارتفاع گیاه، حجم ریشه، محتوای پرولین و مالون دی‌آلدئید، فعالیت کاتالاز، میزان نشت الکترولیت‌ها و محتوای قندهای محلول مورد ارزیابی قرار گرفت. ارتفاع گیاه و حجم ریشه در گیاهان همزیست به طور معنی‌داری بیشتر از شاهد بود. افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز و محتوای پرولین و قندهای محلول در گیاهان همزیست نشان از کاهش خسارت تنش در گیاهان همزیست داشت. همچنین، نشت الکترولیت‌ها و محتوای مالون دی‌آلدئید به صورت معنی‌داری در گیاهان همزیست تحت تنش شوری کمتر از شاهد بود. این تأثیرات مثبت همزیستی میکوریزی می‌تواند به دلایل اثرات فیزیولوژیک از قبیل کنترل آماس سلولی و اسمولیت‌ها و همچنین تأثیرات مورفولوژیک از قبیل توسعه ریشه گیاه و متعاقب آن اثرات مثبت در بازدارندگی از تنش باشد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effect of inoculation with mycorrhizal fungus Glomus versiforme on growth and some physiological factors of tomato under salinity stress

نویسندگان [English]

  • golnaz khazani 1
  • jalil khara 2
  • zohreh jabbarzadeh 3
1 Ph.D. student of Plant Physiology, Faculty of Science, Urmia University, Urmia, Iran.
2 Associate Professor, Department of Biology, Faculty of Science, Urmia University, Urmia, Iran
3 Assistant Professor, Department of Horticulture, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran
چکیده [English]

Mycorrhizal fungi cause plants to withstand environmental stresses. This research was carried out in order to investigate the effects of mycorrhizal fungus (Glomus versiforme) on tomato plants to ameliorate the salinity stress. This completely randomized experiment includes salinity (0, 4 and 8 dS m-1) and mycorrhizal (0 and 5% w/w) treatments in the research greenhouse of Urmia University in 2017. Morphological, physiological and biochemical characteristics such as plant height, root volume, proline and malone dialdehyde content, catalase activity, electrolytes leakage and content of soluble sugars were evaluated. Plant height and root volume in symbiont plants were more than the control, significantly. Increased catalase activity and content of proline and soluble sugars in inoculated plants indicates reduction in stress damage due to salinity. Also, electrolytes leakage and malone dialdehyde content in symbiont plants under salinity stress was less than the control. These positive effects of mycorrhizal symbiosis could be due to physiological impacts such as cell turgor control and osmolytes production and also due to morphological characteristics including root development and following ameliorating effects against salinity stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Catalase
  • Malonedialdehyde
  • Mycorrhiza
  • Osmolytes
  • Tomato

تنش‌های غیرزیستی عامل مهم کاهش عملکرد محصولات در سطح جهان‌اند که این کاهش برای تنش شوری، 20 درصد تخمین زده می‌شود (Kafi et al., 2015). هفت درصد از زمین‌های دنیا در معرض تنش شوری هستند که براساس آمار موجود در سطح جهانی، ایران پس از چین، هندوستان و پاکستان بیشترین درصد زمین‌های شور را دارد. شوری بر رشد ظاهری گیاه، تنظیم یون‌ها، بیوسنتز مواد، تولید آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی، فتوسنتز و رنگدانه‌های فتوسنتزی تأثیر چشمگیری دارد (Kafi et al., 2015). نشانه‌های آسیب‌دیدگی ناشی از وجود شوری معمولاً هنگامی در گیاه آشکار می‌شوند که غلظت نمک‌های محلول در خاک بسیار زیاد باشد (Kaya et al., 2009). سیستم کشاورزی پایدار، زمانی مبتنی بر علم زیست‌شناسی است که مؤلفه‌های تولیدی و حمایتی آن یعنی گیاه و خاک در توازن باشند. گیاه برای مؤلفه‌های زندة خاک، انرژی تأمین می‌کند و درعوض، این مؤلفه‌ها برای شکل‌گیری ساخت‌های فیزیکی و توازن‌های شیمیایی در بافت خاک، حیاتی هستند و درنتیجه، رشد ریشه‌ها را تقویت می‌کنند. مهم‌ترین واکنش گیاه به شوری، کاهش رشد است. تنش شوری با افزایش تجمع سدیم کلرید در کلروپلاست بر سرعت رشد تأثیر می‌گذارد که بیشتر، با کاهش انتقال الکترون فتوسنتزی همراه می‌شود. افزایش جذب فسفر و ازت در گیاهان همزیست در مقایسه با شاهد نیز ممکن است سازوکار دیگری برای افزایش ارتفاع گیاهان همزیست باشد. هر دوی این عناصر، عناصر پرمصرف بااهمیت در تغذیة گیاه هستند و در رشد و تنظیم فعالیت هورمون‌های رشد ازجمله سیتوکینین و اکسین نقش مهمی دارند. این قارچ‌ها می‌توانند با افزایش جذب آب در شرایط تنش و جبران فشار تورژسانس سلول از کاهش ارتفاع گیاه در مقایسه با شاهد در مقادیر آبیاری یکسان جلوگیری کنند (Beltrano et al., 2013).

قارچ‌های میکوریز به سلول‌های گیاه میزبان خود و همچنین بافت خاک میزبان نفوذ می‌کنند و کنترل آنها را در اختیار خود می‌گیرند سیستم انتقال دوسویة زیستی برای جریان‌یافتن مواد مغذی معدنی از خاک به گیاه و ترکیبات کربنی از گیاه به خاک تشکیل می‌دهند. در این فرایند، آنها رشد و سلامت گیاه را بهبود می‌دهند؛ بنابرین، این قارچ‌ها برای کشاورزی پایدار و مبتنی بر زیست‌شناسی نقش کلیدی دارند (Oruru and Njeru, 2016). این قارچ‌ها با بهبود توانایی گیاه در جذب عناصر غذایی (Malusá et al., 2012)، کمک به تعادل یونی (Giri and Kapoor, 2011) ، حفظ فعالیت آنزیمی(Rabie and Almadani, 2005) ، افزایش غلظت کلروفیل (Colla et al., 2008) و افزایش تحمل گیاه دربرابر تنش‌های زیستی و غیرزیستی (Abdel Latef et al., 2016) بهبود رشد گیاه را باعث می‌شوند؛ برای نمونه، گزارش شده است کاربرد قارچ اندوفیت Piriformospora indicaعلاوه‌بر تحریک گیاه به افزایش سنتز ترکیبات فنلی و افزایش جذب فسفر و پتاسیم با هیف‌های قارچی، کاهش آثار تنش شوری را در گیاه دارویی نعناع فلفلی موجب شده است. به نظر می‌رسد کاربرد این قارچ بتواند با القای مقاومت به شوری، ویژگی‌های رشدی این گیاه دارویی را به‌طور چشمگیری در شرایط آبیاری با آب دریا بهبود بخشد (Khalvandi et al., 2017). در پژوهشی مشابه بر گوجه‌فرنگی با بیان اینکه تنش شوری، تنشی اکسیداتیو است، همزیستی با میکوریز را عامل کاهندة این تنش معرفی شده است (Abdel Latef and Chaoxing, 2011).

آستانة تحمل شوری در مرحلة رویشی برای گوجه‌فرنگی بومی، 5/8 و برای واریتة موبیل، 5/11 دسی‌زیمنس بر متر تعیین شده است و در این مقادیر، تفاوت معنی‌دار در بسیاری از شاخص‌های رشد در مقایسه با شاهد مشاهده شد؛ اما گیاه به رشد خود ادامه داد (Talebzadeh et al., 2009). گوجه‌فرنگی، منبعی از ژن‌ها برای بهبود مقدار آسکوربیک اسید و افزایش مقاومت به شوری است. این گیاه نسبت به برخی از آفات و بیماری‌ها و همچنین تنش شوری مقاومت نسبتاً خوبی دارد و از سوی‌ دیگر، منبعی باارزش برای اصلاح ژنتیکی به شمار می‌رود (Rabiei and Ehsanpour, 2015)؛ بنابراین هدف از پژوهش حاضر نیز استفاده از قارچ میکوریز Glomus versiforme، برای تنظیم آثار منفی تنش شوری در گیاه گوجه‌فرنگی، رقم Delvar و بررسی برخی عوامل فیزیولوژیک و ریخت‌شناختی در شرایط تنش بود.

 

مواد و روش‌ها

برای بررسی اثر قارچ میکوریز آربوسکولار Glomus versiforme و شوری بر برخی ویژگی‌های کمّی و کیفی گوجه‌فرنگی (Lycopersicon esculentum L.) رقم Delvar که نیمه‌مقاوم به شوری است، پژوهشی به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با دو تیمار قارچ میکوریز (با دو مقدار صفر و پنج درصد وزنی خاک) و شوری (با سه مقدار صفر، 4 و 8 دسی‌زیمنس بر متر) در چهار تکرار انجام شد. هر تکرار شامل یک گلدان با دو گیاه بود که به‌مدت هشت ماه در یکی از گلخانه‌های شهرستان ارومیه و آزمایشگاه‌های تحقیقاتی گروه زیست‌شناسی اجرا شد. نمونه‌برداری، چهار ماه پس از کشت بذر شروع شد. ابتدا نمونة خاک در آزمایشگاه گروه خاک‌شناسی بررسی شد. این نمونه که بافت آن لومی - شنی بود، در دستگاه اتوکلاو (مدل RT-2، شرکت Reyhan Teb، ایران) به‌مدت دو ساعت در دمای 121 درجة سانتی‌گراد استریل شد؛ سپس خاک استریل‌شده در گلدان‌های پلاستیکی ضدعفونی‌شده با اتانول 96 درصد و دارای ارتفاع 25 و قطر 20 سانتی‌متر با ظرفیت هفت کیلوگرم خاک ریخته شد. پس از آن، نشاهای گوجه‌فرنگی که در سینی‌های کشت تا مرحلة چهاربرگی رشد داده شده بودند به گلدان‌ها انتقال یافتند. گلدان‌های حاوی تیمارهای همزیست، در همان مرحلة انتقال نشا با نوعی از قارچ میکوریزی تلقیح شدند که در همین آزمایشگاه همه‌ساله تجدید و تهیه می‌شوند. قبل از انتقال نشاها، مایة تلقیح حاوی حدود 100 تا 150 اسپور در هر گرم به میزان 5 درصد وزنی به خاک گلدان‌ها افزوده و خوب به هم زده شد. پس از کاشت، گلدان‌ها هر دو روز یک‌بار تا تثبیت نشاها به‌مدت یک ماه آبیاری شدند. در مرحلة هفت‌برگی، تیمارهای شوری 4 و 8 دسی‌زیمنس بر متر به‌صورت آبیاری قطره‌ای از بشکه‌های جداگانه اعمال شدند. شرایط نوری به‌صورت نور طبیعی محیط و دمای تنظیم‌شده بین 20 تا 30 درجة سانتی‌گراد و رطوبت نسبی 70 تا 80 درصد برای گیاهان در گلخانه فراهم شدند (شکل 1).


 


 

شکل 1- گیاه گوجه‌فرنگی در شرایط شوری به‌صورت همزیست (سمت راست) و بدون همزیستی (سمت چپ)

 

 

30 روز پس از اعمال تیمار شوری، بوته‌ها برداشت و عوامل ریخت‌شناختی مانند ارتفاع بوته، حجم ریشه و ویژگی‌های فیزیولوژیک مانند فعالیت آنزیم کاتالاز، مقدار مالون‌دی‌آلدهید، نشت الکترولیت‌ها، پرولین و قندهای محلول، براساس روش‌های موجود اندازه‌گیری شدند. ارتفاع گیاه با خط‌کش دقیق و حجم گیاه با استوانة مدرج برحسب میلی‌لیتر اندازه‌گیری شد. غلظت پرولین با نمودار استاندارد براساس وزن تر گیاه محاسبه شد (Bates et al., 1973). 5/0 گرم بافت تر برگی در 10 میلی‌لیتر سولفوسالیسیلیک اسید 3 درصد له شد. مخلوط با صافی واتمن صاف شد. به 2 میلی‌لیتر از عصارة تهیه‌شده، 2 میلی‌لیتر استیک اسید گلاسیال و 2 میلی‌لیتر معرف نین هیدرین اضافه شدند. این کار برای همة تیمارها و تکرارها انجام شد. برای تهیة معرف نین‌هیدرین، 20 میلی‌لیتر فسفریک اسید 6 مولار با 30 میلی‌لیتر استیک اسید گلاسیال و 52/1 گرم نین‌هیدرین مخلوط شد و محلول، اندکی حرارت داده ‌شد تا نین‌هیدرین حل شود؛ سپس لوله‌ها به‌مدت یک ساعت در بن ماری جوشان قرار داده شدند تا رنگ آجری نمایان شد و ثابت ماند. پس از تثبیت رنگ آجری، لوله‌ها داخل آب یخ قرار داده شدند و 4 میلی لیتر تولوئن به آنها اضافه شد. لوله‌ها خوب به هم زده شدند تا دو فاز تشکیل شد. از فاز رویی با پیپت پاستور، نمونه‌برداری و جذب آن با اسپکتروفتومتر (مدل S2100، شرکت Biovawe، انگلستان) در طول‌موج 520 نانومتر اندازه‌گیری شد. از آب مقطر برای نمونة شاهد برای صفرکردن میزان جذب استفاده شد که همة مراحل یادشده بر آن اجرا شده بودند.

فعالیت کاتالاز با روش Zhang و همکاران (2007) براساس سرعت مشاهدة ‌هیدروژن پراکسید به دست آمد. مخلوط واکنش حاوی 5/2 میلی‌لیتر بافر فسفات 50 میلی‌مولار با pH برابر با 4/7، 50 میکرولیتر مخلوط رقیق‌شدة آنزیم استخراج‌شده و 1/0 میلی‌لیتر هیدورژن پراکسید 1 درصد بود. کاهش هیدروژن پراکسید در طول‌موج 240 نانومتر محاسبه ‌شد.

دیسک‌های برگی با قطر 5/2 سانتی‌متر از برگ‌های پایینی جدا شدند تا با روش Mao و همکاران (2007) نشت الکترولیت‌ها تعیین شود. پس از 3 بار شستشو با آب دیونیزه به‌مدت 2 تا 3 دقیقه، داخل لولة آزمایش، 5 قطعة برگی در 20 میلی‌لیتر آب دیونیزه قرار داده و به‌مدت 30 دقیقه و هر 5 دقیقه یک‌بار هم زده شدند. هدایت الکتریکی با دستگاه EC متر (مدل HI2300-02، شرکت Hanna، ایتالیا)‌ تعیین شد. هدایت الکتریکی کل پس از جوشاندن محتوای لوله‌های آزمایش به‌مدت 15 دقیقه به دست آمد و نشت الکترولیت‌ها به‌صورت درصدی از هدایت کل محاسبه شد.

برای اندازه‌گیری مالون‌دی‌آلدهید از روش Heath و Packer (1968) استفاده شد. 2/0 گرم از بافت تر گیاهی در 5 میلی‌لیتر تری کلرواستیک اسید (TCA) 1 درصد ساییده شد. هموژنات‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 6000 دور در دقیقه سانتریفیوژ (مدل C2041، شرکت Centurion، انگلستان) شدند. به یک میلی‌لیتر از محلول رویی، 4 میلی‌لیتر از محلول محتوی تری کلرواستیک اسید 20 درصد و تیوباربیتوریک اسید 5/0 درصد اضافه شدند؛ سپس نمونه‌‌ها به‌مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 90 درجة سانتی‌گراد گذاشته شدند. نمونه‌ها در آب یخ سرد شدند و به‌مدت 10 دقیقه با سرعت 6000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شدند. در نهایت، جذب نمونه‌ها در دو طول‌موج 532 و 600 نانومتر خوانده شد. میزان مالون‌دی‌آلدهید (MDA) با ضریب خاموشی 155 میلی‌مولار بر سانتی‌متر و برحسب میکرومول بر گرم وزن تر از رابطة 1 محاسبه شد.

رابطة 1 MDA = (A532-A600/155) × 1000

برای اندازه‌گیری قندهای محلول از روش فنل سولفوریک اسید (Fales, 1951) استفاده شد. مقدار 10 میلی‌لیتر اتانول 70 درصد روی 05/0 گرم از مادة خشک اندام هوایی و ریشه ریخته شد. درب‌های لوله‌ها بسته شدند و لوله‌ها برای آزاد‌شدن قندهای محلول به‌مدت یک هفته در یخچال نگه‌داری شدند. پس از گذشت یک هفته، ابتدا نمونه‌ها به‌مدت 20 دقیقه با سرعت 4000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شدند؛ سپس 1 میلی‌لیتر از عصارة رویی برداشته شد و به‌ترتیب 1 میلی‌لیتر فنل 5 درصد و 5 میلی‌لیتر سولفوریک اسید غلیظ به آن اضافه شد. این واکنش به‌شدت گرمازاست و باید با احتیاط کامل انجام شود. بدین‌ترتیب، محلول تیره‌رنگی به دست آمد که به‌‌مدت یک ساعت درآزمایشگاه سرد شد؛ سپس شدت رنگ به‌دست‌آمده، با اسپکتروفتومتر PD-303 UV (مدل S2100، شرکت Biovawe، انگلستان) در طول‌موج 485 نانومتر اندازه‌گیری شد. نمودار استاندارد با غلظت‌های صفر، 10، 20، 30 و 40 میلی‌گرم بر لیتر گلوکز تهیه شد.

تحلیل آماری:‌ تحلیل آماری داده‌های به‌دست‌آمده از آزمـایش بـا نـرم‌افزارSAS  نسخة 1/9 انجام شد و برای رسم نمودارها از نـرم افـزار Excel سال 2010 و برای مقایسة میانگین‌ها از آزمون چنددامنـه‌ای دانکـن در سطح یک و پنج درصد استفاده شد.

نتایج

شاخص‌های رشد

ارتفاع گیاه:تنش شوری کاهش ارتفاع بوتة گوجه‌فرنگی را سبب شد. همزیستی با قارچ میکوریز آثار منفی تنش شوری را در ارتفاع بوته‌ها کاهش داد. گیاهان همزیست بدون تیمار شوری بیشترین ارتفاع را داشتند؛ به‌ طوری ‌که ارتفاع آنها به‌طور میانگین 24 درصد بیشتر از بوته‌های غیرمیکوریزی بود. همچنین، در شوری 8 دسی‌زیمنس بر متر اگرچه گیاهان همزیست ارتفاع بیشتری داشتند، تفاوت معنی‌دار نبود. به نظر می‌رسد همزیستی میکوریزی با G. versiforme راهکار مناسبی برای کاهش آثار شوری در کاهش ارتفاع گوجه‌فرنگی باشد (شکل 2).

 

شکل 2- آثار متقابل شوری و همزیستی با قارچ میکوریز بر ارتفاع گیاه گوجه‌فرنگی: شوری صفر (تیمار شاهد بدون شوری)، شوری 4 (تیمارشوری 4 دسی زیمنس بر متر) و شوری 8 (تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر متر)- مقادیر، میانگین چهار تکرار ± انحراف‌معیار هستند. حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 01/0P< براساس آزمون دانکن هستند.

 

 

حجم ریشة گیاه: در پژوهش حاضر، شوری 8 دسی‌زیمنس بر متر تأثیر معنی‌داری در کاهش حجم ریشة گیاه در سطح یک درصد براساس آزمون دانکن نشان داد (شکل 3). در گیاهان همزیست، حجم ریشه‌های با تیمار شوری در مقایسه با شاهد به‌مراتب بیشتر بود. این افزایش در شوری صفر و 8 دسی زیمنس بر متر، شش درصد و در شوری 4 دسی‌زیمنس بر متر، 9 درصد بود (شکل 3).

 

 

شکل 3- آثار شوری و همزیستی بر حجم ریشة گیاه گوجه‌فرنگی: شوری صفر (تیمار شاهد بدون شوری)، شوری 4 (تیمارشوری 4 دسی زیمنس بر متر) و شوری 8 (تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر متر)- مقادیر، میانگین چهار تکرار ± انحراف‌معیار هستند. حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 01/0P< براساس آزمون دانکن هستند.

 

 


عوامل فیزیولوژیک

محتوای پرولین: پرولین اسمولیت سازگار در تنظیم اسمزی سلول‌ها است که در تنش شوری نقش بسزایی دارد؛ از این ‌رو مقدار آن در گیاهان در تنش شوری بررسی شد. در بررسی حاضر، در شرایط تنش شوری در مقادیر 4 و 8 دسی‌زیمنس بر متر سدیم کلرید در مقایسه با شاهد، افزایش دو برابری در میزان پرولین برگ‌های گیاه مشاهده شد (جدول 1) که نشان‌دهندة اهمیت این آمینواسید حیاتی در کنترل تنش شوری و افزایش اسمز درون‌سلولی دارد. همة مقادیر شوری در تیمارهای همزیست با قارچ، تفاوت معنی‌داری با گیاهان شاهد در مقادیر شوری متناظر داشتند. افزایش میزان پرولین در گیاهان همزیست در مقایسه با گیاهان شاهد تفاوت معنی‌داری در سطح 05/0 داشت (جدول 1).

مالون‌دی‌آلدهید: در گیاه گوجه‌فرنگی در سطوح 4 و 8 دسی زیمنس بر متر، میزان مالون‌دی‌آلدهید نسبت به شاهد افزایش یافت؛ اما بین دو سطح شوری تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد (جدول 1). همچنین، گیاهان همزیست در تنش شوری، مالون‌دی‌آلدهید کمتری در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی تولید کردند. این تفاوت در هر دو مقدار شوری معنی‌دار بود (جدول 1).

نشت الکترولیت‌ها: افزایش بیش از دو برابری میزان نشت الکترولیت‌ها در تیمارهای 4 و 8 دسی‌زیمنس بر متر نیز نشان‌دهندة تخریب غشاهای سلولی بر اثر تنش اکسیداتیو است (جدول 1). تلقیح میکوریزی با Glomus versiforme در هر دو مقدار تنش کاهش معنی‌دار نشت در مقایسه با شاهد را موجب شده است (جدول 1).

 

جدول1- مقدار پرولین، مالون‌دی‌آلدهید، نشت الکترولیت‌ها و فعالیت کاتالاز در تنش شوری و تیمار با قارچ میکوریز

تیمار

متغیر

شوری صفر (ds/m)

شوری 4

(ds/m)

شوری 8

(ds/m)

شوری صفر +

قارچ (میکوریز)

شوری 4 +

قارچ (میکوریز)

شوری 8 +

قارچ (میکوریز)

پرولین

(میکرومول بر گرم وزن تر)

a44/2

b02/4

b41/4

54/2a

c29/6

c57/6

مالون‌دی‌آلدهید

(میکرومول بر گرم وزن تر)

a00/157

b98/208

b35/216

a64/154

c13/193

c52/197

نشت الکترولیت‌ها (درصد)

a66/30

b33/69

66/73b

a00/28

c33/44

d00/53

فعالیت آنزیم کاتالاز

(واحد بر دقیقه بر گرم وزن تر)

a38/14

b12/18

68/19b

ab49/16

c22/23

c28/26

مقادیر، میانگین چهار تکرار و حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< براساس آزمون دانکن هستند.

 

 


فعالیت آنزیم کاتالاز: شوری افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز را موجب شد. این افزایش در هر دو مقدار 4 و 8 دسی‌زیمنس با شاهد تفاوت معنی‌داری در سطح پنج درصد براساس آزمون دانکن داشت (جدول 1). بررسی فعالیت این آنزیم در برگ‌های گیاه گوجه‌فرنگی همزیست با قارچ Glomus versiform نشان داد همزیستی میکوریزی در همة تیمارها فعالیت کاتالاز را افزایش داده است (جدول 1).

قندهای محلول: شوری افزایش معنی‌دار قندهای محلول در تیمارهای در معرض تنش را موجب شد (شکل 4). همچنین، محتوای قندهای محلول با حضور قارچ‌ میکوریز افزایش یافت و در همة مقادیر شوری، تفاوت معنی‌داری با شاهد داشت (05/0P <).

 

بحث

در رشد گیاهان همزیست افزایش معنی‌داری مشاهده شد که دلیل آن ممکن است افزایش تأمین عناصر غذایی گیاه با توسعة حجم ریشه باشد (Smith and Read, 2008). الگوی توسعة ریشه از عوامل مختلفی ازجمله توازن هورمونی گیاه تأثیر می‌پذیرد. قارچ‌های میکوریز با تأثیر بر هورمون‌های گیاه مانند کاهش ABA و افزایش میزان سیتوکینین و اکسین توسعة سیستم ریشه‌ای گیاه را سبب می‌شوند؛ برای نمونه، تعدادی از پژوهشگران افزایش غلظت اکسین را در گیاهان همزیست با قارچ میکوریز گزارش کرده‌اند (Giri and Kapoor, 2011). از سوی‌ دیگر، ریسه‌های قارچ با ترشح اسیدهای آلی حل‌کنندة فسفات‌های نامحلول، جذب فسفر را از گیاه افزایش می‌دهند و افزایش حجم ریشه، مشمول این افزایش عملکرد است (Etukudo et al., 2015).

 

 

شکل 4- آثار متقابل شوری و همزیستی با قارچ میکوریز بر میزان قندهای محلول در گیاه گوجه‌فرنگی: شوری صفر (تیمار شاهد بدون شوری)، شوری 4 (تیمارشوری 4 دسی زیمنس بر متر) و شوری 8 (تیمار شوری 8 دسی زیمنس بر متر)- مقادیر، میانگین چهار تکرار ± انحراف‌معیار هستند. حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 01/0P< براساس آزمون دانکن هستند.

 

 

 

از سوی ‌دیگر افزایش غلظت پرولین هم در تیمار شوری و هم در گیاهان همزیست به نقش مهم آن در مقابله با تنش شوری نسبت داده می‌شود. پژوهشگران پی‌برده‌اند پرولین‌دهیدروژناز (ProDH)، اورنیتین آمینوترانسفراز (OAT) و 1Δ پیرولین -5- کربوکسیلات دهیدروژناز (P5CDH) سه آنزیم کلیدی در متابولیسم پرولین هستند. تنش‌ها کاهش فعالیت آنزیم اول و افزایش آنزیم‌های دوم و سوم را سبب شده‌اند و درنتیجه محتوای پرولین افزایش می‌یابد (Monteoliva et al., 2014). در Arabidpsos thaliana دو ژن پرولین دهیدروژناز شناخته شده‌اند. بیان ژن ProDH1 متأثر از تنش خشکی و کاهش پرولین درون‌سلولی است. قارچ‌های میکوریز پرولین را برای تأمین کربن و نیتروژن خود از ریشه‌ها می‌گیرند. همین به کاهش پرولین درون‌سلولی گیاهان منجر شده است و درنهایت با مهار ژن ProDH1 افزایش محتوای پرولین را در آنها باعث می‌شود. از سوی‌ دیگر، کنترل بیان ژن ProDH2 نیز بر اثر تنش شوری گزارش شده است (Chun et al., 2018).

کارکردهای فیزیولوژیک زیادی دربارة تجمع پرولین ناشی از تنش شوری پیشنهاد شده است. پرولین، ماده‌ای محلول است که تنظیم فشار اسمزی، حفظ آماس سلولی، کاهش تأثیر کندکنندگی یون‌ها بر فعالیت آنزیم‌ها و درنتیجه حفاظت از سامانه‌های غشایی را سبب می‌شود (Ashraf and Orooj, 2006). گزارش‌هایی مبنی بر وجود همبستگی مثبت بین انباشت پرولین و سازش به تنش‌های محیطی در گیاهان وجود دارند
(Al-Hassan et al., 2015).

علاوه ‌بر این، Rabiei و Ehsanpour (2015) گزارش کردند در گوجه‌فرنگی میزان پرولین با افزایش غلظت سدیم کلرید به‌طور معنی‌داری نسبت به شاهد افزایش یافت؛ به‌ طوری ‌که میزان آن در غلظت صفر و 60 میلی‌مولار نمک تفاوت معنی‌داری نسبت به یکدیگر نداشت؛ اما با افزایش غلظت نمک تا 90 و 120 میلی‌مولار در محیط‌کشت، میزان پرولین نیز افزایش معنی‌دار یافت. این افزایش میزان پرولین ممکن است به‌دلیل تأثیر فزایندة قارچ‌های میکوریز در افزایش فشار اسمزی سلول‌های گیاه باشد. در پژوهشی مشابه بر ارقام متفاوت گوجه‌فرنگی ملاحظه شد تنش شوری میزان پرولین را در گیاه افزایش داده است
(Syed Ghias et al., 2011). غلظت پرولین در پاسخ به تنش در گیاهان همزیست با قارچ‌های میکوریز آربوسکولار متفاوت بود؛ به‌ طوری ‌که در برخی بررسی‌ها افزایش و در بررسی‌های دیگر کاهش آن گزارش شد. غلظت کم پرولین در این گیاهان کاهش صدمات ناشی از تنش شوری را درنتیجة اجتناب بهتر این گیاهان از شوری نشان می‌دهد (Auge et al., 2007).

مالون‌دی‌آلدهید شاخص مناسبی برای پراکسیداسیون لیپیدهای غشا است که نشان‌دهندة تنش‌های اکسیداتیو در گیاهان است و بر اثر رادیکال‌های آزاد اکسیژن ایجاد می‌شود. بسیاری از گیاهان وقتی در محیط شور قرار می‌گیرند آسیب‌های جدی به غشای آنها وارد می‌شود و بر مقدار مالون‌دی‌آلدهید افزوده می‌شود.
Abdel Latef و Chaoxing در سال 2011، با اندازه‌گیری مالون‌دی‌آلدهید در گیاه گوجه‌فرنگی همزیست و شاهد بیان کردند قارچ‌های میکوریز کاهش مالون‌دی‌آلدهید را در مقادیر یکسان آبیاری و شرایط تنش شوری، نوعی تنش اکسیداتیو، موجب می‌شوند. شوری به تولید گونه‌های فعال اکسیژن  (ROS)با توانایی نامحدود در اکسیداسیون اجزای سلولی مختلف منجر می‌شود که ممکن است به تخریب اکسیداتیو سلول‌ها منجر شوند. همچنین، نتایج به‌دست‌آمده از بررسی Rahmaty و Khara (2011) بیان‌کنندة کاهش میزان مالون‌دی‌آلدهید در گیاهان ذرت میکوریزی در معرض تنش کروم بوده است. آنها بیان کردند میکوریز، تنش اکسیداتیو و تولید گونه‌های فعال اکسیژن را کاهش داده است و میزان آسیب عوامل تنش‌زا در گیاهان میکوریزی نسبت به سایر گیاهان کمتر بوده است. درنتیجه، میزان مالون‌دی‌آلدهید در این گیاهان کاهش می‌یابد. افزون ‌بر ‌این، Enteshari و همکاران (2012) نیز در گیاهان ریحان میکوریزی در معرض تنش شوری پی برده‌اند در این گیاهان محتوای مالون‌دی‌آلدهید نسبت به سایر گیاهان کمتر است. افزایش ROS در تنش علامت تهدید برای سلول است؛ اما در عین ‌حال ممکن است سیگنالی برای فعال‌‌کردن سازوکارهای دفاعی باشد
(Al-Hassan et al., 2015). آنزیم آنتی‌اکسیدان کاتالاز آنزیم مهمی است که در شرایط تنش اکسیداتیو فعال می‌شود. این آنزیم هیدروژن پراکسید را هضم و حذف می‌کند. در پژوهش حاضر، بیشترین فعالیت آنزیمی کاتالاز در گیاه گوجه‌فرنگی تلقیح‌شده با میکوریز بود. همزیستی با قارچ‌های میکوریز با کاهش آبسیزیک اسید که یکی از مؤلفه‌های افزایش‌یافته بر اثر سیگنالینگ ROS است (Ashraf and Orooj, 2006)، برای افزایش فعالیت کاتالاز عمل می‌کند. بررسی‌های زیادی دربارة تأثیر همزیستی میکوریزی بر فعالیت آنزیم‌ها در گیاهان مختلف انجام شده‌اند؛ برای نمونه، در پژوهش و در سال 2011 افزایش فعالیت پراکسیداز و کاتالاز در گوجه‌فرنگی در شرایط تنش با فعالیت قارچ‌های میکوریز و کاهش آثار تنش گزارش شد. همچنین، Kafi و همکاران (2015) بیان کردند تنش شوری افزایش پراکسیداسیون چربی‌ها و به ‌دنبال ‌آن کاهش شاخص پایداری غشای سلول را در گیاهان مختلف باعث می‌شود. رابطة همزیستی قارچ‌های میکوریز نشان داد این قارچ‌ها به‌دنبال آثار مثبت یادشده کاهش تخریب غشاهای سلول‌های گیاهی را باعث می‌شوند و میزان نشت یونی در گیاهان در معرض تنش و دارای قارچ همزیست در مقایسه با گیاهان بدون همزیستی کاهش چشمگیری یافته است (Valentovic et al., 2006).

پژوهشگران، همبستگی زیادی بین تجمع قندهای محلول و میزان تحمل به تنش را در گیاهان مختلف گزارش کرده‌اند (Sadeghi and Shekafandeh, 2014; Amirjani, 2011). غلظت ریاد قندهای محلول در گیاهان همزیست ممکن است به‌دلیل تنظیم اسمزی مؤثر و مقاومت به شوری باشد. Subramanian و همکاران (2006) در بررسی مشابه بر گوجه‌فرنگی با مشاهدة غلظت زیاد قندهای محلول در برگ‌های گیاهان میکوریزی گوجه‌فرنگی نسبت به گیاهان شاهد، ظرفیت زیاد فتوسنتز را در این گیاهان پیشنهاد کردند که به مقاومت بیشتر گیاهان در شرایط تنش منجر می‌شود.

 

جمع‌بندی

شوری کاهش شاخص‌های رشد را در گیاه گوجه‌فرنگی موجب می‌شود. افزایش نشت الکترولیت‌ها و مالون‌دی‌آلدهید از دیگر آثار مخرب شوری هستند. قارچ‌های میکوریز یکی از مهم‌ترین عوامل حیاتی در کشاورزی به شمار می‌روند که با ‌توجه ‌به آثار مفید یادشده در پژوهش حاضر، با افزایش و توسعة ریشة گیاه گوجه‌فرنگی و همچنین تأثیر بر سازوکارهای تنظیمی و عوامل کاهندة آثار تنش در کاهش آثار منفی تنش شوری نقش بسزایی دارند. با توجه ‌به اهمیت کشاورزی ارگانیک در دنیای امروز، لازم است به بررسی‌های بیشتر در این زمینه توجه ویژه‌ای شود.

 

سپاسگزاری

در اینجا نگارندگان از مسئولان و کارکنان پردیس دانشگاهی دانشگاه ارومیه بابت بررسی و تصویب مفاد طرح سپاسگزاری می‌کنند.

Abdel Latef, A. A. H. and Chaoxing, H. (2011) Effect of arbuscular mycorrhizal fungi on growth, mineral nutrition, antioxidant enzymes activity and fruit yield of tomato grown under salinity stress. Scientia Horticulturae 127(3): 228-233.

Abdel Latef, A. A. H., Hashem, A., Rasool, S. and Abd Allah, E. F. (2016) Arbuscular mycorrhizal symbiosis and abiotic stresses in plants: a review. Journal of Plant Biology 59(5): 407-462.

 

Al-Hassan, M., Martinez Fuertes, M., Ramos Sanchez, F. J., Vicente, O. and Boscaiu, A. (2015) Effect of salt and water stress on plant growth and on accumulation of osmolytes and antioxidant compounds in cherry tomato. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici 43(1): 1-11.

Amirjani, M. R. (2011) Effect of salinity stress on growth, sugar content, pigments and enzyme activity of rice. International Journal of Botany 7(1): 73-81.

Ashraf, M. and Orooj, A. (2006) Salt stress effects on growth, ion accumulation and seed oil concentration in an arid zone traditional medicinal plant ajwain (Trachyspermum ammi sprague L.). Journal of Arid Environments 64: 209-220.

Auge, R. M., Toler, H. D., Moore, J. L., Cho, K. and Saxton, A. M. (2007) Comparing contributions of soil versus root colonization to variations in stomatal behavior and soil drying in mycorrhizal Sorghum bicolor and Cucurbita pepo. Journal of Plant Physiology 164: 1289-1299.

Bates, L. S., Walden, R. P. and Teare, I. D. (1973) Rapid determination of proline for water-stress studies. Plant and Soil 39: 205-207.

Beltrano, J., Ruscilli, M., Arango, M. C. and Ronco, M. (2013) Effects of arbuscular mycorrhiza inoculation on plant growth, biological and physiological parameters and mineral nutrition in pepper grown under different salinity and P levels. Journal of Soil Science and Plant Nutrition 13(1): 123-141.

Chun, S. C., Paramasivan, M. and Chandrasekaran, M. (2018) Proline accumulation influenced by osmotic stress in arbuscular mycorrhizal symbiotic plants. Frontiers
in Microbiology 9: 2525, https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02525.

Colla, G., Rouphael, Y., Cardarelli, M., Tullio, M., Rivera, G. M. and Rea, E. (2008) Alleviation of salt stress by arbuscular mycorrhizl in zucchini plants grown at low and high phosphorus concentration. Biology and Fertility of Soils 44: 501-509.

Enteshari, S., Hajbagheri, S. and Razavizadeh, R. (2012) Role of mycorrhizal fungi and salicylic acid in salinity tolerance of Ocimum basilicum resistance to salinity. African Journal of Biotechnology 11(9): 2223-2235.

Etukudo, O. O., Babatola, L. A., Ojo, O. D. and Fagbola, O. (2015) Effects of mycorrhiza, organo-mineral and NPK fertilizer on the performance of sweet corn. Journal of Horticulture and Forestry 7(4): 99-103.

Fales, F. (1951) The assimilation and degradation of carbohydrates by yeast cells. Journal of Biological Chemistry 193: 113-124.

Giri, B. and Kapoor, R. (2011) Contribution of Glomus intraradices inoculation to nutrient acquisition and mitigation of ionic imbalance in NaCl-stressed Trigonella foenum-graecum. Mycorrhiza 22(3): 213-217.

Heath, R. L. and Packer, L. (1968) Photoperoxidation in isolate chloroplasts I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives in Biochemistry and Biophysics 125: 850-857.

Kafi, M., Borzuyi, A., Salehi, M., Kamandi, A., Masoumi, A. and Nabati, C. (2015) Physiology of environmental stresses in plants. Mashhad University Press, Mashhad (in Persian).

Kaya, C., Ashraf, M., Sonmez, O., Aydemir, S., Tuna, A. L. and Cullu, M. A. (2009) The influence of arbuscular mycorrhizal colonization on key growth parameters and fruit yield of pepper plants grown at high salinity. Scientia Horticulturae 121(1): 1-6.

Khalvandi, M., Amerian, M., Pirdashti, H., Baradaran, M. and Gholami, A. (2017) Effects of Piriformospora indica fungi symbiotic on the quantity of essential oil and some physiological parameters of peppermint in saline conditions. Iranian Journal of Plant Biology 32: 1-20 (in Persian).

Malusá, E., Sas-Paszt, L. and Ciesielska, J. (2012) Technologies for beneficial microorganisms inocula used as biofertilizers. The Scientific World Journal, Article ID 491206.

Mao, L., Pang, H., Wang, G. and Zhu, C. (2007) Phospholipase D and lipoxygenase activity of cucumber fruit in response to chilling stress. Postharvest Biology and Technology 44: 42-47.

Monteoliva, M. I., Rizzi, Y. S., Cecchini, N. M., Hajirezaei, M. R. and Alvarez, M. E. (2014) Context of action of proline dehydrogenase (ProDH) in the hypersensitive response of Arabidopsis. BMC Plant Biology 13: 14-21.

Oruru, M. B. and Njeru, E. M. (2016) Upscaling arbuscular mycorrhizal symbiosis and related agroecosystems services in smallholder farming systems. BioMed Research International 2016: 4376240.

Rabie, G. H. and Almadani, A. M. (2005) Role of bioinoculants in development of salt tolerance of Vicia faba plants under salinity stress. African Journal of Biotechnology 4: 210-222.

Rahmaty, R. and Khara, J. (2011) Effects of vesicular arbuscular mycorrhiza Glomus intraradices on photosynthetic pigments, antioxidant enzymes, lipid peroxidation, and chromium accumulation in maize plants treated with chromium. Turkish Journal of Biology 35: 51-58.

Rabiei, F. and Ehsanpour, A. A. (2015) Effect of salt stress on protein pattern and some physiological parameters of Lycopersicon peruvianum under in vitro culture. Iranian Journal of Plant Biology 23(7): 15-28 (in Persian).

Sadeghi, F. and Shekafandeh, A. (2014) Effect of 24-epibrassinolide on salinity induced changes in loquat (Eriobotrya japonica Lindl). Journal of Applied Botany 87: 182-189.

Smith, S. E. and Read, D. J. (2008) Mycorrhizal symbioses. 3rd edition, Academic Press, London.

Subramanian, K. S., Santhanakrishnan, P. and Balasubramanian, P. (2006) Responses of field grown tomato plants to arbuscular mycorrhizal fungal colonization under varying intensities of drought stress. Scientia Horticulturae 107: 245- 253.

Syed Ghias, A., Rab, R., Khan, U. and Nawab, Kh. (2011) Enhanced proline synthesis may determine resistance to salt stress in tomato cultivars. Pakistan Journal of Botany 43(6): 2707-2710.

Talebzadeh, Z., Mehdizadeh, H., Ejtehadi, H. and Abrishamchi, P. (2009) Determination of two tomato (Lycoperscon esculentum) cultivars tolerance threshold to salinity. Plant Ecophysiology 1(1): 64-76 (in Persian).

Valentovic, P., Luxova, M., Kolarovic, L. and Gasparikova, O. (2006) Effect of osmotic stress on compatible solutes content, membrane stability and water relation in two maize cultivars. Plant, Soil and Environment 52(4): 186-191.

Zhang, H., Yao, H. Y., Chen, F. and Wang, X., (2007) Purification and characterization of glutamate decarboxylase from rice germ. Food Chemistry 101(4): 1670-1676.