تغییرات رنگیزه‌ها و متابولیت‌های ثانویه گیاهچه درمنۀ کوهی در پاسخ به پرتوهای UV و زمان نمونه گیری در شرایط این ویترو

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه زیست شناسی دانشگاه پیام نور اصفهان

2 دانشیار زیست شناسی دانشگاه پیام نور استان اصفهان

3 استادیار زیست شناسی دانشگاه پیام نور اصفهان

چکیده

افزایش متابولیت‌های ثانویه به دلیل اهمیت اقتصادی و دارویی آن‌ها امروزه مورد توجه قرار گرفته است. گیاه درمنه کوهی (Artemisia aucheri) به دلیل تولید آرتمیزینین ازنظر اقتصادی و دارویی حائز اهمیت است. هدف این مطالعه بررسی تابش‌های منفرد و ترکیبی UV و همچنین زمان نمونه‌گیری بر خصوصیات بیوشیمیای-فیزیولوژیکی گیاه درمنه کوهی به منظور افزایش متابولیت‌های ثانویه و بخصوص آرتمیزینین است. بدین منظور آزمایشی بصورت فاکتوریل بر پایه طرح کامل تصادفی شامل 7 نوع تابش (بدون UV، UV-A، UV-B، UV-C، UV- (A+B)، UV- (A+C) و UV- (B+C)) و در دو زمان نمونه‌گیری متفاوت (2 و 24 ساعت پس از تیماردهی) در سه تکرار طراحی شد. آنالیز داده‌ها بیانگرکاهش کلروفیل-های a،b و کلروفیل کل در همه تابش‌ها به غیر از UV-A است وبیشترین کاهش در تابش UV(B+C) مشاهده شد. بعلاوه با گذشت زمان پس از تیماردهی غلظت رنگیزه‌های فتوسنتزی نیز به‌صورت معنی‌داری کاهش یافت. در مقابل، مقدار کاروتنوئیدها در گیاهان در معرض تابش UV-A در مقایسه با گروه شاهد 42% افزایش یافت و گذشت زمان اختلاف معنی‌داری در غلظت کارتنوئیدها ایجاد نکرد. همچنین فلاونوئید کل در پاسخ به تابش UV-(A+C) در حدود%50 در گیاه درمنه کوهی افزایش یافت و تأخیر در نمونه‌گیری با افزایش غلظت این ترکیبات همراه بود. به صورت کلی تابش همه انواع UV (به غیر از UV-C) سبب افزایش مقدار آرتمیزینین وبیشتر ترکیبات اسانس در دو زمان نمونه‌گیری متفاوت شد. اگر چه بیشترین غلظت آرتمیزینین در تابش UV-(B+C) مشاهده شد. اما با توجه به اثرات زیانبار آن بر مقدار کلروفیل استفاده از تابش‌های UV-B، UV-(A+B) و UV-(A+C) برای افزایش آرتمیزینین در کوتاه مدت پیشنهاد می‌شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Changes in pigments and secondary metabolites of Artemisia aucheria seedlings in response to in-vitro UV radiation and time

نویسندگان [English]

  • masoumeh khalili 1
  • Roya Razavi zadeh 2
  • Amir Hossein Forghani 3
1 Department of Biology, payame noor university, Isfahan
2 Department of Biology, Faculty of Science, Payame Noor University, Isfahan, Iran
3 Department of Biology, Faculty of Science, Payame Noor University, Isfahan, Iran.
چکیده [English]

Increase in secondary metabolites content has been attracting interest recently due to their huge economic importance. For example, Artemisia aucheria, which produces artemisinin, has both medicinal and economical importance. The aim of this study was to investigate the effect of single or combination UV radiation as well as sampling time on biochemical-physiological properties of A. aucheria on the increase in secondary metabolites, especially artemisinin. Therefore, a completely randomized factorial design including 7 radiation (no UV, UV-A, UV-B, UV-C, UV- (A + B), UV- (A + C) and UV- (B + C)) and Two different sampling times ( 2 and 24 hours after treatment) was carried out in three replicates. The results indicated that the content of chlorophyll a, b and total chlorophyll decreased in response to all UV radiation conditions except for UV-A. Moreover, the highest decrease of photosynthetic pigments was observed in the UV-(B+C). In addition, the concentration of photosynthetic pigments was reduced through time. In contrast, the content of carotenoids in plants treated with UV-A was increased. Moreover, total flavonoid content was increased about 50% in response to UV-(A+C). Further, the delay in sampling was shown to be associated with an increase in the concentration of flavonoid. Generally, all types of UV radiation, except for UV-C, increased the concentration of artemisinin and most of the other essential oils in both sampling times. Although the highest concentration of artemisinin was observed in the plants treated with UV-(B+C), the usage of UV-B, UV-(A+B) and UV-(A+C) radiation is suggested for increasing the artemisinin content in the short time

کلیدواژه‌ها [English]

  • Artemisinin
  • Essential oil
  • Photosynthetic pigments
  • Flavonoid

8 تا 9 درصد طیف خورشید شامل پرتوهای فرابنفش است که به سه دستة UV-A (320 تا 400 نانومتر)، UV-B (280 تا 320 نانومتر) و UV-C (200 تا 280 نانومتر) تقسیم می‌شوند. پرتوهای فرابنفش بر گیاهان به‌دلیل وابستگی به نور برای انجام فتوسنتز و رشد، بیشتر از سایر موجودات‌زنده تأثیر می‌گذارند؛ بنابراین، گیاهان، آسیب‌پذیرتر هستند (Booij-James et al., 2000). میزان دریافت اشعة فرابنفش در سطح زمین به عوامل اتمسفری، غلظت ازن، رطوبت، زاویة تابش خورشید نسبت به زمین، ذرات گردوغبار، پوشش ابر، عوامل زمین، وجود آب و برف، سن و غیره بستگی دارد. همچنین با افزایش ارتفاع، کاهش عرض جغرافیایی و فاصلة دورتر خورشید از سطح زمین، شدت آن به مقدار زیادی افزایش می‌یابد. (Zhang and Björn, 2009). این امواج به‌دلیل داشتن انرژی کوانتومی زیاد، صدمات زیادی به موجودات‌زنده و به‌ویژه گیاهان می‌زنند. به‌طورکلی، اشعة فرابنفش ممکن است بر فرایندهای ژنتیکی، ساختمان و عمل غشا، فتوسنتز و تنفس، رشدونمو، سازوکار روزنه‌ها، ویژگی‌های آناتومیک برگ و رنگیزه‌های فتوسنتزی اثر بگذارد(Zhang and Björn, 2009; Razavizadeh and Komatsu, 2018). پرتوهای فرابنفش در گیاهان اختلال در عمل کمپلکس تجزیه‌کنندۀ آب، تخریب فتوسیستم II، پلاستوکوئینون و رنگیزه‌های فتوسنتزی و کاهش فعالیت آنزیم‌های روبیسکو و ATP سنتاز را باعث می‌شوند. همچنین با القای بسته‌شدن روزنه‌ها و تغییر در ضخامت و آناتومی برگ، بر فتوسنتز اثر می‌گذارد (Lutz et al., 2005). گیاهان در مقابل اشعة UV، سازوکارهای دفاعی به کار می‌برند. استفاده از کرک در سطح اپیدرم، نمونه‌ای از شیوة محافظت در برابر آثار مضر اشعة UV است. همچنین مشخص شده است موم موجود در سطح اپیدرم تا 80 درصد اشعه را منعکس می‌کند (Balouchi et al., 2009; Zhang and Björn, 2009). علاوه‌براین، گیاهان در پاسخ به گونه‌های اکسیژن فعال و تابش UV، فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان مانند سوپر اکسید دیسموتاز، کاتالاز، پراکسیداز و آسکوربات پراکسیداز را افزایش می‌دهند. افزایش متابولیت‌های ثانویه، فلاونوئیدها، آنتوسیانین وغیره یکی دیگر از سازوکارهای پاسخی گیاهان به این تنش است (Zhang and Björn, 2009)؛ ازاین‌رو به افزایش متابولیت‌های ثانویه در گیاهان دارویی بر اثر انواع محرک‌ها توجه شده است. متابولیت‌های ثانویه، ویژة گونه یا حتی نژاد هستند و بیشتر در دورة رشدونموی ویژه‌ای در گیاهان تولید می‌شوند. متابولیت‌های ثانویه، عملکردهای بوم‌شناختی مهمی در گیاهان دارند. این ترکیبات، در حفاظت از گیاهان دربرابر گیاه‌خواران و تنش‌های زیستی و غیرزیستی نقش دارند و به کاربرد آنها به‌صورت دارو، علف‌کش زیستی، طعم‌دهنده، رنگ‌های طبیعی، عطر و مواد توهم‌زا در زیست‌فناوری توجه شده است (Wink, 2010). درواقع محرک‌ها با منشأ زیستی یا غیرزیستی (مانند امواج UV) با القای پاسخ‌های دفاعی، بیوسنتز و انباشت متابولیت‌های ثانویه را موجب می‌شوند (Zhao et al., 2005) و در سال‌های گذشته، توجه بسیاری به افزایش تولید این ترکیبات در کشت‌بافت شده است (Yu et al., 2006).

گیاه درمنة کوهی با نام علمی Artemisia aucheri از تیرة کمپوزیته (Asteraceae) است (Ghahreman, 1983). این جنس در ایران 34 گونة علفی یک‌ساله و چندساله دارد که در سراسر کشور پراکنده‌شده‌اند (Mozaffarian, 1996). ترکیب شیمیایی اسانس درمنة کوهی، برحسب نوع واریته، مرحلة رشد یا زمان جمع‌آوری گیاه و شرایط آب‌و‌هوایی رویش، متفاوت است (Mahboubi and Bidgoli, 2009). اسانس درمنة کوهی، منبعی بسیار قوی از ترکیب‌های فعال زیستی است که به‌صورت مادة قارچ‌کش و ضدباکتری به کار می‌رود (Dupont et al., 1996). تاکنون وجود 54 ترکیب در اسانس این گیاه، مشخص شده است که ترکیبات استات، آلفا سیترال، لینالول، ژرانیول و Z- سیترات از اجزاء اصلی اسانس گیاه درمنه هستند. یکی از ترکیبات مهم گیاه درمنه، آرتمیزینین (Artemisinin) است. آرتمیزینین با فرمول C15H22O2، سزکوئی ترپن لاکتون اندوپراکسیداز مشتق‌شده از بخش‌های هوایی گیاه درمنة خزری (A. annua) است که به‌طور گسترده‌ای در صنایع دارویی و به‌ویژه بر ضد انگل مالاریا به کار می‌رود (Bhakuni et al., 2001). بررسی‌ها نشان می‌دهند آرتمیزینین در شرایط آزمایشگاهی از فعالیت ویروس‌های ایدز و هپاتیت‌های B و C جلوگیری می‌کند (Efferth et al., 2008). با‌توجه‌به آثار ضدانگلی، ضدمیکروبی و ضدمسموم‌شدن متابولیت‌های ثانویة گیاه درمنۀ کوهی و اهمیت آنها در درمان مالاریا و سرطان، بررسی میزان تغییرات این ترکیبات بر اثر محرک زیستی و غیرزیستی ضرورت دارد. علاوه‌براین، غلظت پایین آرتمیزینین در گیاه درمنه و قیمت بسیار گران آن ازیک‌طرف و از سویی دیگر تلاش‌های متنوعی جهت تولید شیمیایی یا دستکاری ژنتیکی به‌منظور افزایش این ماده با موفقیت قابل توجهی روبرو نبوده‌اند؛ بنابراین، تولید آرتمیزینین به‌صورت طبیعی هنوز توجیه اقتصادی دارد. پژوهش‌های گذشته بر درمنة خزری نشان داده‌اند عامل‌های غیرزیستی مانند نور، دما، شوری و فلزهای سنگین عملکرد آرتمیزینین را افزایش داده‌اند و پیشنهاد شده است تنش‌های یادشده، تولید گونه‌های اکسیژن فعال را تقویت می‌کنند که این مسئله، تبدیل دی هیدرو آرتمیزینیک اسید را به آرتمیزینین (آخرین مرحلة سنتز) سرعت می‌دهد و بنابراین تجمع آرتمیزینین در پاسخ به این تنش‌ها مشاهده می‌شود (Rai et al., 2011). پژوهش‌های قبلی بیان‌کنندة افزایش متابولیت‌های ثانویه در گیاهان در معرض تنش امواج UV هستند. در پژوهش Hofmann و همکاران (2014) بر شبدر سفید در شرایط کشت گلخانه‌ای مشخص شد گیاهان به‌خوبی با میزان UV محیط اطراف خود سازش می‌یابند؛ بنابراین از این ویژگی با به‌کاربردن اشعة UV برای افزایش کیفیت محصولات کشاورزی و مواد غذایی استفاده می‌شود (Zhang and Björn, 2009). Nasibi و همکاران (2003) با بررسی دو گونة گیاه بنگ‌دانه در شرایط گلخانه‌ای نشان دادند این گیاه برای مقابله با UV-B و UV-C، مقدار فلاونوئید خود را افزایش می‌دهد و همچنین از آثار اشعة فرابنفش برای افزایش ترکیبات ثانویة دارویی در گیاه بنگ‌دانه استفاده می‌شود. با‌توجه‌به اهمیت گیاه درمنة کوهی و به‌ویژه ترکیبات متابولیت‌های ثانویه و ازآنجا‌که بررسی‌های اندکی دربارة آثار امواج UV بر ویژگی‌های فیزیولوژیک و ترکیبات گیاه A. aucheri انجام شده‌اند، هدف از پژوهش حاضر، بررسی تغییرات برخی شاخص‌های فیزیولوژیک گیاه درمنة کوهی و تغییرات متابولیت‌های ثانویه به‌ویژه آرتمیزینین در پاسخ به طیف‌های متعدد امواج UV است.

 

مواد و روش‌ها

کشت بذر و تهیة گیاهچه: برای بررسی اثر امواج UV و زمان نمونه‌گیری (پس از تیماردهی) بر برخی ویژگی‌های فیزیولوژیک و متابولیت‌های ثانویة گیاه درمنة کوهی، آزمایشی به‌صورت فاکتوریل بر پایة طرح کامل تصادفی در شرایط کشت درون‌شیشه‌ای انجام شد. تیمارهای آزمایش شامل 7 نوع تابش (بدون UV، UV-A، UV-B، UV-C، UV-(A+B)، UV-(A+C) و UV-(B+C)) و در دو زمان نمونه‌گیری متفاوت (2 و 24 ساعت پس از تیماردهی) پس از 9 روز تیماردهی با تابش‌های یادشده در سه تکرار بود. بدین‌منظور، بذرهای گیاه درمنة کوهی (Artemisia aucheri) از مرکز تحقیقات کشاورزی اصفهان تهیه شدند. ابتدا بذرها در شرایط کاملاً استریل در زیر لامینار ایرفلو (کلاس 2، مدل JTLVC2، شرکت JALTAJHIZ، ایران) به‌مدت 3 دقیقه در اتانول 96 درجه و سپس به‌مدت 9 دقیقه در سدیم هیپوکلریت 1 درصد قرار گرفتند و پس از هر مرحله، بذرها با آب مقطر استریل شستشو شدند. در مرحلة بعد بذرها در شرایط استریل به شیشه‌های کشت حاوی محیط‌کشت MS منتقل و در اتاق رشد با شرایط نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی و در دمای 2±25 درجة سانتی‌گراد نگهداری شدند. جوانه‌زنی بذرها پس از 6 تا 7 روز آغاز شد. پس از رشد کامل دانه‌رست‌ها، گیاهچه‌ها دوباره در زیر لامینار ایرفلو و در شرایط کاملاً استریل در فاصله‌های زمانی یک‌ماهه، 6 مرتبه واکشت شدند و درنهایت، نمونه‌های لازم برای پژوهش حاضر، به‌صورت 3 تکرار برای هر تیمار حاوی 3 گیاهچة 5 تا 6 سانتی‌متری و دارای 8 تا 10 برگ و همگی از سرشاخه‌های حامل مریستم انتهایی در زمان‌های مشخص درمعرض تیمار قرار گرفتند. برای تیماردهی با امواج UV، از محفظه‌ای به شکل مکعب مستطیل با ابعاد 90×40×50 سانتی‌متر (ارتفاع×عرض×طول) از جنس پلکسی گلاس استفاده شد که در سقف آن لامپ‌های UV-A (365 نانومتر)، UV-B (312 نانومتر) و UV-C (254 نانومتر) از هرکدام دو عدد و هر دو با توان 8 وات تعبیه‌شده بودند. قبل از شروع هر تیماردهی، ابتدا داخل محفظه با الکل 96 درجه استریل و شیشه‌های کشت درباز حاوی گیاهچه‌های درمنة کوهی در فاصلۀ 30 سانتی‌متری از لامپ‌ها قرار گرفتند. هریک از تیمارهای UV-A، UV-B، UV-C، UV-(A+B)، UV-(A+C) و UV-(B+C) به‌مدت 9 روز و هر تیمار در هرروز، به‌مدت 30 دقیقه اعمال شد و پس از آخرین تیماردهی، برداشت نمونه‌ها با تأخیر 2 و 24 ساعته انجام شد. انتخاب زمان و تعداد روز تیماردهی براساس آزمایش‌های ابتدایی مشخص شد. گفتنی است برای ایجاد پرتوهای تک‌طول‌موج از دو لامپ UV (مدل Actinic BL، شرکت Philips، لهستان) با طول‌موج و توان یکسان و برای پرتوهای ترکیبی از دو لامپ UV با طول‌موج متفاوت و توان یکسان استفاده شد. در دو زمان 2 و 24 ساعت پس از تیماردهی، نمونه‌گیری برای بررسی تغییرات رنگیزه‌های فتوسنتزی، فلاونوئیدها و ترکیبات مؤثر انجام شد. همچنین در گیاهان شاهد، تابش با نور مرئی با شرایط مشابه انجام شد.

رنگیزه‌های فتوسنتزی: برای اندازه‌گیری رنگیزه‌های فتوسنتزی، 1/0 گرم از وزن‌تر برگ با 5 میلی‌لیتر استون 100 درصد در هاون چینی ساییده شد و عصارة به‌دست‌آمده به‌مدت 10 دقیقه در g 2500 سانتریفیوژ و سپس جذب فاز بالایی هریک از نمونه‌ها در طول‌موج‌های 663، 645 و 470 نانومتر با اسپکتروفتومتر UV-Visible (مدل 6305، شرکت JENWAY، انگلستان) ثبت شد (Lichtenthaler and Wellburn, 1983).

فلاونوئید کل: برای اندازه‌گیری فلاونوئید کل، از روش Zhishen و همکاران (1999) استفاده شد. 1/0 گرم برگ تازه در هاون چینی حاوی 10 میلی‌لیتر متانول ساییده شد؛ سپس به 1 میلی‌لیتر از عصاره استخراج‌شده، 1 میلی‌لیتر محلول 2 درصد آلومینیوم کلرید ‌(AlCl3) اضافه شد و حجم آن، با اتانول به 25 میلی‌لیتر رسید. نمونه‌ها به‌مدت 10 دقیقه در دور g 3000 سانتریفیوژ و پس از 40 دقیقه، جذب روشناور نمونه‌ها در طول‌موج 330 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. برای محاسبة غلظت فلاونوئیدهای کل از ضریب خاموشی 33000 میلی‌مولار بر سانتی‌متر استفاده شد.

آرتمیزینین: برای استخراج و ارزیابی آرتمیزینین، برگ‌های درمنة کوهی در آون 40 درجة سانتی‌گراد (مدل WTC، شرکت Binder، آلمان) به‌مدت 24 ساعت خشک شدند؛ سپس پودر آن تهیه و به آن 100 میلی‌لیتر هگزان اضافه و هموژن شد و در آون جوش به‌مدت 15 دقیقه قرار گرفت. فاز هگزان جدا و در دمای 40 درجة سانتی‌گراد تبخیر شد. بر باقی‌مانده، 25 میلی‌لیتر استونیتریل خالص اضافه و هم زده شد و از فیلتر 45/0 میکرومتر عبور داده شد. مادۀ استاندارد آرتمیزینین شرکت SIGMA هم در غلظت لازم در استونیتریل حل و به دستگاه HPLC تزریق شد. بدین‌منظور، از دستگاه HPLC (مدل Unicam Crystal 200، شرکت Kinesis، انگلستان) استفاده شد. ستون C18-Bonda pak با طول 30 سانتی‌متر و قطر 9/3 میلی‌متر و قطر ذرات 10 میکرومتر با فازمعکوس به کار رفت. فاز متحرّک شامل استونیتریل خیلی خالص و بافر استات با pH برابر با 1/5 بود که با نسبت 55 درصد از استونیتریل و 45 درصد از بافر استات مخلوط و با سرعت 45/0 میلی‌متر در دقیقه از ستون عبور داده شد. دتکتور از نوع LCD بود که در طول‌موج 289 نانومتر تنظیم شد (ElSohly et al., 1987). مقدار آرتمیزینین نمونه براساس تطبیق peak آن با peak نمونة استاندارد و محاسبة سطح زیر نمودار آنها مشخص شد.

مواد مؤثر: برای ارزیابی مواد مؤثرۀ اسانس از دستگاه کروماتوگراف گازی جرم‌سنجی (مدل Hewlett–Packard 5890 GC، شرکت Waldbronn، آلمان) دارای سیستم تلة یونی استفاده شد که بر انرژی یونیزاسیون 70 الکترون ‌ولت و درجة حرارت 250 درجة سانتی‌گراد برای تولید منبع یون تنظیم شد. رقیق‌کردن نمونه‌ها با روش شکافت با نسبت 100:1 انجام شد. طول ستون موئینه، 50 متر، قطر داخلی آن 20/0 میلی‌متر و ضخامت فیلم، 25 میکرومتر بود. ذرات از جنس متیل سیلیکون کراس‌لینک‌شده بودند و دتکتور از نوع انتخاب‌کنندة جرمی (مدل HP5970 Series mass selective detector، شرکت LabX Media Group، کانادا) استفاده شد. برنامة حرارتی از 100 تا 250 درجة سانتی‌گراد با تغییرات 4 درجة سانتی‌گراد در دقیقه استفاده شد. هلیوم خیلی خالص با سرعت عبور یک میلی‌لیتر در دقیقه به‌عنوان گاز حامل به کار برده شد. شناسایی هر ترکیب براساس زمان بازداری و جرم ثبت‌شدۀ آنها انجام شد. مقادیر براساس درصد در جدول گزارش شده‌اند.

تحلیل آماری: برای تحلیل داده‌ها و رسم نمودارها از نرم‌افزار SPSS نسخة 20 استفاده شد. در همة نمودارها، نتایج به‌صورت میانگین سه تکرار بیان شدند. اختلاف بین تیمارها و مقایسة میانگین‌ها با تجزیة واریانس (ANOVA) دوطرفه و آزمون توکی در سطح آماری 05/0 P< بررسی شدند.

 

نتایج

رنگیزه‌های فتوسنتزی: نتایج به‌دست‌آمده از تجزیة واریانس‌ها نشان دادند تأثیر تابش اشعة UV و زمان نمونه‌گیری و همچنین تأثیر برهم‌کنش تابش و زمان نمونه‌گیری بر کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل در سطح 5 درصد معنی‌دار است (جدول 1). بررسی آثار تابش امواج UV آشکار کرد بجز UV-A سایر تابش‌ها کاهش معنی‌دار کلروفیل a را در گیاه درمنة کوهی سبب شد. براین‌اساس، UV-B، UV-C، UV-(A+B)، UV-(A+C) و UV-(B+C) تقریباً به‌ترتیب، سطح کلروفیل a را 28، 22، 30، 13 و 42 درصد نسبت به گیاهان شاهد کاهش دادند و کمترین مقدار کلروفیل a در تابش UV-(B+C) مشاهده شد (شکل 1-A). نتایج مقایسة میانگین اثر متقابل تابش UV و زمان نمونه‌گیری مشخص کرد بجز تیمار UV-A، مقدار کلروفیل a در برداشت 24 ساعته پس از تیماردهی با سایر تابش‌های UV در مقایسه با برداشت دوساعته پس از تیماردهی از دیدگاه آماری کاهشی یا بدون تغییر بود؛ برای نمونه، میزان کلروفیل a در تیمارهای UV-(A+B) و UV-(A+C) در 24 ساعت پس از تیماردهی به‌ترتیب، حدود 5/17 و 36 درصد نسبت به 2 ساعت پس از برداشت کاهش یافت (شکل 2-A)؛ با‌وجود‌این، مقایسة اثر زمان نمونه‌گیری بر میزان کلروفیل a بیان‌کنندة کاهش این رنگیزه در 24 ساعت پس از تیماردهی است (شکل1-B).

آثار تابش UV مشخص کردند تابش UV-B، UV-(A+B) و UV-(B+C) به‌ترتیب میزان کلروفیل b را نسبت به گیاهان شاهد حدود 25، 49 و 26 درصد کاهش دادند (شکل 1-C)؛ بنابراین بیشترین کاهش در تابش UV-(A+B) مشاهده شد. همچنین بررسی آثار متقابل تابش UV و زمان نمونه‌گیری مشخص کرد برداشت 24 ساعته پس از تیماردهی با امواج UV-(A+C) مقدار کلروفیل b را حدود 58 درصد نسبت به برداشت دوساعته کاهش داد (شکل 2-B)؛ درحالی‌که اختلاف معنی‌داری در سایر تیمارهای UV در زمان‌های نمونه‌گیری مشاهده نشد. به‌هرحال، مقایسة اثر زمان نمونه‌گیری بر میزان کلروفیل b بیان‌کنندة کاهش هرچند اندک اما معنی‌دار این رنگیزه در 24 ساعت پس از تیمار دهی است (شکل 1-D).

 

جدول 1- نتایج تجزیة واریانس ویژگی‌های رنگیزه‌های فتوسنتزی و فلاونوئیدها در گیاه درمنه کوهی


منبع تغییرات

درجة آزادی

میانگین مربعات

کلروفیل a

کلروفیل b

کلروفیل کل

کاروتنوئید

فلاونوئید کل

تابش (UV)

6

*775/4

*025/2

*265/11

*517/0

*689/0

زمان نمونه‌گیری

1

*812/0

*052/1

*559/3

ns018/0

*006/1

تابش × زمان نمونه‌گیری

6

*517/2

*699/0

*141/5

*654/0

*143/1

خطا

26

151/0

105/0

339/0

03/0

054/0

ns، نبود تفاوت معنی‌دار و *، تفاوت معنی‌دار در سطح احتمال 05/0≥P را نشان می‌دهد.

 

   

 

   
   
   

شکل 1- آثار سادة تابش UV (A، C، E و G) و زمان نمونه‌گیری پس از آخرین تیماردهی (B، D، F و H) بر محتوای کلروفیل‌های a و b، کلروفیل کل و کاروتنوئید- مقادیر، میانگین سه تکرار ± SE هستند. حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح
05/0 P< براساس آزمون توکی هستند.

 

 

 

نتایج تحلیل داده‌ها نشان دادند کلروفیل کل بر اثر همة تابش‌های UV بجز UV-A کاهش ‌یافت و مقدار کلروفیل در تابش‌های UV-B، UV-C، UV-(A+B)، UV-(A+C) و UV-(B+C) حدود 27، 19، 36، 13 و 40 درصد نسبت به گیاهان شاهد کاهش یافت (شکل 1-E)؛ بنابراین بیشترین کاهش معنی‌دار نسبت به گیاهان شاهد در تابش‌های ترکیبی UV-(A+B) و UV-(B+C) مشاهده شد. مقایسة اثر زمان نمونه‌گیری نیز به‌صورت کلی مشخص کرد میزان کلروفیل کل در برداشت 24 ساعته پس از تیماردهی نسبت به دو ساعت پس از تیماردهی روند کاهشی دارد (شکل 1- F). همچنین مقایسة میانگین آثار تابش و زمان نمونه‌گیری آشکار کرد بجز تابش UV-A، سایر تیمارها کاهش میزان کلروفیل کل را در برداشت 24 ساعته پس از تیماردهی سبب شدند. بر‌این‌اساس، مقدار کلروفیل در گیاهان در 24 ساعت پس از تیماردهی با UV-B، UV-C، UV-(A+B)، UV-(A+C) و UV-(B+C) به‌ترتیب 38، 28، 53، 27 و 35 درصد در مقایسه با گیاهان شاهد در شرایط مشابه کاهش یافت (شکل 2-C).

 

 

 
 
 
 

شکل 2- آثار متقابل تابش UV و زمان نمونه‌گیری بر محتوای کلروفیل‌های a و b، کلروفیل کل و کاروتنوئید- مقادیر، میانگین سه تکرار ± SE هستند. حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0 P< براساس آزمون توکی هستند.

 

 

 

درباة کاروتنوئیدها نتایج تحلیل واریانس داده‌ها بیان‌کنندة اثر معنی‌دار تابش UV و همچنین برهم‌کنش تابش UV و زمان نمونه‌گیری در سطح 5 درصد است (جدول 1)؛ درحالی‌که برخلاف رنگیزه‌های کلروفیلی، زمان نمونه‌گیری تأثیر معنی‌داری بر مقدار کاروتنوئیدها نداشت (شکل 1-H). علاوه‌براین، از انواع تابش‌های به‌کاررفته، تابش UV-A به افزایش 42 درصدی کاروتنوئیدها و تابش UV-(B+C) به کاهش 48 درصدی آن نسبت به گیاهان شاهد منجر شد (شکل 1-G). همچنین آثار متقابل تابش UV و زمان نمونه‌گیری نشان دادند 24 ساعت پس از تیمار دهی با امواج UV-A مقدار کاروتنوئید در مقایسه با گیاهان شاهد 56 درصد افزایش یافت؛ ولی تابش‌های UV-B و UV-(B+C) هردو کاهش 49 درصدی کاروتنوئیدها را سبب شدند (شکل 2-D).

فلاونوئید: اثر تیمارهای تابش UV، زمان نمونه‌گیری و برهم‌کنش تابش UV و زمان نمونه‌گیری بر مقدار فلاونوئید کل براساس تجزیة واریانس در سطح 5 درصد معنی‌دار شد (جدول 1). بررسی آثار تابش، بیان‌کنندة اثر افزایشی تابش UV-(A+C) بر فلاونوئید کل است. مقدار فلاونوئید کل گیاهان در معرض تابش UV-(A+C) در مقایسه با گیاهان شاهد تقریباً 50 درصد افزایش یافت (شکل 3-A). به‌طورکلی، زمان نمونه‌گیری بر مقدار فلاونوئید کل اثر گذاشت؛ به‌طوری‌که غلظت این ترکیبات با گذشت زمان پس از تیماردهی با امواج UV افزایش یافت (شکل 3-B). مقایسة میانگین آثار متقابل تنش UV و زمان نمونه‌گیری، بیشترین مقدار معنی‌دار فلاونوئید کل را در 2 ساعت پس از برداشت در تابش UV-(A+C) و در 24 ساعت پس از برداشت در تابش UV-B نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. همچنین بیشترین میزان افزایش مقدار ترکیبات فلاونوئید با گذشت زمان در تابش UV-B مشاهده شد (شکل 3-C).

 

   
 

شکل 3- آثار سادة تابش UV (A) و زمان نمونه‌گیری (B) و آثار متقابل تابش UV و زمان نمونه‌گیری (C) بر فلاونوئید کل گیاه درمنة کوهی- مقادیر، میانگین سه تکرار ± SE هستند. حروف متفاوت، بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0 P< براساس آزمون توکی هستند.

 

 


آرتمیزینین: نتایج به‌دست‌آمده از تأثیر تابش UV بر غلظت آرتمیزینین در جدول 2 مشاهده ‌می‌شوند. به‌طورکلی تابش همة انواع UV بجز UV-C افزایش مقدار آرتمیزینین را در گیاه درمنه بررسی‌شده در دو زمان نمونه‌گیری متفاوت سبب شده است. براساس نتایج، بیشترین افزایش غلظت آرتمیزینین در گیاهانی که با تأخیر 2 ساعته پس از تیماردهی بررسی شدند در تابش‌های UV(A+B)، UV-B و UV(B+C) در مقایسه با شاهد مشاهده شد و در گیاهان با تأخیر 24 ساعته بیشترین افزایش‌ غلظت آرتمیزینین در تابش‌های UV(B+C) و UV(A+C) مشاهده شد؛ بنابراین بیشترین مقدار این ماده در تابش UV-(B+C) وجود دارد. به‌طورکلی باگذشت زمان پس از تیماردهی، غلظت آرتمیزینین افزایش یافت.

ترکیبات مؤثر اسانس: تغییرات ترکیبات اسانس گیاهچه‌های درمنة کوهی کشت‌شده در شرایط درون‌شیشه‌ای در پاسخ به تابش UV پس از 9 روز تیمار و در دو زمان نمونه‌گیری متفاوت، با GC-MS تحلیل شد. به‌طورکلی، مقدار ترکیبات ترپنی شامل کامفن، لیمونن، سینئول، لینالول، کامفور، ایزوبورنئول، توجون وبورنئول در گیاهان شاهد در هر دو زمان نمونه‌گیری بیشتر از سایر ترکیبات بود و تابش انواع UV به‌طورکلی با افزایش کامفن، لیمونن، سینئول، لینالول و ایزوبورنئول و با کاهش کامفور، توجون وبورنئول در هر دو زمان نمونه‌گیری همراه بود.

 

جدول2- تغییرات غلظت آرتمیزینین بر اثر تابش UV و زمان نمونه‌گیری در گیاه درمنه کوهی

تیمار

نمونه‌گیری با تأخیر 2 ساعته پس از تیماردهی

نمونه‌گیری با تأخیر 24 ساعته پس از تیماردهی

تغییرات نسبت به کنترل در نمونه‌گیری با تأخیر 2 ساعته پس از تیماردهی

تغییرات نسبت به کنترل در نمونه‌گیری با تأخیر 24 ساعته پس از تیماردهی

 

میلی‌گرم بر گرم وزن خشک

درصد

شاهد

31/7

31/8

-

-

UV-A

7/9

38/10

6/32

9/24

UV-B

41/10

56/9

3/41

04/15

UV-C

43/8

35/8

3/15

4/0

UV-(A+B)

42/11

3/12

2/56

48

UV-(A+C)

6/9

37/11

3/31

8/36

UV-(B+C)

33/10

2/13

3/41

8/58

 

 

 

علاوه‌براین، افزایش چشمگیر استات ژرانیل در پاسخ به تابش UV-(A+B) در هر دو زمان مشاهده شد (جدول 3).

 

بحث

مقدار رنگیزه‌های فتوسنتزی به میزان بیوسنتز و تجزیة آن و همچنین سطح برگ مرتبط است. گزارش‌های متناقضی دربارة تأثیر اشعه UV بر رنگیزه‌های فتوسنتزی وجود دارند. بررسی تأثیر تابش UV-B بر 19 واریتة سویا نشان داد UV-B در گروهی از واریته‌ها کاهش مقدار کلروفیل کل را باعث شده است. در واریته‌های حساس، غلظت کلروفیل a بیشتر از کلروفیل b کاهش پیداکرده است و در تعدادی از واریته‌ها، حتی افزایش مقدار کلروفیل a و b نیز گزارش‌شده است (Biggs et al., 1981). کاهش کلروفیل b در گیاهان ذرتی که در معرض تابش با UV-B قرار داشتند نیز مشاهده شد (Shen et al., 2015). هم‌راستا با این نتایج، غلظت کلروفیل در گیاه درمنة کوهی در پاسخ به همة تیمارهای UV بجز UV-A کاهش یافت و مشخص شد تابش‌های ترکیبی UV-(A+B) و UV-(B+C) بیشترین اثر را بر کاهش کلروفیل دارند. در بررسی گیاهچة فلفل (Capsicum annuum L.) مشخص شد اشعة UV-A نقش زیان‌باری بر رشد گیاه ندارد و بیشتر آسیب‌های اشعة UV مربوط به تابش‌های UV-B و UV-C هستند (Mahdavian et al., 2006). کاهش میزان کلروفیل را به اثر بازدارندگی اشعة UV بر سنتز کلروفیل و تجزیة پیش‌سازهای این رنگیزه‌ها (Paul and Gwynn-Jones, 2003) و افزایش غلظت اتیلن (Zhang and Kirkham, 1996) مرتبط می‌دانند؛ بنابراین، نبود تغییرات معنی‌دار در رنگیزه‌های فتوسنتزی در تیمار UV-A شاید مربوط به انرژی کمتر آن در مقایسه با دیگر تابش‌ها است و باگذشت زمان احتمالاً فرایندهای تجزیة کلروفیل و تولید اتیلن در گیاه درمنه در پاسخ به تابش UV تسریع و به‌دنبال آن، کاهش غلظت کلروفیل را موجب شده‌اند.

 

 

13

12

11

10

9

8

7

6

5

4

3

2

1

ردیف

جدول3- تغییرات ترکیبات اسانس گیاه درمنة کوهی بر اثر تابش UV و زمان نمونه‌گیری

لینالول اکسید

گاما- ترپینن

1، 8- سینِاُل

لیمونن

میرسن

بتا- پینن

بتا- فلاندرین

پاراسیمن

کامفن

آلفا- پینن

اکتان 7 - متیل

1- اکتان

پیریدین

ترکیب

1070

1057

1026

1010

988

974

960

941

930

913

792

775

756

شاخص بازداری

3/1

9/0

7/7

6/3

3/1

6/1

9/0

2/1

0/5

1/1

3/1

0/1

1/1

شاهد

نمونه‌گیری با تأخیر 2 ساعته پس از تیماردهی

8/0

1/1

1/9

2/4

8/0

1/1

2/1

6/1

1/6

5/1

1/1

9/0

8/0

UV-A

2/1

8/0

9/9

2/4

4/1

8/0

0/1

9/0

8/6

6/1

8/0

-

3/1

UV-B

4/1

2/1

4/8

5/3

6/1

3/1

8/1

2/1

6/5

0/1

6/1

4/1

0/1

UV-C

9/0

8/0

7/10

2/5

8/0

9/0

0/1

2/1

6/7

8/0

-

0/1

3/1

UV-A+B

3/1

1/1

2/9

1/4

0/1

4/1

2/1

8/0

2/6

9/0

2/1

8/0

1/1

UV-A+C

0/1

2/1

8/9

3/5

9/0

2/1

8/0

0/1

8/6

1/1

9/0

-

8/0

UV-B+C

3/1

9/0

3/8

1/3

2/1

1/1

8/1

6/1

5/5

3/1

1/1

0/1

4/1

شاهد

نمونه‌گیری با تأخیر 24 ساعته پس از تیماردهی

8/0

3/1

1/10

2/5

0/1

3/1

9/0

1/1

7/6

2/1

0/1

9/0

1/1

UV-A

1/1

9/0

3/9

8/4

4/1

1/1

2/1

9/0

1/6

0/1

2/1

3/1

7/0

UV-B

0/2

3/1

1/7

1/4

8/1

2/1

5/1

4/1

5/4

3/1

9/0

6/1

2/1

UV-C

6/0

0/1

5/11

1/6

0/1

9/0

1/1

8/0

0/8

0/1

7/0

8/0

-

UV-A+B

8/0

2/1

6/10

4/5

1/1

2/1

7/0

0/1

5/7

7/0

9/0

1/1

6/0

UV-A+C

9/0

7/0

0/12

2/6

7/0

9/0

6/0

-

4/8

0/1

6/0

8/0

7/0

UV-B+C

 

 

26

25

24

23

22

21

20

19

18

17

16

15

14

ردیف

جدول3- تغییرات ترکیبات اسانس گیاه درمنة کوهی بر اثر تابش UV و زمان نمونه‌گیری

ترانس ورینیل استات

برونیل استات

پارا- سیمن-8 – اُل

بورنِاُل

کریسانتنیل استات

لاواندولول

1- ترپینِاُل

آلفا- توجون

ایزوبورنِاُل

کامفور

بتا- توجون

لینالول

3- کارن

ترکیب

1250

1236

1220

1211

1198

1178

1164

1153

1145

1136

1118

1102

1083

شاخص بازداری

8/2

9/1

4/1

2/7

2/1

6/1

3/1

2/5

1/9

7/9

1/1

1/5

2/1

شاهد

نمونه‌گیری با تأخیر 2 ساعته پس از تیماردهی

0/4

8/1

1/1

0/6

3/1

1/1

9/0

1/4

0/11

2/8

9/0

0/7

0/1

UV-A

8/4

2/1

8/0

3/5

0/1

5/1

3/1

6/3

1/12

6/7

0/1

0/6

7/0

UV-B

5/3

1/1

4/1

8/6

6/1

2/1

7/1

9/4

0/10

9/8

4/1

2/5

8/0

UV-C

5/5

0/1

2/1

5/4

9/0

7/0

2/1

0/3

1/13

7/6

0/1

1/8

2/1

UV-A+B

1/4

9/0

3/1

1/6

1/1

2/1

8/0

2/4

1/11

2/8

3/1

2/6

0/1

UV-A+C

7/4

2/1

0/1

2/5

9/0

5/1

1/1

6/3

2/12

4/7

2/1

2/8

9/0

UV-B+C

4/3

8/1

3/1

7/6

2/1

0/2

6/1

8/4

1/10

8/8

0/1

5/4

6/1

شاهد

نمونه‌گیری با تأخیر 24 ساعته پس از تیماردهی

9/4

4/1

0/1

4/5

1/1

8/0

1/1

5/3

0/12

5/7

7/0

3/8

2/1

UV-A

1/4

2/1

8/0

2/6

0/1

7/0

3/1

2/4

2/11

1/8

1/1

1/7

7/1

UV-B

1/2

5/1

2/1

6/7

2/1

1/1

5/1

5/5

2/8

1/10

5/1

0/6

3/1

UV-C

9/5

1/1

8/0

7/3

0/1

8/0

9/0

4/2

1/14

8/5

9/0

7/8

8/0

UV-A+B

6/5

7/0

2/1

6/4

8/0

1/1

7/0

0/3

3/13

8/6

3/1

1/8

1/1

UV-A+C

2/6

5/0

9/0

1/3

1/1

6/0

8/0

0/2

8/14

2/5

0/1

6/8

6/0

UV-B+C

 

 

39

38

37

36

35

34

33

32

31

30

29

28

27

ردیف

جدول3- تغییرات ترکیبات اسانس گیاه درمنة کوهی بر اثر تابش UV و زمان نمونه‌گیری

ژرانیل پروپیونات

آلفا- هومولین

متیل اوژناُل

بتا- بیزابولِن

کاریوفیلن اکسید

ژرماکرین D

اوژناُل

ژرانیل استات

بتا- کاریوفیلن

سیترال

ژرانیاُل

بتا- فنکیل استات

Z – جاسمون

ترکیب

1491

1477

1466

1451

1429

1416

1393

1379

1367

1326

1294

1277

1261

شاخص بازداری

1/1

4/1

9/0

6/2

2/1

8/1

2/1

1/2

1/1

6/1

3/1

9/0

1/1

شاهد

نمونه‌گیری با تأخیر 2 ساعته پس از تیماردهی

8/0

0/1

8/0

8/3

8/0

9/0

0/1

1/3

2/1

9/0

0/1

3/1

2/1

UV-A

3/1

8/0

9/0

2/3

3/1

4/1

8/0

5/2

0/1

7/0

2/1

0/1

5/1

UV-B

0/1

3/1

1/1

7/2

8/0

0/1

2/1

0/2

8/0

2/1

6/1

3/1

1/1

UV-C

8/0

7/0

9/0

1/4

2/1

8/0

9/0

5/3

1/1

8/0

2/1

1/1

8/0

UV-A+B

1/1

9/0

1/1

0/3

8/0

4/1

1/1

6/2

2/1

0/1

9/0

1/1

4/1

UV-A+C

7/0

0/1

8/0

2/4

9/0

2/1

8/0

4/3

0/1

1/1

7/0

8/0

0/1

UV-B+C

2/1

1/1

3/1

0/2

3/1

4/1

9/0

5/1

6/1

0/1

2/1

1/1

1/3

شاهد

نمونه‌گیری با تأخیر 24 ساعته پس از تیماردهی

0/1

9/0

7/0

1/4

0/1

6/1

3/1

6/3

1/1

-

0/1

8/0

2/1

UV-A

8/0

4/1

2/1

7/3

9/0

3/1

8/0

0/3

0/1

2/1

8/0

4/1

9/0

UV-B

2/1

1/1

8/0

1/3

4/1

0/1

2/1

6/2

3/1

7/1

4/1

1/1

0/1

UV-C

8/0

7/0

1/1

7/4

0/1

9/0

6/0

1/4

9/0

1/1

8/0

9/0

6/0

UV-A+B

0/1

8/0

7/0

2/4

2/1

1/1

7/0

4/3

7/0

8/0

2/1

1/1

9/0

UV-A+C

9/0

7/0

1/1

8/4

9/0

8/0

1/1

0/4

9/0

7/0

9/0

3/1

8/0

UV-B+C

 

 

 

افزایش کاروتنوئیدها با تابش UV برای محافظت از غشاهای تیلاکوئیدی و جلوگیری از اکسیداسیون نوری کلروفیل‌ها است که به نوع تابش وابسته است (Hollósy, 2002; Lawlor and Cornic, 2002)؛ بنابراین، افزایش کاروتنوئیدها در پاسخ به تابش UV-A در گیاه درمنة کوهی ممکن است بخشی از پاسخ سازشی این گیاه با‌توجه‌به کاهش‌نیافتن کلروفیل در این تیمار باشد. در بررسی جداگانه‌ای بر گیاه بامیه (Hibiscus esculentus) (Kargar et al., 2013) مشاهده شد رنگیزه‌های کلروفیل و کاروتنوئید در نمونه‌های در معرض تابش‌های UV-B و UV-C کاهش یافتند. نتایج به‌دست‌آمده از پژوهش حاضر نیز بیان‌کنندة آثار کاهشی تابش UV-B و UV-(B+C) بر کاروتنوئید هستند. Allen و همکاران (1998) با بررسی روابط طول‌موج‌های کم نور و کاهش کاروتنوئیدها بیان کردند کاهش کاروتنوئیدها ممکن است از تبدیل آنها به آبسیزیک اسید یا سایر ترکیبات مشابه ناشی شود.

براساس گزارش‌ها، تجمع فلاونوئیدها در پاسخ به تابش UV در سلول‌های اپیدرمی افزایش می‌یابد (Sakihama et al., 2002). به نظر می‌رسد افزایش این ترکیبات برای حفاظت سلول‌های فتوسنتزی در پاسخ به پرتوهای مخرب فرابنفشاست (Liakoura et al., 2001). برخی گزارش‌ها نقش آنتی‌اکسیدانی و توانایی پاک‌‌کردن رادیکال‌های آزاد فلاونوئیدها را در بافت‌های برگی نشان می‌دهند (Morales et al., 2010). در گیاه درمنة خزری، بجز خاصیت آنتی‌اکسیدانی فلاونوئیدها، آرتمیزینین بر بیماری‌های مالاریا و سرطان تأثیر دارد (Pandey and Pandey-Rai, 2014) و بنابراین افزایش این ترکیبات در پاسخ به تابش UV و به‌ویژه UV-(A+C) و UV-B ممکن است از افزایش ویژگی دارویی این گیاه ناشی شود. مشابه با نتایج به‌دست‌آمده در پژوهش حاضر، افزایش میزان فلاونوئیدها بر اثر پرتوی UV، در گیاهان اسفناج (Smirnoff and Wheeler, 2000)، اطلسی (Ryan et al., 2002) و میوۀ گوجه‌فرنگی (Lycopersicon esculentum) گزارش ‌شده است (Bijami et al., 2011). علاوه‌براین، با تابش UV در گیاه درمنه (A. annua) هم‌راستا با نتایج پژوهش حاضر، میزان فلاونوئیدها با گذشت زمان افزایش یافت (Pandey and Pandey-Rai, 2014) که بیان‌کنندة نقش حفاظتی و شاید افزایش بیان یا فعالیت‌آنزیم‌های مسیر بیوسنتزی این ترکیبات است.

مطابق با تجمع آرتمیزینین در بررسی حاضر در پاسخ به تابش UV، افزایش 100 درصدی تجمع این ماده در گیاه A. annuaدر پاسخ به تابش کوتاه‌مدت UV-B گزارش‌شده است. تحریک بیوسنتز آرتمیزینین در بررسی حاضر ممکن است مربوط به تبدیل سریع دی هیدرو آرتمیزینیک اسید به آرتمیزینین باشد که در تنش‌های غیرزیستی دیگر همچون شوری و فلزهای سنگین در پاسخ به افزایش گونه‌های فعال اکسیژن مشاهده‌ شده است (Qureshi et al., 2005). در بررسی دیگری بر گیاه A. annuaپیش‌تیمار با تابش UV-B و UV-C در چند مرحلة رشدونموی، افزایش تجمع آرتمیزینین را از دو روش سبب شد که عبارتند از: 1- تبدیل سریع پیش‌ماده به آرتمیزینین بر اثر افزایش گونه‌های فعال اکسیژن و 2- تنظیم مثبت بیان ژن‌های مسیر بیوسنتزی این ماده (Rai et al., 2011). این دو روش، احتمالاً بیان‌کنندة دلایل افزایش تولید آرتمیزینین در پاسخ به امواج UV در پژوهش حاضر نیز هستند.

اسانس شامل انواع مختلف ترکیبات شیمیایی است که به‌طور گسترده در تولید حشره‌کش، دارو، مواد معطر و آرایشی استفاده می‌شود و بخشی از آن‌ها شامل ترکیبات ترپنی است (Zhang and Björn, 2009). بررسی‌های مربوط به آثار تابش UV بر اسانس در گونه‌های گیاهی و نوع موج تابیده‌شده متفاوت هستند و به نظر می‌رسد علاوه‌بر گونه و طول‌موج، به مرحلة نموی گیاه نیز وابسته است. اسانس گیاه Taxus bachata شامل ترکیبات ترپنوئیدی است و بررسی دو نوع از آنها بیان‌کنندة افزایش این ترکیبات در پاسخ به تابش UV-A و UV-C است. Hajnos و همکاران (2001) مشاهده کردند میزان افزایش ترکیبات ترپنی در پاسخ به تابش UV-C بیشتر از UV-A است (Hajnos et al., 2001). علاوه‌براین، بررسی بر گیاه Tanacetum parthenium مشخص کرد تابش UV-(A+B) غلظت پارتنولید مشتق از ترکیبات ترپنی را تا سه برابر افزایش داد. نتایج به‌دست‌آمده از پژوهش حاضر نیز نشان دادند تابش UV تغییرات چشمگیر اسانس گیاه را سبب شد که علاوه‌بر اهمیت اقتصادی، بیان‌کنندة افزایش توان دفاعی گیاه در پاسخ به این تنش است (Fonseca et al., 2006). اگرچه مقدار ترکیبات اسانس گیاه درمنه در بررسی حاضر در پاسخ به انواع تابش UV متغیر بودند، در بیشتر مواقع این ترکیبات افزایش یافتند. همگام با این نتایج، بررسی‌ها بر گیاه Ocimum basilicumنشان دادند میزان ترکیبات اسانس در پاسخ به تابش UV-B با افزایش و کاهش همراه بودند؛ ولی بیشتر ترکیبات روند افزایشی را در پاسخ به تابش UV-B نشان دادند و حتی پژوهشگران، تابش UV-B را برای نمو غده‌های روغنی در گیاه یادشده الزامی دانستند (Ioannidis et al., 2002)؛ بنابراین با‌توجه‌به نتایج به دست‌آمده استنباط می‌شود استفادة کوتاه‌مدت از امواج UV به‌صورت تکی و ترکیبی به افزایش آرتمیزینین و نیز بیشتر ترکیبات ترپنی در اسانس گیاه درمنة کوهی منجر شد که اهمیت اقتصادی دارد.

 

جمع‌بندی

پژوهش حاضر نشان داد اگرچه تابش UV کاهش محتوای کلروفیل را سبب شد، انواع تابش‌های اعمال‌شده، بیشتر با افزایش آرتمیزینین و ترکیبات اسانس در زمان کوتاهی همراه بوده‌اند که با‌توجه‌به فواید آرتمیزینین اهمیت دارد. اگرچه تابش UV-(B+C) بیشترین افزایش آرتمیزینین را موجب شد، باتوجه‌به آثار زیان‌بار آن بر مقدار کلروفیل، استفاده از تابش‌های UV-B، UV-(A+B) و UV-(A+C) برای افزایش آرتمیزینین در کوتاه‌مدت پیشنهاد می‌شود.

 

سپاسگزاری

نگارندگان مقاله از دانشگاه پیام نور استان اصفهان برای حمایت از پژوهش حاضر سپاسگزاری می‌کنند.

 

Allen, D. J., Nogués, S. and Baker, N. R. (1998) Ozone depletion and increased UV-B radiation: is there a real threat to photosynthesis? Journal of Experimental Botany49(328): 1775-1788.

 

Balouchi, H., Sanavy, S. M., Emam, Y. and Dolatabadian, A. (2009) UV radiation, elevated CO2 and water stress effect on growth and photosynthetic characteristics in durum wheat. Plant, Soil and Environment55(10): 443-453.

Bhakuni, R., Jain, D., Sharma, R. and Kumar, S. (2001) Secondary metabolites of Artemisia annua and their biological activity. Current Science 80(1): 35-48.

Biggs, R., Kossuth, S. and Teramura, A. H. (1981) Response of 19 cultivars of soybeans to ultraviolet‐B irradiance. Physiologia Plantarum 53(1): 19-26.

Bijami, A., Rezanejad, F. and Sasan, H. A. (2011) The effects of post-harvest uv-b radiation on some antioxidant compounds, pal activity and total protein contents of ripe red tomato (lycopersicon esculentum). Journal of Plant Biology 2(6): 29-38 (in Persian).

Booij-James, I. S., Dube, S. K., Jansen, M. A., Edelman, M. and Mattoo, A. K. (2000) Ultraviolet-B radiation impacts light-mediated turnover of the photosystem II reaction center heterodimer in Arabidopsis mutants altered in phenolic metabolism. Plant Physiology 124(3): 1275-1284.

Dupont, B., Dromer, F. and Improvisi, L. (1996) The problem of resistance to azoles in Candida. Journal de Mycologie Médicale6(2): 12-19.

Efferth, T., Romero, M. R., Wolf, D. G., Stamminger, T., Marin, J. J. and Marschall, M. (2008) The antiviral activities of artemisinin and artesunate. Clinical Infectious Diseases47(6): 804-811.

ElSohly, H. N., Croom, E. M. and ElSohly, M. A. (1987) Analysis of the antimalarial sesquiterpene artemisinin in Artemisia annua by high-performance liquid chromatography (HPLC) with postcolumn derivatization and ultraviolet detection. Pharmaceutical Research4(3): 258-260.

Fonseca, J. M., Rushing, J. W., Rajapakse, N. C., Thomas, R. L. and Riley, M. B. (2006) Potential implications of medicinal plant production in controlled environments: the case of feverfew (Tanacetum parthenium). Horticultural Science41(3): 531-535.

Ghahreman, A. (1983) The colorful flora of Iran. vols. 14-17. Research institute of forests and rangelands, Tehran (in Persian).

Hajnos, M., Zabel, A. and Glowniak, K. (2001) The influence of ultraviolet radiation on the content of pharmacologically active taxoids in yew tissues. Phytomedicine 8(2): 139-143.

Hofmann, R. W. (2014) UV effects in plants-case studies from New Zealand with a northern hemisphere twist. In: Effects on Human Health and the Environment. Proceeding of NIWA UV Workshop, Auckland, New Zealand.

Hollósy, F. (2002) Effects of ultraviolet radiation on plant cells. Micron 33(2): 179-197.

Ioannidis, D., Bonner, L. and Johnson, C. B. (2002) UV‐B is required for normal development of oil glands in Ocimum basilicum L. (Sweet Basil). Annals of Botany 90(4): 453-460.

Kargar, K. S., Jamei, R. and Hosseini, S. S. (2013) Changes in physiological anatomical and parameters of okra (hibiscus esculentus L.) under different ultraviolet radiation. Journal of Plant Biology 5(16): 13-26 (in Persian).

Lawlor, D. W. and Cornic, G. (2002) Photosynthetic carbon assimilation and associated metabolism in relation to water deficits in higher plants. Plant, cell and environment25(2): 275-294.

Liakoura, V., Manetas, Y. and Karabourniotis, G. (2001) Seasonal fluctuations in the concentration of UV‐absorbing compounds in the leaves of some Mediterranean plants under field conditions. Physiologia Plantarum111(4): 491-500.

Lichtenthaler, H. K. and Wellburn, A. R. (1983) Determinations of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents. Biochemical Society Transactions11: 591-592.

Lutz, C., Schonauer, E. and Neuner, G. (2005) Physiological adaptation before and after snow melt in green overwintering leaves of some alpine plants. Phyton 45: 139-156.

Mahboubi, M. and Bidgoli, Q. (2009) Chemical composition and antimicrobial activity of Artemisia aucheri Boiss. essential oil. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants 25(3): 429-440.

Mahdavian, K., Ghorbanli, M., Kalantari, K. and Mohamadi, G. (2006) The effect of different bands of ultraviolet radiation on morphological and physiological parameters in pepper (Capsicum annuum L.). Iranian Journal of Biology 19(1): 43-53 (in Persian).

Morales, L. O., Tegelberg, R., Brosché, M., Keinänen, M., Lindfors, A. and Aphalo, P. J. (2010) Effects of solar UV-A and UV-B radiation on gene expression and phenolic accumulation in Betula pendula leaves. Tree Physiology 30(7): 923-934.

Mozaffarian, V. (1996) Dictionary of Iranian plant names. Farhang Moaser, Tehran (in Persian).

Nasibi, F., Kalantari, K. and Rashidi, M. (2003) Investigation of change in morphological and physiological parameter induced by UV-A, UV-B and UV-C of ultraviolet radiation in colza seedling (Brassica napus). Research and Reconstruction 16(3): 97-103.

Pandey, N. and Pandey-Rai, S. (2014) Short term UV-B radiation-mediated transcriptional responses and altered secondary metabolism of in vitro propagated plantlets of Artemisia annua L.. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 116(3): 371-385.

Paul, N. D. and Gwynn-Jones, D. (2003) Ecological roles of solar UV radiation: towards an integrated approach. Trends in Ecology and Evolution 18(1): 48-55.

Qureshi, M. I., Israr, M., Abdin, M. and Iqbal, M. (2005) Responses of Artemisia annua L. to lead and salt-induced oxidative stress. Environmental and Experimental Botany 53(2): 185-193.

Rai, R., Meena, R. P., Smita, S. S., Shukla, A., Rai, S. K. and Pandey-Rai, S. (2011) UV-B and UV-C pre-treatments induce physiological changes and artemisinin biosynthesis in Artemisia annua L.-An antimalarial plant. Journal of Photochemistry and Photobiology. B, Biology 105(3): 216-225.

Razavizadeh, R. and Komatsu, S. (2018) Changes in essential oil and physiological parameters of callus and seedlings of Carum copticum L. under in vitro drought stress. Journal of Food Measurement and Characterization12(3): 1581-1592.

Ryan, K. G., Swinny, E. E., Markham, K. R. and Winefield, C. (2002) Flavonoid gene expression and UV photoprotection in transgenic and mutant Petunia leaves. Phytochemistry 59(1): 23-32.

Sakihama, Y., Cohen, M. F., Grace, S. C. and Yamasaki, H. (2002) Plant phenolic antioxidant and prooxidant activities: phenolics-induced oxidative damage mediated by metals in plants. Toxicology 177(1): 67-80.

Shen, X., Dong, Z. and Chen, Y. (2015) Drought and UV-B radiation effect on photosynthesis and antioxidant parameters in soybean and maize. Acta Physiologiae Plantarum37(2): 25-32.

Smirnoff, N. and Wheeler, G. L. (2000) Ascorbic acid in plants: biosynthesis and function. Critical Reviews in Plant Sciences 19(4): 267-290.

Wink, M. (2010) Annual plant reviews, functions and biotechnology of plant secondary metabolites, vol. 39. John Wiley and Sons, New York.

Yu, Z. Z., Fu, C. X., Han, Y. S., Li, Y. X. and Zhao, D. X. (2006) Salicylic acid enhances jaceosidin and syringin production in cell cultures of Saussurea medusa. Biotechnology Letters 28(13): 1027-1031.

Zhang, J. and Kirkham, M. (1996) Antioxidant responses to drought in sunflower and sorghum seedlings. New Phytologist132(3): 361-373.

Zhang, W. J. and Björn, L. O. (2009) The effect of ultraviolet radiation on the accumulation of medicinal compounds in plants. Fitoterapia80(4): 207-218.

Zhao, J., Davis, L. C. and Verpoorte, R. (2005) Elicitor signal transduction leading to production of plant secondary metabolites. Biotechnology Advances23(4): 283-333.

Zhishen, J., Mengcheng, T. and Jianming, W. (1999) The determination of flavonoid contents in mulberry and their scavenging effects on superoxide radicals. Food Chemistry64(4): 555-559.

Ginefra Toni, J. P. (2017) Comparative morphology of the perianth in the tribe Sanguisorbeae (Rosaceae). MSc thesis, University of Basel, Basel, Switzerland.

Hebda, R. J., Chinnappa, C. C. and Smith, B. M. (1988) Pollen morphology of the Rosaceae of Western Canada: I. Agrimonia to Crataegus. Grana 27(2): 95-113.

Juzepczuk, S. W. )1941( Alchemilla. In: Flora of USSR (Ed. Komarov, V. L.) vol. 13, 289-410. Izd Akad Nauk SSSR, Moskva-Leningrad.

Kalkman, K. (2004) Rosaceae. In: The families and genera of vascular plants (Ed. Kubitzki, K.) 343-386. Springer-Verlag, Berlin. Kerr, M. S. (2004) A phylogenetic and biogeographic analysis of Sanguisorbeae (Rosaceae), with emphasis on the Pleistocene radiation of the high Andean genus Polylepsis. PhD Dissertation, University of Maryland, Maryland, US.

Khatamsaz, M. (1993) Flora of Iran, Rosaceae. vol. 6. Research Institute of Forests and Rangeland, Tehran (in Persian).

Linnaeus, C. (1753) Species plantarum. vol 1, Salvius, Stockholm.

Metcalf, C. R. and Chalk, L. )1957( Anatomy of the dicotyledons. vol. 2, Claredon Press, Oxford.

Mishima, M., Ohmido, N., Fukui, K. and Yahara, T. )2002) Trends in site-number change of rDNA loci during polyploid evolution in Sanguisorba (Rosaceae). Chromosoma 110: 550-558.

Muñoz Garmendia, F. and Navarro, C. (1998) Notas acerca del género Sanguisorba L. (Rosaceae) en la Península Ibérica y Baleares. Anales del Jardín Botánico de Madrid 56: 174-176.

Nordborg, G. )1961) The genus Sanguisorba section Poterium. Experimental studies and taxonomy. Opera Botanica 16: 1-166.

Nordborg, G. (1966) Sanguisorba L., Sarcopoterium Spach, and Bencomia Webb & Berth. Delimitation and subdivision of the genera. Opera Botany 11: 1-103.

Nordborg, G. )1967( The genus Sanguisorba section Poterium. Experimental studies and taxonomy. Opera Botanica 16: 1-166.

Potter, D., Eriksson, T., Evans, R. C., Oh, S., Smedmark, J. E. E., Morgan, D. R., Kerr, M., Robertson, K. R., Arsenault, M., Dickinson, T. A. and Campbell, C. S. (2007) Phylogeny and classification of Rosaceae. Plant Systematic and Evolution 266: 5-43.

Ryan, B. F. and Joiner, B. L. (2001) MINITAB handbook. 4th Edition, Duxbury Press, Pacific Grove, CA.

Purohit, K. M. and Panigrahi, G. (1984) The genus Sanguisorba (Rosaceae) in India. Blumea 30: 51-68

Scopoli, I. A. (1772) Flora Carniolica. vol. 1, 2nd edition, Impensis Ioannis Pavli Krauss, Vienna

Tantawy, M. E. and Naseri, M. M. (2003) A contribution to the achene knowledge of Rosoideae (Rosaceae) LM and SEM. Intentional Journal of Agriculture Biology 5: 105-112.

Zhang, S. D, Jin, J. J., Chen, Si. Y., Chase, M. W., Soltis, D. E., Li, H. T., Yang, J. B., Li, D. Z. and Yi, T. S. (2017) Diversification of Rosaceae since the Late Cretaceous based on plastid phylogenomics. New Phytologist 214: 1355-1367.