بررسی تاثیر کاربرد کودهای زیستی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر بر خصوصیات فیزیولوژیکی گیاه دارویی شنبلیله (Trigonella foenum-graecum L.) در شرایط تنش کم‌آبی

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 علوم زراعی دانشکده کشاورزی دانشگاه ارومیه

2 گروه علوم خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه ارومیه

چکیده

به منظور بررسی تأثیر کودهای زیستی بر خصوصیات فیزیولوژیکی گیاه دارویی شنبلیله تحت شرایط تنش رطوبتی، آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار انجام شد. سطوح مختلف آبیارى در سه سطح (آبیاری بعد از 50، 100 و 150 میلی‌متر تبخیر از تشتک تبخیر) به عنوان فاکتور اول و کاربرد کودهای زیستی در چهار سطح شامل: تلقیح با قارچ میکوریزا+ ازتوباکتر، قارچ میکوریزا، ازتوباکتر و بدون تلقیح با قارچ میکوریزا به عنوان فاکتور دوم در نظر گرفته شدند. نتایج نشان داد میزان پراکسید‌هیدروژن، مالون‌دی‌آلدئید و گلیسین بتایین در تلقیح با قارچ میکوریزا+ ازتوباکتر در سطوح مختلف آبیاری به طور معنی‌داری کاهش یافت. بیشترین میزان آسکوربیک اسید (23/7 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) و گلوتاتیون (20/36 میلی‌گرم بر گرم وزن تر) در تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر تحت شرایط آبیاری مطلوب به ترتیب را نشان دادند. تنش کم‌آبی منجر به کاهش معنی‌دار قندهای‌ محلول گردید، بطوری که گیاهان تلقیح شده با قارچ میکوریزا + ازتوباکتر باعث افزایش میزان قندهای محلول در شنبلیله گردید. حداکثر میزان پرولین در تیمار شاهد و آبیاری در سطح 150 میلی‌متر تبخیر از تشتک به‌دست آمد. بطوری که فعالیت آنزیم کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و گلوتاتیون ردوکتاز در گیاهان تلقیح شده با میکروارگانیسم‌ها تحت شرایط تنش خشکی 100 و 150 میلیمتر تبخیر از تشتک نسبت به سطح 50 میلیمتر تبخیر از تشتک کاهش نشان داد. بر این اساس افزایش فعالیت آنتی‌اکسیدان‌های آنزیمی و افزایش تولید آنتی‌اکسیدان‌های غیرآنزیمی در تیمار تلفیقی قارچ میکوریزا + باکتری، می‌تواند منجر به کاهش آسیب‌پذیری از اکسیژن فعال و افزایش تحمل به تنش کم‌آبی شود.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Effect of application of mycorrhizal fungus and Azotobacter on physiological characteristics of Trigonella foenum-graecum L. under water stress conditions

نویسندگان [English]

  • Amir Rahimi 1
  • Behnam Dovlati 2
  • Reza Amirnia 1
  • Saied Heydarzade 1
1 Department of Agronomy, Faculty of Agriculture, University of Urmia,
2 Soil Science department, Urmia University
چکیده [English]

In order to investigate the effect of biofertilizers on biochemical properties of fenugreek plant under stress conditions, a factorial experiment was conducted in a randomized complete block design with three replications. Different levels of irrigation were considered at three levels (irrigation after 50, 100 and 150 mm evaporation from evaporation pan) as the first factor and application of biological fertilizers in four levels included as mycorrhizal + Azotobacter, mycorrhizal fungi, Azotobacter and control (no biofertilizer) as the second factor. The results revealed that the hydrogen peroxide, malondialdehyde and glycine betaine in mycorrhiza + Azotobacter treatment decreased significantly in different levels of irrigation. The highest content of ascorbic acid (7.23 mgkg-1 fw) and glutathione (36.20 mgkg-1 Fw) were observed in combined mycorrhizal fungi and Azotobacter treatment in optimum irrigation conditions. Water deficit stress reduced significantly soluble sugars, so Mycorrhizal+Azotobacter treatment increased the amount of soluble sugars in Fenugreek. The maximum amount of proline was observed in control (without biofertilizer) and irrigation treatment with 150 mm evaporation from the pan. So that the activity of catalase, ascorbate peroxidase and glutathione reductase in the inoculated plants with microorganisms under drought stress conditions of 100 and 150 mm evaporation from pan compared to 50 mm evaporation from pan was decreased. On this basis, the increase of enzymatic antioxidants activity and the enhancement of non-enzymatic antioxidants production in combined treatment of mycorrhiza+bacteria, can reduce the activated oxygen vulnerability, and could increase the tolerance to water stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Ascorbic acid
  • Antioxidant
  • Mycorrhizal symbiosis
  • Drought stress
  • Malondialdehyde

شنبلیله با نام علمی Trigonella foenum-graecum L.، گیاهی نهان‌دانه از دولپه‌ای‌های جداگلبرگ است که جزو راستۀ گل سرخ (Rosales)، تیرۀ نخود Fabaceae))، زیرتیرۀ پروانه‌داران (Papilionaceae) و جنس (Trigonela L.) از گروه Trifolia قرار دارد. نام این گیاه از کلمۀ یونانی به معنای مثلث (به‌علت مثلثی‌بودن برگچه‌ها) و foenum-graecum به معنای Greek hay یا علف یونانی (به‌علت کاربردهای فراوان در یونان باستان) گرفته شده است. شنبلیله علاوه‌بر مصرف به‌شکل سبزی، گیاهی است که مصرف ادویه‌ای، دارویی (ضدفشار خون، دیابت و ...) و آرایشی دارد و به‌عنوان کود سبز استفاده می‌شود (Bairwa and Kaushik, 2010). باتوجه‌به گستردگی کشت شنبلیله در جهان، این گیاه با تنش‌های غیرزندۀ محیطی مختلف ازجمله تنش خشکی در طول فصل رشد مواجه می‌شود .(Dadrasan et al., 2015; Bairwa and Kaushik, 2010).

تنش خشکی ازجمله تنش‌های محیطی است که علاوه‌بر کاهش رشد رویشی و تغییر ساختارهای آناتومیکی گیاه، از طریق ایجاد تنش ثانویه نظیر تنش اکسیداتیو سبب تغییر در مسیرهای سنتز ترکیبات و متابولیت‌های ثانویه می‌شود (Sharma et al., 2012; Rajaeian et al., 2015). مطالعه‌های بسیاری در زمینۀ افزایش تجمع گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) طی تنش خشکی گزارش شده‌اند. گیاهان از طریق سازوکارهای آنتی‌اکسیدانی آنزیمی و غیرآنزیمی گونه‌های فعال اکسیژنی ایجادشده را کاهش می‌دهند (Hasanuzzaman et al., 2013)؛ تجمع گونه‌های فعال اکسیژن در سلول موجب آسیب‌رسیدن به لیپیدهای غشا، پروتئین‌ها و نوکلئیک‌اسید می‌شود. طی فتوسنتز در وضعیت کم‌آبی، نشت زیاد الکترون به‌سمت O2 اتفاق می‌افتد و انواع مختلف ROS نظیر سوپراکسید، پراکسیدهیدروژن، رادیکال هیدروکسیل و رادیکال اکسیژن تولید می‌کند. گیاهان دارای سازوکارهای آنتی‌اکسیدان آنزیمی و غیرآنزیمی برای مقابله با تنش اکسیداتیو ناشی از گونه‌های فعال اکسیژن هستند. رادیکال سوپراکسید ممکن است به‌وسیلۀ آنزیم سوپراکسیددیسموتاز به H2O2 و سپس در کلروپلاست به‌وسیلۀ آسکوربات‌پراکسیداز به آب تبدیل شود؛ همچنین H2O2 منتشر‌شده به بخش بیرونی کلروپلاست به‌وسیلۀ آنزیم کاتالاز در سلول‌های برگ پاک‌سازی می‌شود. در وضعیت خشکی، تنفس نوری به‌علت محدود‌شدن جذب و تثبیت CO2 و افزایش فعالیت اکسیژنازی آنزیم روبیسکو افزایش می‌یابد که این امر افزایش تولید H2O2 را در پی دارد (Miller et al., 2010).

آنزیم‌های کاتالاز (CAT) و آسکوربات‌پراکسیداز (APX) نقش مهمی در حذف H2O2 ایفا می‌کنند و هرکدام میل ترکیبی متفاوتی با این نوع ROS دارند. کاتالاز برای عمل به نیروی احیایی نیاز ندارد، ولی آسکوربات‌پراکسیداز برای فعالیت به عامل احیایی نیاز دارد. سطح تمایل کاتالاز به H2O2 کمتر از آسکوربات‌پراکسیداز است. آسکوربات‌پراکسیداز در بیشتر اندامک‌های سلولی وجود دارد؛ درحالی‌که کاتالاز فقط در پراکسی‌زوم یافت می‌شود. پیشنهاد شده است آسکوربات‌پراکسیداز ممکن است تنظیم‌کننده و کنترل‌کنندۀ درون‌سلولی مناسبی برای حفظ تعادل ROS باشد (Mittler, 2002).

تنظیم اسمزی ازجمله سازوکارهای پاسخ به تنش‌های محیطی است. تنظیم اسمزی نوعی سازگاری به تنش کمبود آب است که می‌تواند از طریق تجمع مواد محلول در سلول‌ها به حفظ تورژسانس سلول‌ها و فرایندهای وابسته به آن در پتانسیل‌های کم آب منجر شود. در زمان تنش‌های غیرزیستی مانند خشکی، مولکول‌های آلی دارای وزن مولکولی کمتر مانند قندهای محلول، پرولین، پروتئین و بتائین در ریشه‌ها و اندام‌های هوایی گیاهان به‌منزلۀ تنظیم‌کننده‌های اسمزی عمل می‌کنند (Lokhande et al., 2010). قندهای محلول به‌عنوان تنظیم‌کنندۀ اسمزی، ثبات‌دهندۀ غشاهای سلولی و حفظ‌کنندۀ تورژسانس سلول‌ها عمل می‌کنند و در گیاهانی که قندهای محلول در پاسخ به تنش خشکی تجمع می‌یابند، تنظیم اسمزی بهتر انجام می‌شود (Slama et al., 2007).

کودهای زیستی نظیر قارچ‌های میکوریزا و ازتوباکتر نقش مهمی در کشاورزی پایدار دارند؛ درحقیقت، قارچ‌های میکوریزا و همزیستی آنها با گیاهان سبب تغییراتی در روابط آبی گیاه و درنتیجه، بهبود مقاومت به خشکی یا تحمل در گیاه میزبان می‌شود (Habibzadeh et al., 2015). قارچ‌های میکوریزا با جذب عناصر غذایی مانند فسفر و همچنین تعدیل اثر تنش‌های محیطی، افزایش مقاومت نسبت به عوامل بیماری‌زا، کاهش آسیب‌های ریشه‌ای و تشدید فعالیت تثبیت زیستی نیتروژن سبب بهبود رشد گیاهان و افزایش عملکرد آنها می‌شوند (Baum et al., 2015). گزارش شده است قارچ میکوریزا از طریق کاهش پراکسیداسیون لیپیدها و نفوذپذیری غشا و افزایش تجمع ترکیبات تنظیم‌کنندۀ اسمزی و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان قادر به کاهش خسارت ناشی از تنش خشکی است (Zhu et al., 2010). باکتری‌های تثبیت‌کنندۀ نیتروژن مانند ازتوباکتر در محیط ریشۀ گیاه توانایی ساخت و ترشح مواد زیستی فعال را دارند که تأثیر مثبت و مفیدی در توسعۀ سیستم ریشه‌ای دارد و عملکرد گیاهان زراعی و ویژگی‌های خاک را با بهبود جذب آب و عناصر غذایی و تثبیت زیستی نیتروژن تحت‌تأثیر قرار می‌دهد (Mirzakhani et al., 2014)؛ به‌این‌ترتیب، آزمایش حاضر با هدف بررسی اثر کودهای زیستی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر بر ویژگی‌های فیزیولوژیکی گیاه دارویی شنبلیله در شرایط تنش کم‌آبی انجام شد.

 

مواد و روش‌ها.

پژوهش حاضر به‌شکل آزمایش فاکتوریل در قالب طرح پایۀ بلوک‌های کامل تصادفی با 12 تیمار و 3 تکرار طی سال زراعی 94-1393 و در مزرعۀ تحقیقاتی دانشکدۀ کشاورزی دانشگاه ارومیه انجام شد. برخی ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی خاک موردمطالعه به روش‌های استاندارد اندازه‌گیری شدند. آبیارى در سه سطح آبیاری پس‌از 50 (شاهد)، 100 (تنش متوسط) و 150 (تنش شدید) میلی‌متر تبخیر از تشتک تبخیر کلاس A به‌عنوان فاکتور اول و کاربرد کودهای زیستی هنگام کاشت در چهار سطح شاهد (بدون کاربرد کود زیستی)، قارچ میکوریزا، ازتوباکتر وترکیب ازتوباکتر+قارچ میکوریزا به‌عنوان فاکتور دوم انجام شد. کود زیستی ازتوباکتر به میزان 2 لیتر در هکتار در سایه با بذر آغشته شد. به‌منظور تلقیح بذرهای شنبلیله با میکوریزا، 1 گرم از خاکی که حاوی حدود 1000 اسپور بود، زیر بذر قرار داده شد. در نیمۀ اردیبهشت، بذرهای شنبلیله در ردیف‌هایی با فاصلۀ 25 سانتی‌متر و با تراکم زیاد (70 بذر در مترمربع) در عمق 3 تا 5 سانتی‌متری کشت شدند و سپس در مرحلۀ 4 تا 6 برگی برای رسیدن به تراکم مناسب (40 بوته در مترمربع) تنک شدند. به‌منظور جلوگیری از نشت آب به کرت‌های مجاور، فاصلۀ کرت‌های اصلی از یکدیگر برابر 5/1 متر و فاصلۀ بین دو بلوک برابر 3 متر در نظر گرفته شد. تمام مراقبت‌های زراعی برای تمام تیمارها به‌شکل یکنواخت انجام شدند. مقدار آب آبیاری بر اساس درصد رطوبت خاک و رساندن آن به ظرفیت زراعی با استفاده از رابطۀ زیر محاسبه و به خاک مزرعه اضافه شد (Benami and Ofen, 1984). در اوایل مرحلۀ زایشی، تعدادی بوته به‌طور تصادفی از هر کرت آزمایشی نمونه‌برداری و برگ‌های بخش بالایی بوته‌ها در فویل آلومینیومی بسته‌بندی و درون نیتروژن مایع فریز شده و تا زمان اندازه‌گیری شاخص‌های فیزیولوژیک در فریزر با دمای منفی 80 درجۀ سانتی‌گراد نگهداری شدند.

ویژگی‌های اندازه‌گیری‌شده.

فعالیت آنزیم: به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم، 25/0 گرم برگ تازه در 4 میلی‌لیتر بافر فسفات‌پتاسیم 05/0 مولار (اسیدیتۀ 5/7) حاوی پلی‌وینیل‌پیرولیدین (PVP) 1 درصد و EDTE 2/0 میلی‌مولار ساییده شد. تمام مراحل استخراج در یخ انجام شدند؛ سپس عصاره‌ها به‌مدت 20 دقیقه در 15000 دوردردقیقه و دمای 4 درجۀ سانتی‌گراد سانتریفیوژ شدند و از محلول شفاف رویی برای سنجش فعالیت آنزیم‌ها استفاده شد.

فعالیت کاتالاز باتوجه‌به تغییرات غلظت H2O2 در طول موج 240 نانومتر ارزیابی شد. در این روش، آنزیم کاتالاز موجود در نمونه با تجزیۀ پراکسید‌هیدروژن سبب کاهش جذب این ماده در طول موج 240 نانومتر می‌شود. مخلوط واکنش شامل 5/2 میلی‌لیتر بافر فسفات 50 میلی‌مولار (اسیدیتۀ 5/7)، 1/0 میلی‌لیتر پراکسیدهیدروژن 1 درصد و 50 میلی‌لیتر عصارۀ آنزیمی بود. فعالیت آنزیمی بر اساس تغییرات جذب در 60 ثانیه به‌ازای هر میلی‌گرم پروتئین خوانده شد (Maehly and Chance, 1959)..

مخلوط واکنش برای اندازه‌گیری فعالیت آسکوربات‌پراکسیداز شامل 2 میلی‌لیتر بافر فسفات‌پتاسیم 50 میلی‌مولار (اسیدیتۀ 7)، 1/0 میلی‌مولار EDTA، 2/0 میلی‌لیتر آسکوربات 5/0 میلی‌مولار، 2/0 میلی‌لیتر پراکسیدهیدروژن 5/1 میلی‌مولار و 50 میلی‌لیتر عصارۀ آنزیمی بود. اکسیداسیون آسکوربات توسط کاهش میزان جذب در 240 نانومتر تعیین شد (Chen and Asada, 1989).

اندازه‌گیری فعالیت آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتاز بر اساس احیای گلوتاتیون اکسید‌شده (GSSG) توسط آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتار با مصرف NADPH انجام شد (Sgherri et al., 1994). مخلوط واکنش شامل 100 میلی‌مولار بافر فسفات‌پتاسیم (اسیدیتۀ 7)، 5/0 میلی‌مولار گلوتاتیون اکسید‌شده (GSSG)، 50 میکرومولار NADPH، 5/1 میلی‌مولار MgCl2، 2/0 میلی‌مولار Na2EDTA و عصارۀ آنزیمی بود. میزان جذب نوری با اسپکترومتر در طول موج 340 نانومتر انجام شد.

محتوای آسکوربیک‌اسید: به‌منظور سنجش محتوای آسکوربیک‌اسید برگ، 1/0 گرم بافت گیاهی در 3 میلی‌لیتر سولفوسالیسیلیک‌اسید 5 درصد عصاره‌گیری شد و پس‌از سانتریفیوژ و جدا‌کردن محلول رویی، اسیدیته در محدودۀ 5/5 تا 5/6 تنظیم شد. محلول واکنش شامل تری‌کلرواستیک‌اسید 10 درصد، متافسفریک‌اسید، بی‌پیریدیل 4 درصد (حل‌شده در اتانول 70 درصد) و FeCl3 3 درصد بود. پس‌از گذشت 30 دقیقه، جذب نمونه‌ها با اسپکتروفتومتر در طول موج 525 نانومتر خوانده شد (Law et al., 1983).

به‌منظور اندازه‌گیری گلوتاتیون، 5/0 گرم برگ همراه با 5 میلی‌لیتر سولفوسالسیلیک‌اسید 5 درصد در هاون سرد هموژن شد و عصارۀ حاصل پس‌از صاف‌کردن، به‌مدت 10 دقیقه در 1000 دوردردقیقه سانتریفیوژ شد. مقدار 1 میلی‌لیتر از بخش رویی آن برداشته و اسیدیتۀ آن با 5/1 میلی‌لیتر بافر فسفات‌پتاسیم 5/0 میلی‌مولار روی 5/7 تنظیم شد. محلول واکنش شامل 5/0 میلی‌‌لیتر بافر سدیم‌فسفات 1/0 مولار، 5 میلی‌مولار EDTA، 2/0 میلی‌لیتر 5، 5- دی‌تیوبیس (2-نیتروبنزوئیک‌اسید) 6 میلی‌مولار، 1/0 میلی‌لیتر NADPH 2 میلی‌مولار و 1/0 میلی‌لیتر گلوتاتیون‌ردوکتاز بود. واکنش با اضافه‌کردن 1/0 میلی‌لیتر عصاره آغاز شد. تغییرات جذب با اسپکتروفتومتر در 412 نانومتر ثبت شد (Smith, 1985).

به‌منظور اندازه‌گیری مالون‌دی‌آلدئید با‌توجه‌به واکنش تیوباربیتوریک‌اسید (TBA)، 5/0 گرم بافت برگی تازه در 1 میلی‌لیتر تری‌کلرواستیک‌اسید (TCA) 5 درصد ساییده شد. عصارۀ حاصل به لوله‌های سانتریفیوژ منتقل و به‌مدت 10 دقیقه در 4000 دوردردقیقه و دمای اتاق سانتریفیوژ شد. مقدار 2 میلی‌لیتر از عصاره به 2 میلی‌لیتر تیوباربیتوریک‌اسید 6/0 درصد اضافه و به‌مدت 10 دقیقه در حمام آب جوش قرار داده شد. جذب محلول رویی در طول موج‌های 532، 600 و 450 نانومتر خوانده و میزان مالون‌دی‌آلدئید بر اساس رابطۀ زیر محاسبه شد (Zhang and Qu, 2004):  MDA=645×(A532–A600)–0.56×A450.

به‌منظور اندازه‌گیری پراکسیدهیدروژن، 5/0 گرم نمونۀ برگ در 5 میلی‌لیتر تری‌کلرواستیک‌اسید (TCA) 1/0 درصد هموژن شد؛ سپس نمونه‌ها به لوله‌های سانتریفیوژ منتقل و به‌مدت 15 دقیقه در دمای 4 درجۀ سانتی‌گراد با سرعت 15000 دور‌در‌دقیقه سانتریفوژ شدند و پس‌از‌آن، مقدار 5/0 میلی‌لیتر بافر فسفات‌پتاسیم 10 میلی‌مولار با اسیدیتۀ 7 و 1 میلی‌لیتر یدید‌پتاسیم 1 مولار به 5/0 میلی‌لیتر از محلول رویی اضافه شد. غلظت پراکسیدهیدروژن به‌وسیلۀ اسپکتوفتومتر در طول موج 390 نانومتر محاسبه شد (Velikova et al., 2000).

به‌منظور اندازه‌گیری گلایسین‌بتائین، 5/0 گرم بافت گیاهی با 20 میلی‌لیتر آب مقطر به‌مدت 48 ساعت در 25 درجۀ سانتی‌گراد قرار داده شد و پس‌از صاف‌کردن، عصاره به نسبت 1:1 با سولفوریک‌اسید 2 نرمال رقیق شد. نمونه‌ها به‌مدت 1 ساعت در لولۀ سانتریفیوژ و در آب یخ نگه داشته شدند؛ سپس معرف 2/0 میلی‌لیتر یدید- یدین‌پتاسیم سرد اضافه شد و نمونه‌ها به‌آهستگی با ورتکس مخلوط شدند. نمونه‌ها به‌مدت 16 ساعت در صفر تا 4 درجه سانتی‌گراد قرار داده شدند و سپس به‌مدت 15 دقیقه در 10000 دوردردقیقه سانتریفیوژ شدند و 1 میلی‌لیتر از فاز رویی با میکروپیپت جدا و در 9 میلی‌لیتر 1، 2- دی کلرواتان (به‌عنوان معرف) حل شد. پس‌از 2 ساعت، جذب در 365 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد (Grieve and Grattan, 1983).

اندازه‌گیری قندهای محلول کل برگ بر اساس روش فنل‌سولفوریک‌اسید تعیین شد؛ این روش مبتنی بر هیدرولیز اسیدی قندهای محلول و ایجاد ترکیب فورفورال است که با فنل تولید کمپلکس رنگی می‌کند. در این روش، 5/0 گرم برگ با اتانول 70 درصد هموژن شد. عصارۀ حاصل صاف و به‌خوبی با فنل 5 درصد مخلوط شد؛ سپس 5 میلی‌لیتر سولفوریک‌اسید غلیظ 98 درصد به آن افزوده و یک ساعت بعد، جذب محلول‌ها با اسپکتروفتومتر در طول موج 485 نانومتر خوانده شد (Dubois et al., 1956).

به‌منظور اندازه‌گیری پرولین برگ، 5/0 گرم بافت برگی در هاون ساییده و با 10 میلی‌لیتر سولفوسالسیلیک‌اسید 3 درصد هموژن و عصارۀ حاصل برای حذف بافت برگی صاف شد. به‌منظور استخراج پرولین، 1 میلی‌لیتر از محلول در لولۀ آزمایش ریخته و 1 میلی‌لیتر معرف نین‌هیدرین و 1 میلی‌لیتر استیک‌اسید گلی‌سیال به آن اضافه شد و به‌مدت 1 ساعت در 100 درجۀ سانتی‌گراد انکوباته شد؛ سپس بی‌درنگ واکنش‌ها در حمام یخ متوقف شدند. مقدار 4 میلی‌لیتر تولوئن به هر لوله افزوده و محتویات آنها به‌خوبی مخلوط شد. هر لوله از دو فاز تشکیل شده بود که محلول قرمز بخش رویی نمونه‌برداری و جذب آن در طول موج 520 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر تعیین شد (Bates et al., 1973). تجزیه‌و‌تحلیل داده‌ها پس‌از اطمینان‌یافتن از نرمال‌بودن آنها با نرم‌افزار SAS 9.1 انجام و برای مقایسۀ میانگین‌ها از روش چنددامنه‌ای دانکن در سطح احتمال 1 درصد استفاده شد.

محاسبۀ درصد کلونیزاسیون: حدود 1 گرم از ریشه‌های شـنبلیله رنـگ‌آمیـزی و تعـداد 50 قطعـۀ یـک سانتی‌متری برای ارزیـابی درصـد کلونیزاسیون ریشه بـه‌شکل تصادفی انتخاب شدند. قطعه‌های ریشه روی لام و درون محلول لاکتوفنل زیر میکروسکوپ بررسی شدند. میزان کلونیزاسیون با برآورد طولی ریشه‌ای که به سـاختمان قارچی آلوده بود، محاسـبه شـد (Garcia et al., 2012).

 

نتایج و بحث.

نتایج برخی از ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی خاک موردمطالعه در جدول 1 نشان داده شده‌اند.

نتایج جدول تجزیه واریانس نشان دادند فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، آسکوربات‌پراکسیداز، گلوتاتیون‌ردوکتاز، محتوای آسکوربیک‌اسید، گلوتاتیون، مالون‌دی‌آلدئید، پراکسید‌هیدروژن، گلایسین‌بتائین و پرولین تحت‌تأثیر اثر متقابل سطوح آبیاری و کود زیستی قرار گرفتند؛ در‌حالی‌که قندهای محلول تحت‌تأثیر اثر سادۀ تیمارهای آزمایشی قرار گرفتند (جدول 2).

 

 

جدول 1- برخی ویژگی‌های فیزیکوشیمیایی خاک منطقۀ موردمطالعه

فسفر

(mgkg-1)

پتاسیم

(mgkg-1)

کربن آلی

(درصد)

نیتروژن

(درصد)

کربنات‌کلسیم معادل (درصد)

شن (درصد)

سیلت

(درصد)

رس

(درصد)

بافت خاک

اسیدیته

هدایت الکتریکی (dSm-1)

1/9

297

18/1

06/0

83/15

18

43

39

لومی‌رسی

81/7

37/1

 

 

جدول 2- تجزیه واریانس برخی ویژگی‌های فیزیولوژیکی شنبلیله تحت‌تأثیر رژیم‌های آبیاری و کودهای زیستی

منابع تغییرات

درجۀ آزادی

کاتالاز

آسکوربات‌پراکسیداز

گلوتاتیون ردوکتاز

آسکوربیک‌اسید

گلوتاتیون

مالون‌دی‌آلدئید

پراکسیدهیدروژن

گلایسین بتائین

پرولین

قندهای محلول

تکرار

2

04/0

03/0

02/0

07/0

71/1

31/15

16/0

07/2

02/4

38/1

رژیم آبیاری

2

81/0**

65/0**

92/0**

26/1**

10/54**

83/1592**

35/10**

48/27**

88/92**

41/16**

کود زیستی

3

75/2**

93/1**

90/1**

69/2**

06/103**

66/349**

2**

64/38**

34/313**

57/39**

رژیم آبیاری×کود زیستی

6

35/0**

09/0**

28/0**

34/0**

98/12**

97/59**

25/0**

45/3*

44/8*

31/3ns

اشتباه آزمایشی

34

03/0

02/0

01/0

06/0

71/1

98/5

06/0

09/1

47/2

74/1

ضریب تغییرات (درصد)

 

53/4

97/4

13/5

67/4

80/4

04/5

13/5

66/4

17/5

38/5

ns، * و ** به‌ترتیب نشان‌دهندۀ عدم‌معنا‌داری و معنا‌داری در سطح احتمال پنج و یک درصد است.

 


فعالیت آنزیم کاتالاز: نتایج مقایسه میانگین داده‌ها نشان دادند با تأخیر در آبیاری، فعالیت آنزیم کاتالاز به‌طور معناداری کاهش می‌یابد؛ در‌حالی‌که کاربرد ترکیبی ریزموجودات در مقایسه با شاهد (بدون کاربرد کود زیستی) تأثیر معنا‌داری در افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز در هریک از سطوح آبیاری (50، 100 و 150 میلی‌متر تبخیر) نشان می‌دهد؛ به‌طوری‌که کاربرد ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر بیشترین تأثیر را در افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز دارد (جدول 3). کاهش فعالیت آنزیم کاتالاز به‌عنوان پاسخ کلی به تنش آبی (Pan et al., 2006; Liu et al., 2008) نتیجه‌ای از مهار سنتز آنزیم یا تغییر در جمع‌آوری آنزیم‌های زیرواحد در شرایط تنش است (Fazeli et al., 2018)؛ همچنین ممکن است با تخریب ناشی از پروتئازهای پراکسی‌زومی القا‌شده مرتبط باشد یا ممکن است پیامد غیرفعال‌شدن نوری آنزیم باشد (Liu et al., 2008). در شرایط تنش، افزایش متوسط فعالیت کاتالاز برگ در گیاهان تلقیح‌شده با ازتوباکتر و گیاهان میکوریزایی نشان می‌دهد تلقیح در این گیاهان قادر به افزایش فعالیت این آنزیم برای مقابله با خسارت اکسیداتیو ناشی از کمبود آب است؛ ازاین‌رو، مایه‌های تلقیح قادر به تنظیم واکنش‌های اکسیداتیو و دفاع آنتی‌اکسیدانی هستند (Ortiz et al., 2015).

فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز: میزان فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیدازدر گیاه شنبلیله با افزایش تنش خشکی کاهش یافت و حداکثر میزان فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز در گیاهان تلقیح‌شده با میکوریزا+ازتوباکتر با تیمار آبیاری در سطح 50 میلی‌متر تبخیر از تشتک به‌ دست آمد و میزان فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیدازدر تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر نسبت به شرایط کاربرد جداگانۀ قارچ میکوریزا و ازتوباکتر بیشتر بود (جدول 3).آسکوربات‌پراکسیداز، آنزیمی کلیدی در سامانۀ مهار آنزیمی ROS است که می‌تواند H2O2 تولید‌شده در کلروپلاست‌ها را از بین ببرد (Miller et al., 2010). با‌توجه‌به کاهش فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز در گیاهان شنبلیلۀ در معرض تنش کم‌آبی، گزارش شده است سطوح بالای H2O2 در شرایط تنش شدید آب می‌تواند آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی را مهار کند یا کاهش دهد (Fouad et al., 2014)؛به‌طوری‌که کاربرد تلفیقی قارچ میکـوریزا و باکتری‌های محرک رشد، تولیدات آنتی‌اکسیدانی را افزایش می‌دهند که این افزایش آنتی‌اکسیدانی موجب کم‌کردن گونـه‌هــای اکســیژن فعــال در برابــر تــنش و محافظــت ســلول‌ها در برابر تنش اکسیداتیو می‌شود. Andrade و همکاران (2010) در گزارش‌های خود، افزایش فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز را در گیاه لوبیا مایه‌زنی‌شده با کودهای زیستی عنوان کردند.

فعالیت آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتاز: نتایج نشان دادند بیشترین فعالیت آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتاز از تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر در سطح 50 میلی‌متر تبخیر از تشتک مشاهده می‌شود؛ به‌طوری‌که تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر در مقایسه با تیمار شاهد (بدون کاربرد کود زیستی)، میزان فعالیت آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتاز را در هر سه رژیم آبیاری افزایش می‌دهد، همچنین میزان فعالیت آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتاز در تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر نسبت به شرایط کاربرد جداگانۀ قارچ میکوریزا و ازتوباکتر بیشتر است (جدول 3). پژوهش حاضر نشان داد فعالیت آنزیم گلوتاتیون‌ردوکتاز در شرایط تنش کم‌آبی کاهش می‌یابد. افزایش فعالیت آنزیمی در گیاهان میکوریزایی، گیاهان تلقیح‌شده با باکتری ازتوباکتر و گیاهان با تلقیح دوگانه نشان داد ریزموجودات خسارت تنش اکسیداتیو ناشی از کمبود آب را کاهش می‌دهند. گزارش شده است همزیستی با قارچ میکوریزا به گیاهان کمک می‌کند با تنش خشکی مقابله کنند و احتمالاً با حفظ فرایندهای فتوسنتزی در اثر افزایش فعالیت‌های آنتی‌اکسیدانتی روبه‌رو ‌شوند (Mohammadi et al., 2019).

 

جدول 3- مقایسه میانگین برخی ویژگی‌های فیزیولوژیکی شنبلیله تحت‌تأثیر سطوح مختلف آبیاری و کود زیستی

سطوح آبیاری

کود زیستی

کاتالاز

آسکوربات پراکسیداز

گلوتاتیون ردوکتاز

گلوتاتیون

آسکوربیک‌اسید

مالون‌دی‌آلدئید

پراکسید‌هیدروژن

گلایسین‌ بتائین

پرولین

(میکرومول بر گرم وزن تر)

(میلی‌گرم پروتئین)

(میلی‌گرم بر گرم وزن تر)

(میکرومول بر گرم وزن تر)

50

میکوریزا + ازتوباکتر

25/5a

05/4a

49/3a

20/36a

23/7a

13/33h

40/3g

28/19e

14/28de

میکوریزا

91/3b

14/3c

91/2b

07/28c

60/5c

77/35gh

68/3fg

40/20cde

91/28d

ازتوباکتر

83/3 bcd

87/2 cd

25/2cd

50/27cd

49/5 cde

55/39 fg

06/4 ef

02/22cd

73/33c

شاهد

76/3bcd

80/2de

21/2cd

04/27cd

40/5cde

30/40ef

14/4e

34/22 c

51/43a

100

میکوریزا + ازتوباکتر

21/5a

50/3b

46/3a

87/27cd

24/6b

08/41ef

80/4d

11/20de

86/23fg

میکوریزا

86/3cd

90/2cd

27/2c

47/27cd

50/5cde

25/44de

13/5cd

46/21cd

89/25ef

ازتوباکتر

73/3bcd

59/2ef

19/2cd

45/25de

35/5cde

01/46d

31/5c

22/22c

17/29d

شاهد

49/3de

40/2g

02/2de

05/24ef

01/5ef

62/62b

98/5b

04/25b

55/37b

150

میکوریزا + ازتوباکتر

88/3cd

12/3c

29/2c

24/31b

57/5cd

74/50c

18/5cd

67/21cd

61/22g

میکوریزا

82/3bcd

07/3cd

25/2cd

72/27cd

49/5cde

61/61b

27/5cd

05/22cd

30/24fg

ازتوباکتر

54/3cde

45/2fg

05/2cde

78/22fg

08/5def

66/65ab

37/5c

50/25b

02/31cd

شاهد

35/3e

29/2g

92/1e

09/21g

80/4f

93/67a

89/6a

82/28a

49/33c

                       

میانگین‌های دارای حروف مشترک در هر ستون، اختلاف معنی‌داری بر اساس آزمون دانکن در سطح احتمال پنج درصد ندارند.

 


گلوتاتیون و آسکوربیک‌اسید: بر اساس نتایج، میزان گلوتاتیون و آسکوربیک‌اسید با تأخیر در آبیاری به‌طور معنا‌داری کاهش یافت؛ به‌طوری‌که کاربرد ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر در شرایط آبیاری مطلوب، بیشترین غلظت گلوتاتیون و آسکوربیک‌اسید را در برگ‌ها نشان داد؛ در‌حالی‌که کمترین میزان آنها در گیاهان بدون تلقیح با کودهای زیستی و در شرایط تنش آبی (150 میلی‌متر تبخیر) مشاهده شد (جدول 3). گزارش شده است افزایش آنتی‌اکسیدان‌های غیرآنزیمی مانند گلوتاتیون و آسکوربیک‌اسید نقشی کلیدی در اجتناب از تنش اکسیداتیو ناشی از کمبود آب در گیاهان عالی بازی می‌کند (Taïbi et al., 2016)؛ ازاین‌رو، کابرد ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر از طریق افزایش گلوتاتیون و آسکوربیک‌اسید باعث تحمل گیاه شنبلیله در شرایط تنش خشکی می‌شود. گزارش شده است تلقیح گیاه کتان با قارچ میکوریزا باعث افزایش گلوتاتیون به‌عنوان ترکیب حفاظتی برای مقابله با آثار ناشی از کمبود آب می‌شود (Ruiz-Sanchez et al., 2011). هر دو تلقیح با قارچ میکوریزا و تلقیح با ازتوباکتر به‌طور خالص باعث افزایش غلظت گلوتاتیون در مقایسه با تیمار شاهد شد که به ‌دنبال تلقیح دوگانه، اثر افزایشی داشتند.

مالون‌دی‌آلدئید: غلظت مالون‌دی‌آلدئید به‌عنوان شاخصی از پراکسیداسیون لیپید در برگ گیاهان تحت‌تنش خشکی بیشتر بود؛ به‌طوری‌که با تأخیر در آبیاری، غلظت مالون‌دی‌آلدئید به‌طور معنا‌داری افزایش یافت. استفاده از ریزموجودات نقش مهمی در کاهش غلظت مالون‌دی‌آلدئید در شرایط تنش خشکی دارد (جدول 3). در شرایط تنش کم‌آبی، غلظت زیاد مالون‌دی‌آلدئید در برگ‌ها ممکن است با تجمع زیاد H2O2 در گیاهان همراه باشد که نشان‌دهندۀ میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی است (Gill and Tuteja, 2010)؛ باوجوداین، گیاهان تلقیح‌شده دارای مالون‌دی‌آلدئید کمتری نسبت به گیاهان شاهد تلقیح‌نشده بودند که نشان‌دهندۀ دخالت هر دو نوع ریزموجود در متابولیسم ROS است (Mo et al., 2016). گزارش شده است در اثر تنش کم‌آبی، غلظت مالون‌دی‌آلدئید در گونه‌های میکوریزی نسبت به شاهد کاهش می‌یابد، اما این کاهش در گونه‌های قارچ همزیست یکسان نیست (Ruiz‐Lozano et al., 2001).

پراکسیدهیدروژن: میزان پراکسیدهیدروژن برگ همراه با افزایش تنش خشکی افزایش یافت؛ به‌طوری‌که تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر در مقایسه با تیمار شاهد (بدون کاربرد کود زیستی)، میزان پراکسیدهیدروژن را در هر سه رژیم آبیاری کاهش داد و میزان پراکسیدهیدروژن در تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر نسبت به شرایط کاربرد جداگانۀ قارچ میکوریزا و ازتوباکتر کمتر بود (جدول 3). حفاظت از گیاهان میزبان در برابر تنش‌اکسیداتیو با افزایش فعالیت آنزیم آنتی‌‌اکسیدان، مسئول حذف ROS است که نشان‌دهندۀ تجمع کم پراکسیدهیدروژن است (Fouad et al., 2014). در شرایط دیم، غلظت زیاد مالون‌دی‌آلدئید در برگ‌ها ممکن است با تجمع زیاد ‌پراکسیدهیدروژن در گیاهان همراه باشد که نشان‌دهندۀ میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی است (Gill and Tuteja, 2010). قارچ‌های میکوریزا در تولید جاروب‌کننده‌های رادیکال‌های پروکسیل، پایداری سلولی در برابر رادیکال‌های آزاد و ایجاد سیستم قوی مهار‌کننده در برابر ROS نقش مهمی دارند (Ashraf and Foolad, 2007)؛باوجوداین، گیاهان تلقیح‌شده دارای مالون‌دی‌آلدئید کمتری نسبت به گیاهان شاهد تلقیح‌نشده بودند که نشان‌دهندۀ دخالت هر دو نوع ریزموجود در متابولیسم ROS است (Mo et al., 2016).

گلایسین‌بتائین: نتایج مقایسه میانگین داده‌ها نشان دادند با تأخیر در آبیاری، میزان گلایسین‌بتائین به‌طور معنا‌داری افزایش می‌یابد. کاربرد ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر در مقایسه با شاهد (بدون کاربرد کود زیستی) تأثیر معنا‌داری در کاهش میزان گلایسین‌بتائین در هریک از سطوح آبیاری (50، 100 و 150 میلی‌متر تبخیر) نشان می‌دهد؛ به‌طوری‌که کاربرد ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر بیشترین کاهش را در غلظت گلایسین‌بتائین نشان می‌دهد (جدول 3). گزارش شده است گلایسین‌بتائین به‌عنوان عامل سازگاری مؤثر در حفاظت از دستگاه فتوسنتزی و افزایش توان فتوسنتزی طی شرایط تنش خشکی در گیاه ذرت تجمع می‌یابد (Ali and Ashraf, 2011). گلایسین‌بتائین ممکن است سبب کاهش از‌دست‌دادن آب سیتوپلاسم و حفظ تورگر در گیاهان در معرض کمبود آب شود (Ashraf and Foolad, 2007). گزارش شده است غلظت گلایسین‌بتائین در برگ گیاه لوبیا همراه با افزایش تنش کم‌آبی در شرایط استفاده از قارچ‌های میکوریزا، افزایش تدریجی نشان می‌دهد Andrade et al., 2010)). نتایج یادشده نشان می‌دهند گونه‌های میکوریز نسبت به غیرمیکوریز در تعدیل تنش نقش دارند و ممکن است تجمع این اسمولیت در برگ از طریق کاهش پتانسیل اسمزی و پتانسیل آب سلول، امکان ادامۀ جذب آب را برای سلول فراهم کند.

پرولین: میزان پرولین در برگ با افزایش تنش خشکی افزایش یافت. بیشترین میزان پرولین در گیاهان بدون کاربرد کود زیستی (شاهد) طی تیمار آبیاری در سطح 150 میلی‌متر تبخیر از تشتک به‌ دست آمد و کمترین میزان پرولین نیز از گیاهان تحت‌تیمار تلفیقی میکوریزا و ازتوباکتر در سطح 50 میلی‌متر تبخیر از تشتک حاصل شد و غلظت پرولین در تیمار ترکیبی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر نسبت به شرایط کاربرد جداگانۀ قارچ میکوریزا و ازتوباکتر کمتر بود (جدول 3). تجمع پرولین در شرایط تنش ممکن است به‌علت کاهش اکسیداسیون پرولین یا تحریک سنتز آن از گلوتامات یا افزایش فعالیت آنزیم پروتئاز باشد (Sharma and Kuhad, 2006). پرولین نقش محافظت‌کنندگی آنزیم‌های سیتوزولی (حفاظت از آنزیم کربوکسیلاز) و ساختار سلولی را بر عهده دارد؛ ازاین‌رو، پرولین طی شرایط تنش در سلول انباشت می‌شود (Fang and Xiong, 2015). شرایط کم‌آبی از طریق افزایش بیان آنزیم‌های سنتزکنندۀ پرولین و کاهش فعالیت آنزیم‌های تخریب پرولین (Serraj and Sinclair, 2002) سبب افزایش پرولین در گیاه می‌شود. دلایل مختلفی برای تجمع پرولین در گیاه طی شرایط کم‌آبی ارائه شده‌اند که برخی آن را به‌علت اثر تنظیمی ABA بر فرایندهای نوری در متابولیسم پرولین (Schutz and Fangmeir, 2001) و برخی آن را به‌علت وجود ترکیبات پرانرژی حاصل از فتوسنتز می‌دانند که سبب تحریک سنتز پرولین می‌شود (Zhang and Qu, 2004). معمولاً گیاهان میکوریزایی با استفاده از روابط آبی و تغذیۀ بهتر نسبت به گیاهان بدون میکوریز می‌توانند به‌طور موقت از شرایط تنش خشکی فرار کنند و کمتر دچار آسیب شوند و درنتیجه، میزان پرولین نسبت به گیاهان بدون میکوریز افزایش کمتری نشان می‌دهد (Porcel and Ruiz-Lozano, 2004).

قندهای محلول کل: تنش کم‌آبی به کاهش معنا‌دار قندهای‌های محلول منجر شد (شکل 1، الف)؛ به‌طوری‌که کمترین میزان قندهای محلول از تیمار بدون کاربرد کود زیستی (شاهد) به دست آمد و بیشترین میزان آن در تیمار کاربرد ترکیبی قارچ میکوریزا+ازتوباکتر مشاهده شد (شکل 1، ب). نتایج نشان می‌دهند طی شرایط تنش کم‌آبی، مقدار قندهای محلول در گیاه شنبلیله کاهش می‌یابد. پژوهشگران کاهش قندهای محلول کل در شرایط تنش خشکی را گزارش کرده‌اند (Benhiba et al., 2015; Saouri et al., 2018). احتمالاً کاهش قندهای محلول در شرایط تنش خشکی از کاهش دسترسی به کربوهیدرات‌ها در اثر کاهش فتوسنتز ناشی می‌شود. احتمالاً آسیب به غشای سلولی در پی تنش کم‌آبی نیز تنظیم اسمزی را محدود می‌کند؛ به‌طوری‌که محتوای آب برگ بیشتر در تنش کم‌آبی ممکن است از تجمع اسمولیت‌ها مانند قندهای محلول کل جلوگیری کند؛ با‌وجوداین، احتمالاً آثار هم‌افزایی تلقیح دوگانۀ ریزموجودات روی غلظت قندهای محلول به‌‌علت افزایش فتوسنتز بوده است (Fouad et al., 2014).

 

 
 

شکل 1- مقایسۀ میانگین میزان قندهای محلول شنبلیله تحت‌تأثیر سطوح مختلف آبیاری (الف) و کود زیستی (ب). حرف‌های غیرمشابه، تفاوت معنا‌دار در سطح احتمال 5 درصد را بیان‌ می‌کنند.

 

بر اساس نتایج، کاربرد کودهای زیستی (میکوریزا و میکوریزا+ازتوباکتر) ﺳـﺒﺐ اﻓـﺰاﯾﺶ غلظت گلایسین‌بتائین، قندهای محلول و پرولین می‌شود؛ به‌طوری‌که این افزایش با افزایش درصد کلونیزاسیون ریشه و غلظت فسفر در بافت‌های گیاهی موردآزمایش همراه است. محتملاً با افزایش درصد کلونیزاسیون ریشه تحت‌تأثیر کود زیستی میکوریزا، تحریک تولید اسمولیت‌های یادشده تقویت می‌شود؛ به‌طوری‌که در ﺷـﺮاﯾﻂ تنش، ﺗـﺄﺛﯿﺮ ﻣﺜﺒـﺖ کود زیستی میکوریزا ﺑـﺮ تولید این اسمولیت‌ها ﺗﺎ ﺣـﺪی از ﺑـﺮوز آثار ﺳـﻮء تنش ﺑﺮ ﮔﯿﺎه می‌کاهد و ﻣـﺎﻧﻊ از ﮐـﺎﻫﺶ ﺷـﺪﯾﺪ عملکرد ‌می‌شود.

یکی از کارهایی که گیاهان در مواجهه با تنش‌ها انجام می‌دهند، سنتز و تجمع ترکیبات محافظت‌کنندۀ اسمزی نظیر قندهای محلول، آمینواسیدها، گلایسـین‌بتائین و غیره است (Bohnert and Jensen, 1996)؛ به‌طوری‌که گلایسـین‌بتـائین باعـث تثبیـت ســاختارهای ســلولی و پــروتئین‌هــای کــارکردی می‌شود و تمامیت غشای سلول را در برابر عوامـل تـنش‌زا حفاظت مـی‌کنـد (Nawaz and Ashraf, 2010). در ﺷﺮاﯾﻂ تنش، ﮐﻮدﻫﺎی زیستی ﺑﺎ اﻓﺰاﯾﺶ ﻣﯿﺰان ﭘﺮوﻟﯿﻦ، ﻗﻨﺪﻫﺎی ﻣﺤﻠﻮل و اﻓﺰاﯾﺶ ﺟﺬب ﻋﻨﺎﺻﺮ ﻣﻌﺪﻧﯽ ﺳﺒﺐ ﮐﺎﻫﺶ اﺛﺮ ﺗﻨﺶ ﺧﺸﮑﯽ و اﻓﺰاﯾﺶ ﻋﻤﻠﮑﺮد ﮔﯿﺎﻫﺎن ﻣـﯽشوند (El-bassiouny and Shukry, 2001). نتایج گویای افزایش معنادار جذب عناصر غذایی شامل نیتروژن، فسفر و پتاسیم در اندام‌های هوایی است و تیمار میکوریزا+ازتوباکتر بیشترین تأثیر را در افزایش جذب عناصر در پی دارد. ﻣﻌﻤﻮﻻً ریزموجودات در اﻃﺮاف رﯾﺸﻪ ﻣﺴﺘﻘﺮ می‌شوند و ﮔﯿﺎه را در ﺟﺬب ﻋﻨﺎﺻـﺮ ﯾـﺎری ﻣﯽ‌کنند (Wu and Xia, 2006)؛ همزیسـتی میکوریزایی نیز مقاومـت گیـاه میزبـان بـه شـرایط تنشی را افــزایش مــی‌دهــد. امــروزه مشخص شده است قارچ‌های میکوریزایی به‌شکل مستقیم و غیرمستقیم باعـث افـزایش رشـد گیـاه میزبـان مـی‌شـوند (Feng et al., 2002).

 

نتیجه‌گیری کلی.

افزایش پرولین و گلیسین‌بتائین طی شرایط کم‌آبی در گیاه شنبلیله، پتانسیلی برای محافظت سلول‌ها از طریق سیستم تنظیم‌بخشی اسمزی است. خسارت اکسیداتیو ناشی از خشکی (H2O2 و MDA) در گیاهان میکوریزا و ازتوباکتر کاهش یافت و از تلقیح دوگانۀ ریزموجودات کمتر بود. در تیمارهای تلقیح دوگانۀ ریزموجودات، آنتی‌اکسیدان‌های آنزیمی و غیرآنزیمی بیشتر از گیاهانی است که تنها با میکوریزا یا ازتوباکتر تلقیح شده‌اند. ریزموجودات با‌توجه‌به افزایش محلول‌های سازگار و تنظیم سیستم‌های آنتی‌اکسیدان، وضعیت آب گیاه را طی خشکسالی حفظ می‌کنند؛ بنابراین، نتایج ما نشان دادند استفاده از کودهای زیستی قارچ میکوریزا و ازتوباکتر می‌تواند آسیب‌های تنش آب را با کاهش ROS کاهش دهد و تحمل تنش آب را بهبود بخشد.

Ali, Q. and Ashraf, M. (2011) Exogenously applied glycinebetaine enhances seed and seed oil quality of maize (Zea mays L.) under water deficit conditions. Environmental and Experimental Botany 71(2): 249-259.

Andrade, S. A., Gratão, P. L., Azevedo, R. A., Silveira, A. P., Schiavinato, M. A. and Mazzafera, P. (2010) Biochemical and physiological changes in jack bean under mycorrhizal symbiosis growing in soil with increasing Cu concentrations. Environmental and Experimental Botany 68(2): 198-207.

Ashraf, M. and Foolad, M. R. (2007) Roles of glycine betaine and proline in improving plant abiotic stress resistance. Environmental and Experimental Botany 59: 206-216.

Bairwa, R. C. and Kaushik, M. K. (2010) Response of fenugreek (Trigonella foenum-graecum L.) varieties to fertility levels and growth regulators on productivity, profitability and quality. Journal of Progressive Agriculture 1(1): 65-67.

Bates, L. S., Waldren, R. P. and Teare, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil 39(1): 205-207.

Baum, C., El-Tohamy, W. and Gruda, N. (2015) Increasing the productivity and product quality of vegetable crops using arbuscular mycorrhizal fungi. A review. Scientia Horticulturae 187: 131-141.

Benami, A. and Ofen, A. (1984) Irrigation Engineering-Sprinkler, Trickle and Surface Irrigation: Principles, Design and Agricultural Practices. Irrigation Engineering Scientific Publications.

Benhiba, L., Fouad, M.O., Essahibi, A., Ghoulam, C. and Qaddoury, A. (2015) Arbuscular mycorrhizal symbiosis enhanced growth and antioxidant metabolism in date palm subjected to long-term drought. Trees 29(6): 1725-1733.

Bohnert, H. J., and Jensen, R. G. (1996). Strategies for engineering water stress tolerance in plants. Trends Biotechnol 14: 89-97.

Chen, G. X. and Asada K. (1989) Ascorbate peroxidase in tea leaves: occurrence of two isozymes and the differences in their enzymatic and molecular properties. Plant Cell Physiology 30:987-998.

Dadrasan, M., Chaichi, M. R., Pourbabaee, A. A., Yazdani, D. and Keshavarz-Afshar, R. (2015) Deficit irrigation and biological fertilizer influence on yield and Trigonelline production of fenugreek. Industrial Crops and Products 77:156-162.

Dubois, M., Gilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. T. and Smith, F. (1956) Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Analytical chemistry 28(3): 350-356.

El-Bassiouny, H. M. S. and Shukry, W. M. (2001) Cowpea growth pattern, metabolism and yield in response to IAA and biofertilizers under drought conditions. Egyptian Journal of Biology 3: 117-129.

 

Fang, Y. and Xiong, L. (2015) General mechanisms of drought response and their application in drought resistance improvement in plants. Cellular and Molecular Life Sciences 72(4): 673-689.

Fazeli, A., Zarei, B. and Tahmasebi, Z. 2018. The effect of salinity stress and salicylic acid on some physiological and biochemical traits of Black cumin (Nigella sativa L.). Iranian Journal of Plant Biology 9(4): 69-83 (in Persian).

Feng, G., Zhang, F., Li, X., Tian, C., Tang, C. and Rengel, Z. (2002). Improved tolerance of maize plants to saltstress byarbuscular mycorrhizais related to higher accumulation of soluble sugars in roots. Mycorrhiza 12:185-190.

Fouad, M. O., Essahibi, A., Benhiba, A. and Qaddoury, A. (2014) Effectiveness of arbuscular mycorrhizal fungi in the protection of olive plants against oxidative stress induced by drought. Spanish Journal of Agricultural Research 12:763-771.

Garcia, I., Mendoza, R. and Pomar, M. C. (2012) Arbuscular mycorrhizal symbiosis and dark septate endophytes under contrasting grazing modes in the Magellanic steppe of Tierra del Fuego. Agriculture, Ecosystems and Environment 155: 194-201.

Gill, S. S. and Tuteja, N. (2010) Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry 48: 909-930.

Grieve, C. M. and Grattan, S. R. (1983) Rapid assay for determination of water soluble quaternary ammonium compounds. Plant and Soil 70(2): 303-307.

Habibzadeh, Y., Jalilian, J., Zardashti, M. R., Pirzad, A. and Eini, O. (2015) Some morpho-physiological characteristics of Mung Bean mycorrhizal plant under different irrigation regimes in field condition. Journal of Plant Nutrition 38(11): 1754-1767.

Hasanuzzaman, M., Nahar, K., Gill, S. S. and Fujita, M. (2013) Drought stress responses in plants, oxidative stress, and antioxidant defense. Climate Change and Plant Abiotic Stress Tolerance 209-250.

Law, M. Y., Charles, S. A. and Halliwell, B. (1983) Law, M.Y., Charles, S.A. and Halliwell, B., 1983. Glutathione and ascorbic acid in spinach (Spinacia oleracea) chloroplasts. The effect of hydrogen peroxide and of paraquat. Biochemical Journal 210: 899-903.

Liu, J., Xie, X., Du, J., Sun, J. and Bai, X. (2008) Effects of simultaneous drought and heat stress on Kentucky bluegrass. Horticultural Science 115: 190-195

Lokhande, V. H., Nikam, T. D. and Penna, S. (2010) Biochemical, physiological and growth changes in response to salinity in callus cultures of Sesuvium portulacastrum L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 102(1):17-25.

Maehly, A. C. and Chance, B. (1959) The assay of catalase and peroxidase. In: Methods of biochemical analysis (Ed. Glick, D.) 1: 357-425. Interscience Publishers, New York.

Miller, G., Suzuki, N. and Ciftci‐Yilmaz, S. (2010) Reactive oxygen species homeostasis and signaling during drought and salinity stresses. Plant Cell and Environment33: 453-467.

Mirzakhani, M., Ardakani, M. R., Rejali, F., Rad, A. H. S. and Miransari, M. (2014) Safflower (Carthamus tinctorius L.) oil content and yield components as affected by co-inoculation with Azotobacter chroococcum and Glomus intraradices at various N and P levels in a dry climate. In Use of Microbes for the Alleviation of Soil Stresses 153-164.

Mittler, R. (2002) Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends in Plant Science 7: 405-410.

Mo, Y., Wang, Y., Yang, R., Zheng, J., Liu, C., Li, H., Ma, J., Zhang, Y., Wei, C. and Zhang, X. (2016) Regulation of plant growth, photosynthesis, antioxidation and osmosis by an arbuscular mycorrhizal fungus in watermelon seedlings under well-watered and drought conditions. Front Plant Science 7: 1-15

Mohammadi, M., Modarres-Sanavy, S. A. M., Pirdashti, H., Zand, B. and Tahmasebi-Sarvestani, Z. (2019) Arbuscular mycorrhizae alleviate water deficit stress and improve antioxidant response, more than nitrogen fixing bacteria or chemical fertilizer in the evening primrose. Rhizosphere 9: 76-89.

Nawaz, K. and Ashraf, M. (2010). Exogenous application of glycinebetaine modulates activities of antioxidants in maize plants subjected to salt stress. Journal of Agronomy and Crop Science, 196(1): pp.28-37.

Ortiz, N., Armada, E., Duque, E., Roldán, A. and Azcón, R. (2015) Contribution of arbuscular mycorrhizal fungi and/or bacteria to enhancing plant drought tolerance under natural soil conditions: effectiveness of autochthonous or allochthonous strains. Journal of Plant Physiology 174: 87-96.

Pan, Y., Wu, L. J. and Yu, Z. L. (2006) Effect of salt and drought stress on antioxidant enzymes activities and SOD isoenzymes of liquorice (Glycorhiza uralensis Fisch). Journal of Plant Growth Regulation 49:157-165

Porcel, R. and Ruiz-Lozano, J. M. (2004) Arbuscular mycorrhizal influence on leaf water potential, solute accumulation, and oxidative stress in soybean plants subjected to drought stress. Journal of Experimental Botany 55: 1743-1750.

Rajaeian, S., Ehsanpour, A. A. and Toghyani, M. A. (2015) Changes in phenolic compound, TAL, PAL activity of Nicotiana rustica triggered by ethanolamine pretreatment under in vitro salt stress condition. Iranian Journal of Plant Biology 7(2): 1-12 (in Persian).

Ruiz‐Lozano, J. M., Collados, C., Barea, J. M. and Azcón, R. (2001) Arbuscular mycorrhizal symbiosis can alleviate drought‐induced nodule senescence in soybean plants. New Phytologist 151(2): 493-502.

Ruiz-Sanchez, M., Armada, E., Munoz, Y., Garcia de Salamone, I. E., Aroca, R., Ruiz-Lozano, J. M. and Azcon, R. (2011) Azospirillum and arbuscular mycorrhizal colonization enhance rice growth and physiological traits under well-watered and drought conditions. Journal of Plant Physiology 168: 1031-1037.

Sabouri, F., Sirousmehr, A. and Gorgini Shabankareh, H. (2018) Effect of irrigation regimes and application of humic acid on some morphological and physiological characteristics of Savory (Satureja hortensis L.). Iranian Journal of Plant Biology 9(4): 13-24 (in Persian).

Schutz, M. and Fangmeir, E. (2001) Growth and yield responses of spring wheat (Triticum aestivum L. cv. Minaret) to elevated CO2 and water limitation. Environmental Pollution 114: 187-194.

Serraj, R. and Sinclair, T. R. (2002) Osmolyte accumulation: Can it really help increase crop yield under drought conditions? Plant, Cell and Environment 25(2): 333-341.

Sgherri, C. L. M., Liggini, B., Puliga, S. and Navari Izzo, F. (1994) Antioxidant system in Sporoblus stapfianus. Changes in response to desiccation and rehydration. Phytochemistry 35: 561-565.

Sharma, K. D. and Kuhad, M. S. (2006) Influence of potassium level and soil moisture regime on biochemical metabolites of Brassica Species. Brassica Journal 8: 71-74.

Sharma, P., Dubey, R. and Pessarakli, M. (2012) Reactive oxygen species, oxidative damage, and antioxidative defense mechanism in plants under stressful conditions. Journal of Botany 14: 1-26.

Slama, I., Ghnaya, T., Hessini, K., Messedi, D., Savouré, A. and Abdelly, C. (2007) Comparative study of the effects of mannitol and PEG osmotic stress on growth and solute accumulation in Sesuvium portulacastrum. Environmental and Experimental Botany 61(1): 10-17.

Smith, I. K. (1985) Stimulation of glutathione synthesis in photorespiring plants by catalase inhibitors. Plant Physiolgy 79: 1044-1047.

Taïbi, K., Taïbi, F., Abderrahim, L.A., Ennajah, A., Belkhodja, M. and Mulet, J.M. (2016) Effect of salt stress on growth, chlorophyll content, lipid peroxidation and antioxidant defence systems in Phaseolus vulgaris L. South African Journal of Botany 105: 306-312.

Velikova, V., Yordanov, I. and Edreva, A. (2000) Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants: protective role of exogenous polyamines. Plant Science 151: 59-66.

Wu, Q. and Xia, R. (2006) Arbuscular mycorrhizal fungi influence growth, osmotic adjustment and water stress conditions. Journal of Plant Physiology 163: 417-425.

Zhang, Z.L, and Qu, W. (2004) Experimental guidance of plant physiology. High Education Press, Beijing.

Zhu, X. C., Song, F. B. and Xu, H. W. (2010) Arbuscular mycorrhizae improves low temperature stress in maize via alterations in host water status and photosynthesis. Plant and Soil 331 (1-2): 129-137.