The effect of mycorrhizal fungi on malondialdehyde concentration and some metabolic processes in hyssop (Hyssopus officinalis) under water deficit stress

Authors

Department of Agronomy, Faculty of Agriculture, Urmia University, Urmia, Iran

Abstract

Ion balance and osmotic regulation in plants to mitigate the effects of drought is possible with accumulation of osmolytes like proline and glycine betaine. Accordingly, in order to investigate the effect of mycorrhizal fungai species on the eco-physiological characteristics of hyssop, a factorial experimental based on randomized complete block design with three replications was conducted at the Research Farm of Agriculture and Natural Resources of West Azarbaijan in 2013. Experimental treatments included species of mycorrhizal fungi (Glomus mosseae, G. intraradices, G. fasiculatum, G. claroideum, Acaulospora longula and control without mycorrhiza) and four levels of irrigation (irrigation at 80, 70, 60 and 50% of field capacity). The results of ANOVA showed the significant interaction between water deficit and mycorrhizal fungi species on the concentrations of malondialdehyde (MDA), glycine betaine, proline, total soluble carbohydrates and essential oil percent. The highest concentrations of malondialdehyde (MDA) (125 nmol/g fresh weight), glycine betaine (2019 μm/g dry weight), proline (111 μm/g fresh weight), essential oil percentage (7.29%) and total soluble carbohydrates (396.7 mg/g dry weight) were obtained from plants inoculated by G. claroideum, A. longula, A. longula, G. fasiculatum and G. claroideum and irrigated at 50 and 60% field capacity, respectively. The concentration of malondialdehyde (MDA) biomarker was increased at non-mycorrhizal plants compared with mycorrhizal one. Overall, this study suggested that the mycorrhizal species were effective to reduce stress and water use efficiency.

Keywords

Full Text

گیاه Hyssopus officinalis L. مهم‌ترین گونه جنس زوفا، از تیره نعناییان (Lamiaceae) است که در اغلب دارونامه‌های معتبر به عنوان گیاه دارویی شناخته شده است. ترکیب‌های اصلی تشکیل دهنده اسانس زوفا شامل پینوکامفن (pinocamphene)، آلفا و بتا-پینن
(α, β pinene)، کامفن (camphene)، دیوزمین (diosmin)، هیسوپین (hyssopin) و الکل‌های سزکویی‌ترپن است (Kizil et al., 2010).

آب از مهم‌ترین عوامل محیطی است که تأثیر عمده‌ای بر رشد، نمو و مواد مؤثره گیاهان دارویی دارد. تنش‌های محیطی و به ویژه کمبود آب باعث افزایش سطوح متابولیت‌های ثانویه در گیاهان دارویی می‌شود، به طوری که کاهش شدید عملکرد در شرایط تنش کم‌آبی در گیاه رزماری (Rosmarinus officinalis L.)، نعنا (Mentha piperita L.).(Delfine et al., 2005) و مریم گلی (Salvia officinalis L.).(Bettaieb et al., 2009) گزارش شده است. بنابراین، با توجه به هدف کشت محصول، به منظور رسیدن به بیشترین عملکرد در شرایط تنش می‌توان به جای آبیاری کامل، برنامه‌ای مناسب برای مصرف بهینه آب به کار برد و تنها در مراحل بحرانی از آب استفاده کرد، در این صورت تأثیر کمبود آب کاهش می‌یابد (Kamkar et al., 2011).

قارچ‌های میکوریز وزیکولار–آربوسکولار (arbuscular mycorrhiza fungi) جزو اصلی فلور محیط ریشه گیاهان در بوم نظام‌های طبیعی (Panwar and Tarafdar, 2006) و یکی از انواع کودهای زیستی هستند. رابطه میکوریزی عبارت است از رابطه همزیستی انواعی از قارچ‌های خاکزی و ریشه گیاهان که مهم‌ترین ویژگی آن انتقال مواد بین سلول‌های پوست ریشه گیاه کلونیزه شده با قارچ و آربوسکول‌های قارچ است. در همزیستی قارچی، عمدتاً مواد کربوهیدراتی به شکل سوکروز از گیاه دریافت می‌شود و آب و عناصر غذایی عمدتاً فسفر را در اختیار گیاه قرار می‌دهد (Smith et al., 2010). پژوهش‌ها نشان داده است که درصد اسانس بابونه در پاسخ به فواصل آبیاری در گونه‌های مختلف قارچی متفاوت است، به طوری که در گیاهان همزیست با گونه‌های G. etunicatumو G. intraradices،مشابه شرایط تیمار شاهد (بدون میکوریز) درصد اسانس با افزایش فاصله آبیاری تا 80 میلی‌متر تبخیر، افزایش یافته، پس از آن روند کاهشی نشان می‌دهد. اما در گیاهان آلوده با گونهG. versiformeدرصد اسانس در کلیه تیمارهای آبیاری یکسان است و در حداکثر مقدار خود قرار دارد (Meshkat, 2011). در مطالعه Pirzad و همکاران (2012) با اعمال آبیاری پس از 50 تا 200 میلی‌متر تبخیر از تشت تبخیر کلاس A در بابونه آلمانی، عملکرد کاپیتول، اسانس، بیوماس کل، شاخص برداشت کاپیتول و اسانس با افزایش فاصله آبیاری به طور معنی‌دار کاهش یافت، هرچند میزان کاهش هر کدام از صفات متفاوت بود. Koocheki و همکاران (2008) گزارش کرده‌اند که استفاده از قارچ‌های میکوریز در گیاه دارویی زوفا باعث افزایش 29/11 درصد عملکرد اسانس می‌شود.

رادیکاهای آزاد اکسیژن یا واکنش‌های پراکسیداسیون لیپیدها در غشای گیاه به طور انتخایی اسیدهای چرب غیراشباع را تجزیه کرده، باعث تجمع آلدهیدها و هیدروکربن‌ها می‌شود. برای سنجیدن میزان تنش وارد شده به سلول‌های گیاهی و پی بردن به دخیل بودن رادیکال‌های آزاد اکسیژن در اثر تنش، میزان مالون‌دی‌آلدهید (MDA)، به عنوان فراوان‌ترین محصول حاصل از تجزیه لیپید آلدهیدی که نتیجه پراکسیداسیون لیپیدی است اندازه‌گیری می‌شود (Davey et al., 2005). آمینو اسید پرولین، به عنوان تنظیم‌کننده اسمزی در بسیاری از گیاهان شناسایی شده است و معمولاً در مقادیر زیاد در پاسخ به تنش‌های محیطی، تجمع می‌یابد (Bayer, 2007). شکستن سریع پرولین پس از پایان شرایط تنش، ممکن است تأمین کننده عوامل مورد نیاز فسفریلاسیون اکسیداتیو میتوکندریایی و تولید ATP برای ترمیم صدمات ناشی از تنش باشد. اسمولیت‌های سازگار نظیر پلی‌ال‌ها، پرولین و گلایسین بتائین نیز در افزایش تحمل آثار کمبود آب ناشی از تنش شوری، کم‌آبی و سرما مؤثر هستند (Rhodesand Hanson, 1993). گلایسین بتائین معمول‌ترین محلول آلی سازگار در گیاهان، بیشترین و فراوان‌ترین ترکیب در پاسخ به تنش پسابیدگی در گیاهان است (Yang et al., 2003) و به عنوان یک اسمولیت سیتوپلاسمی عمل می‌کند و آنزیم‌ها و غشاها را از آثار پسابیدگی حفظ می‌کند (Bates et al., 1973). قندهای محلول به عنوان تنظیم‌کننده‌های اسمزی، ثبات دهنده غشاهای سلولی و حفظ کننده آماس سلول‌ها، عمل می‌کنند. در حقیقت، در گیاهانی که قندهای محلول در پاسخ به تنش کم‌آبی تجمع می‌یابند، تنظیم اسمزی بهتر صورت می‌گیرد (Slama et al., 2007). به طور دقیق‌تر، حفظ تعادل یونی و تنظیم اسمزی سیتوزل با تجمع سازگارکننده‌های آلی میسر می‌شود (Yang et al., 2003؛ Bayer, 2007؛ (Slama et al., 2007. کم‌آبی بر فرآیند فتوسنتز در گیاهان تأثیر مهمی گذاشته، انتقال سریع الکترون‌ها را کاهش داده، تشکیل مواد اولیه فتوسنتز را تغییر می‌دهد. از جمله، بر میزان کربوهیدرات‌های گیاهان مؤثر است. کربوهیدرات‌های مرکب به کربوهیدرات‌های ساده تجزیه می‌شوند، بنابراین در اثر کم‌آبی میزان قندهای محلول افزایش می‌یابد. بررسی اثر تنش کم‌آبی بر رشد گیاه Lonicera japonicaنشان داده است که محتوای قندهای محلول در گیاه تحت تأثیر تنش کم‌آبی افزایش می‌یابد (Xu et al., 2006). از اهداف اصلی پژوهش حاضر، میزان فعالیت مهم‌ترین ویژگی‌های فیزیولوژی (نظیر: غلظت MDA، گلایسین بتائین، پرولین و کل کربوهیدرات‌های محلول) و تغییرات فرآیندهای متابولیسمی و عملکردی (درصد اسانس) گیاه دارویی زوفا در همزیستی با گونه‌های مختلف قارچ‌های میکریزی در سطوح مختلف تنش کم‌آبی بررسی شد.

 

مواد و روش‌ها.

پژوهش حاضر با هدف بررسی تأثیر گونه‌های قارچ میکوریز تحت شرایط تنش کم‌آبی بر پاسخ‌های فیزیولوژیک و درصد اسانس گیاه دارویی زوفا در قالب آزمایش فاکتوریل بر پایه طرح بلوک‌های کامل تصادفی با 3 تکرار در سال زراعی 1391 در مزرعه تحقیقاتی کشاورزی و منابع طبیعی آذربایجان غربی (پیرانشهر) با مختصات "31 '40 º36 شمالی، و
"45 '09 º45 شرقی و ارتفاع 1416 متر از سطح دریا اجرا شد، پس از اعمال دو سال متوالی تنش‌های کم‌آبی، سپس در سال زراعی دوم اندازه‌گیری آنزیم‌ها صورت گرفت. برخی ویژگی‌های فیزیکی-شیمیایی خاک محل آزمایش در جدول 1 ارایه شده است.


 

 

جدول 1- ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی خاک

بافت خاک

رس

(درصد)

لای

(درصد)

شن

(درصد)

پتاس

(ppm)

فسفر

(ppm)

ازت کل

(درصد)

کربن آلی (CO)

(درصد)

اسیدیته خاک

هدایت الکتریکی

(EC*103)

عمق نمونه‌برداری

(سانتی‌متر)

سال

رسی لومی

52

38

10

385

2/14

11/0

1/1

5/7

4/0

30

1391

50

36

12

340

8/10

1/0

98/0

8/7

4/0

30

1392

 

 

در تحقیق حاضر، تیمارهای آزمایش شامل: گونه‌های قارچ میکوریز (Acaulospora longula، Glomus claroideum، G. fasiculatum،
G. intraradices وG. mosseae و شاهد بدون میکوریز) و تیمار آبیاری مختلف در چهار سطح (آبیاری در 80، 70، 60 و 50 درصد ظرفیت زراعی) بودند. گونه‌های قارچ میکوریز از دانشکده کشاورزی دانشگاه تربیت مدرس از گیاه میزبان ذرت تهیه شد. برای از بین بردن آثار حاشیه‌ای ناشی از نفوذ آب، فاصله کرت‌های مجاور از یکدیگر و فاصله بین بلوک‌‌ها 2 متر در نظر گرفته شد. در هر کرت آزمایشی به مساحت 6 متر مربع (2×3 متر) با 5 ردیف کشت به فاصله 40 سانتی‌متر از هم و فاصله بوته‌ها روی ردیف‌ها 30 سانتی‌متر بود. سپس با توجه به وضعیت جوی منطقه در اواخر فروردین ماه در هرکرت 5 شیار طولی به عمق 2 تا 3 سانتی‌متر به منظور ریختن گونه قارچ (150 گرم) ایجاد شد و در فاصله‌های مشخص اقدام به بذرکاری به عمق 1 تا 5/1 سانتی‌متر گردید. در مرحله شش برگه شدن گیاه، تیمارهای آبیاری در چهار سطح اعمال گردید. تنظیم میزان آب آبیاری به وسیله کنتور، تا مرحله گل‌دهی صورت گرفت. با اندازه‌گیری ظرفیت مزرعه‌ای، مقدار آب مورد نیاز هر کرت با استفاده از رابطه Vn=(Fc-θ)Í(AÍh) محاسبه شد که در آن Vn میزان آب مورد نیاز هر واحد آزمایشی، Fc ظرفیت زراعی خاک محل آزمایش، θ رطوبت خاک در زمان آبیاری، A مساحت کرت و h عمق نفوذ ریشه است.

سنجش غلظت مالون‌دی‌آلدهید (MDA): برای اندازه‌گیری غلظت مالون‌دی‌آلدهید از روش Heath و Packer (1968) استفاده شد. بر اساس این روش 2/0گرم از بافت تازه برگی توزین و در هاون چینی حاوی 5 میلی‌لیتر تری ‌کلرو استیک اسید (TCA) 1/0 درصد ساییده شد. عصاره حاصل با استفاده از دستگاه سانتریفیوژ به مدت 5 دقیقه در g10000 سانتریفیوژ شد. سپس به 1 میلی‌لیتر از محلول رویی، 4 میلی‌لیتر محلول TCA 40 درصد که حاوی 5/0 درصد تیو باربیتوریک اسید (TBA) بود، اضافه گردید. مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتیگراد حمام آب گرم حرارت داده شد، و بلافاصله در یخ سرد شد و دوباره مخلوط به مدت 10 دقیقه در g10000 سانتریفیوژ گردید. شدت جذب این محلول به وسیله اسپکتروفتومتر (مدل PD-303، شرکت APEL، ژاپن) در طول موج 532 نانومتر خوانده شد. برای محاسبه غلظت MDA از ضریب خاموشی معادل 105 ×56/1 cm-1 1- M استفاده شد و نتایج حاصل از اندازه‌گیری بر حسب وزن تر بافت (نانومول بر گرم برگ تر) محاسبه گردید.

سنجش گلایسین بتائین: 5/0 گرم بافت خشک گیاهی به خوبی پودر شد. سپس بر اساس روش Grieve و Grattan (1983) گلایسین بتائین اندازه‌گیری شد. به این صورت که از 5/0 بافت برگ خشک گیاهی و معرف یدید پتاسیم سولفوریک اسید 2 نرمال و 1و2 دی کلراتان عصاره گیاهی تهیه شد. سپس با استفاده از منحنی استاندارد (غلظت‌های 7 تا 100 میکروگرم در میلی‌لیتر گلایسین بتائین)، جذب نمونه‌ها در طول موج 365 نانومتر خوانده شد.

سنجش پرولین: ابتدا 5/0 گرم از بافت تازه گیاهی از گیاهان گلدار هر کدام از تیمارها، برداشت گردید. سپس برگ‌ها در هاون چینی کاملاً کوبیده و له شد و به حالت خمیری درآمد. سپس، 10 میلی‌لیتر سولفوسالسیلیک اسید 3 درصد به آن اضافه شد، سپس محتوای هاون به هم زده و صاف گردید. به 2 میلی‌لیتر محلول حاصل، 2 میلی‌لیتر نین‌هیدرین تهیه شده (125 میلی‌گرم نین‌هیدرین + 2 میلی‌لیتر فسفریک اسید 6 مولار + 3 میلی‌لیتر استیک اسید گلاسیال + 2 میلی‌لیتر استیک اسید) اضافه شد. محتوای حاصل به هم زده و در حمام آب جوش در دمای 100 درجه سانتیگراد به مدت 1 ساعت قرار داده شد، سپس لوله‌های محتوی محلول حاصل در یخ قرار داده شد. پس از یکی شدن دمای آن با دمای محیط به آن 4 میلی‌لیتر تولوئن اضافه و به مدت 15 ثانیه به‌هم زده شد. استانداردهای پرولین در مقادیر صفر تا 04/0 میکرومول بر میلی‌لیتر تهیه شد و نمونه‌ها و استانداردها در طول موج 520 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد (Irigoyen et al., 1992). با رسم منحنی استاندارد مقدار پرولین بر حسب میکرومول بر گرم وزن تر محاسبه شد.

سنجش کل کربوهیدرات‌های محلول: ابتدا 5/0 گرم از برگ تازه در 5 میلی‌لیتر اتانول 95 درصد له شد، سپس 15 میلی‌لیتر اتانول 70 درصد به آن افزوده شد تا حجم کل محلول به 20 میلی‌لیتر برسد. محلول حاصل به مدت 10 دقیقه در 3500 دور در دقیقه سانتریفیوژ (مدل MPW-210، شرکت Mechanika precyzyjna، لهستان) شد، قسمت رویی محلول به دست آمده جدا شد و به 1/0 میلی‌لیتر از آن، 3 میلی‌لیتر محلول آنترون تهیه شده (15/0 گرم آنترون + 100 میلی‌گرم سولفوریک اسید 75 درصد) اضافه گردید. لوله‌های حاوی محلول‌های فوق به مدت 10 دقیقه در حمام آب جوش قرار داده شد و در پایان میزان جذب آنها با دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 625 نانومتر خوانده شد. محلول‌های استاندارد از گلوکز با غلظت‌های 200 تا 1000 قسمت در میلیون تهیه شد (Paquin and Lechasseur, 1979؛ (Irigoyen et al., 1992. با رسم منحنی استاندارد، مقدار کل کربوهیدرات‌های محلول بر حسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر محاسبه شد.

استخراج اسانس: برای استخراج اسانس با روش تقطیر با آب، مقدار 30 گرم نمونه خشک شده از هر کرت وزن گردید و پس از آسیاب شدن مختصر در 600 میلی‌لیتر آب، به مدت 3 ساعت طبق فارماکوپه مجارستان در دستگاه کلونجر جوشانده شد تا اسانس آن استخراج شود (Pandey et al., 2014).

تحلیل آماری: تجزیه واریانس داده‌های آزمایش بر اساس امید ریاضی طرح پایه با استفاده از نرم‌افزار آماری SAS نسخه 1/9 و مقایسات میانگین با آزمون SNK با نرم‌افزار MSTATC انجام شد.

 

نتایج.

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها نشان داد که اثر متقابل بین تنش کمبود آب و قارچ میکوریز روی میزان غلظت مالون‌دی‌آلدهید، گلایسین بتائین، پرولین، قند محلول و درصد اسانس در سطح احتمال 1 درصد (01/0(P≤ معنی‌دار شد (جدول 1).

 

 

جدول 1- تجزیه واریانس سطوح مختلف آبیاری و قارچ میکوریز بر صفات فیزیولوژیک و بیوشیمیایی در گیاه زوفا. * و ** به ترتیب معنی‌دار در سطح احتمال 5 درصد و 1 درصد

منابع تغییر

درجه آزادی

میانگین مربعات

 

مالون‌دی‌آلدهید

گلایسین بتائین

پرولین

کربوهیدرات‌های محلول

درصد اسانس

تکرار

2

76/12

61/7149

37/30

88/4842

31/0

آبیاری

3

**67/3659

**63/1209000

*00/1468

**08/59808

**17/7

میکوریز

5

**56/1994

**30/197042

**66/396

**84/6193

**2/3

آبیاری× میکوریز

15

**32/672

**58/107865

**95/509

**45/4770

**09/2

اشتباه

40

77/99

93/17618

88/90

35/1354

49/0

ضریب تغییرات ( درصد)

41/10

22/9

57/10

82/12

57/11
                   

 

 

بالاترین محتوای مالون‌دی‌آلدهید (9/126 نانومول بر گرم برگ وزن تر) در گیاهان غیرمیکوریزیی تحت شرایط آبیاری در 50 درصد ظرفیت زراعی مشاهده شد. با وجود این، در کلیه سطوح آبیاری بیشترین مقدار MDA مربوط به گیاهان غیرمیکوریزیی بود. در بین گیاهان همزیست، بالاترین محتوای MDA (00/125 نانومول بر گرم برگ وزن تر) در برگ گیاهان تلقیح شده با G. claroideum و تیمار آبیاری در ظرفیت زراعی 50 درصد و کمترین میزان آن (34/67 نانومول بر گرم برگ وزن تر) در برگ گیاهان تلقیح شده با
G. mosseaeدر ظرفیت زراعی 80 درصد به دست آمد. مقدار مالون‌دی‌آلدهید با افزایش تنش آبی در کلیه تیمارهای غیرمیکوریز نسبت به گیاهان میکوریزیی افزایش بیشتری داشت. به طوری که میزان تغییرات مالون‌دی‌آلدهید در تیمارهای آبیاری برای گیاهان غیرمیکوریزیی (3/22 درصد)، گیاهان همزیست با گونه‌های قارچی: G. mosseae، G. intraradices،
G. fasiculatum، G. claroideum و A. longula به ترتیب: 7/35، 6/35، 2/39، 46 و 6/21 درصد بود (جدول 2).

بالاترین میزان گلایسین بتائین (2323 میکرومول بر گرم وزن خشک) در برگ گیاهان غیرمیکوریزیی و آبیاری در 50 درصد ظرفیت زراعی (شدیدترین تنش کمبود آب) مشاهده شد. البته در بین گیاهان میکوریزیی تلقیح شده با A. longula(2019 میکرومول بر گرم وزن خشک) در ظرفیت زراعی 50 درصد به دست آمد. کمترین میزان گلایسین بتائین (1014 میکرومول بر گرم وزن خشک) در برگ گیاهان تلقیح شده با
G. intraradices و آبیاری در ظرفیت زراعی 70 درصد به دست آمد که تفاوت معنی‌داری با گیاهان آبیاری شده در 80 درصد ظرفیت زراعی داشت. گیاهان همزیست با گونه‌هایA. longula و G. claroideum و آبیاری در 70 درصد ظرفیت زراعی و گونه A. longula حتی در تیمار 60 درصد ظرفیت زراعی نداشت. به نظر می‌رسد گونه A. longula در همزیستی با گیاه زوفا از نظر تولید گلایسین بتائین (به عنوان سازوکار مقابله با کم‌آبی) ناتوان‌تر از سایر گونه‌های قارچی مورد آزمایش باشد. میزان تغییرات گلایسین بتائین در تیمارهای آبیاری برای گیاهان غیرمیکوریزیی (3/50 درصد)، گیاهان همزیست با گونه‌های: G. mosseae، G. intraradices،
G. fasiculatum، G. claroideum و A. longulaبه ترتیب: 22، 9/38، 6/31، 6/25 و 3/40 درصد بود (جدول 2).

.اثر تنش کم‌آبی بر غلظت آمینو اسید پرولین: نتایج نشان داد که تنش کم‌آبی سبب بیشترین میزان تجمع پرولین (0/111 میکرومول بر گرم وزن تر) در برگ گیاهان تلقیح شده با گونه A. longulaو آبیاری شده در ظرفیت زراعی 50 درصد شده است. البته تفاوت معنی‌داری بین کلیه تیمارهای میکوریز در آبیاری 50 درصد ظرفیت زراعی و گیاهان همزیست به غیر از گونه‌های قارچی G. claroideum و A. longula در آبیاری 70 درصد و گونه‌های A. longula و
G. mosseae در آبیاری 80 درصد ظرفیت زراعی مشاهده نشد. گیاهان غیرمیکوریزیی در کلیه سطوح آبیاری دارای بالاترین سطح تجمع پرولین برگی بود. میانگین مقادیر تجمع پرولین برگی در ترکیبات تیماری نشان دهنده پاسخ متفاوت گیاهان در همزیستی با گونه‌های قارچی است. طوری که افزایش معنی‌دار آن برای گونه‌های قارچی: G. mosseae،
G. intraradices، G. fasiculatum، G. claroideum و A. longulaدر تیمار آبیاری 50 درصد ظرفیت زراعی مشاهده شد (جدول 2).

نتایج حاصل نشان داد که با بالا رفتن سطح تنش آبی، میزان انباشت برگی کربوهیدرات‌های کل محلول افزایش پیدا کرده است. بیشترین غلظت کربوهیدرات‌های کل محلول در برگ گیاهان تلقیح شده با G. claroideum (7/396 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک) در ظرفیت زراعی 60 درصد و کمترین غلظت آن در برگ گیاهان تلقیح شده با G. fasiculatum (3/166 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک) در ظرفیت زراعی 80 درصد به دست آمد. کلیه گیاهان غیرمیکوریزیی با وجود بیشترین سطح غلظت کربوهیدرات‌های محلول، در کلیه سطوح آبیاری از نظر انباشت کربوهیدرات‌های کل محلول در یک گروه آماری قرار گرفتند. افزایش شدت تنش کم‌آبی از تیمار آبیاری در 80 تا 50 درصد ظرفیت زراعی موجب افزایش سطح انباشت کربوهیدرات‌های محلول شد، اما این افزایش در گیاهان همزیست با گونه‌های قارچی: G. mosseae، G. intraradices، G. fasiculatum، G. claroideum و A. longula به ترتیب چهار گونه اول در سطوح آبیاری 60 و گونه آخر در 50 درصد ظرفیت زراعی مشاهده شد (جدول 2).

نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده‌ها گویای آن است که تأثیر تیمارهای میکوریز بر میزان اسانس معنی‌دار بوده است. مقایسه میانگین‌ها نشان داد که از میان تیمارهای بررسی شده، تیمار برگ گیاهان تلقیح شده با
G. fasiculatum29/7 درصد اسانس در ظرفیت زراعی 50 درصد و برگ گیاهان تلقیح شده با A. longula 09/4 درصد اسانس در ظرفیت زراعی 70 درصد به ترتیب بیشترین و کمترین درصد اسانس را داشتند. در ضمن، تیمارهای آبیاری در 50 و 60 درصد ظرفیت زراعی از نظر درصد اسانس تفاوت غیرمعنی‌داری داشتند، اما با تیمارهای آبیاری در 70 و 80 درصد ظرفیت زراعی تفاوت معنی‌داری داشتند (جدول 2).

 

 

جدول 2- مقایسه میانگین‌های تأثیر سطوح مختلف آبیاری و قارچ میکوریز بر صفات فیزیولوژیک و بیوشیمیایی در گیاه زوفا. حروف یکسان در هر ستون بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح P<0.01 است.

آبیاری

(FC)

گونه قارچ همزیست

مالون‌دی‌آلدهید

(nmol/gfw)

گلایسین بتائین

(μm/gdw)

پرولین

(μm/gfw)

کربوهیدرات‌های محلول

(mg/gdw)

اسانس

(درصد)

50

G. mosseae

a-e3/106

c-e1553

ab3/104

e-f7/316

b-d05/5

G. intraradices

a-c7/120

c1660

a-c3/101

e-g3/296

ab10/7

G. fasiculatum

a-d1/114

c-e1582

a-c3/95

a-d7/340

a29/7

G. claroideum

ab0/125

c-g1484

a-c0/100

a-g3/309

ab85/6

A. longula

a-f6/102

b2019

a0/111

a-c3/362

ab94/6

بدون میکوریز

ab9/126

a2323

ab7/103

a-c3/366

ab73/6

60

G. mosseae

b-f7/99

cd1598

a-c3/95

a-e7/332

ab59/6

G. intraradices

e-g5/80

c-h1436

a-e7/87

d-h3/248

ab58/6

G. fasiculatum

a-c7/117

c-h1460

a-d3/91

a-c3/362

a-d44/5

G. claroideum

g1/71

c-h1421

a-c7/98

a7/396

ab65/6

A. longula

e-g8/80

c-i1309

a-e3/88

a-g3/307

ab62/6

بدون میکوریز

ab8/124

c1669

a-e3/84

ab0/378

ab14/7

70

G. mosseae

d-g2/89

c-e1566

a-e3/87

f-h0/214

b-d99/4

G. intraradices

f-g7/77

i1014

a-e7/81

b-g7/271

a-d01/7

G. fasiculatum

g6/71

c-h1459

a-e3/86

d-g0/247

d16/4

G. claroideum

g5/67

c-i1356

e0/62

gh7/202

a-d54/5

A. longula

c-g9/95

e-i1205

c-e7/73

a-f7/314

d09/4

بدون میکوریز

b-f7/100

c-f1511

ab7/104

a-g0/303

c-e08/6

80

G. mosseae

g3/68

d-i1246

e0/62

f-h3/218

ab43/6

G. intraradices

e-g3/80

g-i1122

ab0/109

e-h0/231

a-d12/5

G. fasiculatum

fg2/78

h-i1081

b-e0/81

h3/166

c-d28/4

G. claroideum

g7/68

g-i1104

a-e7/84

f-h3/213

ab62/6

A. longula

a-f1/103

e-i1208

de3/65

c-h3/261

a-d69/5

بدون میکوریز

a6/129

f-i1154

ab0/105

f-h4/225

ab57/6

 


 


بحث.

همان طور که نتایج بررسی حاضر نشان داد، قارچ‌های میکوریز سبب افزایش بازده مصرف آب می‌شود. علت این امر سازوکار عملکرد قارچ میکوریز در جذب فسفر است (Smith et al., 2010). ریسه‌های قارچ‌های میکوریز به دو دسته تقسیم می‌شوند: دسته‌ای از آنها وارد سیستم ریشه گیاه شده، سبب کاهش غلظت آبسیزیک اسید و افزایش میزان سیتوکینین می‌شوند که در نهایت، سبب افزایش جذب آب و گسترش سیستم ریشه‌ای گیاه می‌گردد. دسته دوم خارج از سیستم ریشه هستند و اسیدهای آلی محلول‌کننده فسفر نظیر مالیک اسید را ترشح می‌کنند که موجب افزایش جذب فسفر توسط گیاه می‌شود. ظرفیت نشانگر زیستی تخریبی مالون‌دی‌آلدهید نشان‌دهنده میزان پراکسیداسیون لیپید در یاخته است (Fu and Huang, 2001). تنش اکسیداتیو ناشی از تنش کم‌آبی به آسیب بافتی منجر می‌شود. در این شرایط، پراکسیداسیون اسیدهای چرب غیراشباع افزایش می‌یابد و در اثر حمله رادیکال‌های آزاد به لیپیدها، آلدهیدهای گوناگونی از جمله مالون‌دی‌آلدهید ایجاد می‌شود (Habibi et al., 2013). افزایش پراکسیداسیون چربی و به دنبال آن کاهش شاخص پایداری غشای سلول در گیاهان گندم، لوبیا و آفتابگردان نیز گزارش شده است (Rahimizadeh et al., 2007) که مؤید نتایج این پژوهش است. غلظت گلایسین بتائین در برگ، همراه با افزایش تنش آبی، افزایش تدریجی نشان داد. این نتایج نشانگر آن است که گونه‌های میکوریز در تعدیل تنش نسبت به غیرمیکوریز نقش داشته‌اند. بالاترین غلظت این محلول آلی در تنش کم‌آبی شدید به وجود آمده است. در شرایط تنش کم‌آبی، بیشترین میزان گلایسین بتائین در برگ گیاهان تلقیح شده با A. longula و
G. intraradices حاصل شده که ممکن است تجمع این اسمولیت در برگ از طریق کاهش پتانسیل اسمزی و پتانسیل آب سلول، امکان ادامه جذب آب را برای سلول فراهم کند. در برخی از مطالعات مشاهده شده است که بهبود فتوسنتز توسط گلایسین بتائین در گیاهان تحت تنش به افزایش در کارآیی فتوشیمیایی فتوسیستم II مربوط می‌شود (Sakamoto and Murata, 1998). افزایش تدریجی پرولین تحت تنش کم‌آبی در تیمارهای غیرمیکوریز با تنش‌های متوسط تقریباً دو برابر شد که نشان می‌دهد کاربرد میکوریز در تعدیل تنش آبی تأثیرگذار و معنی‌دار است. این نتایج نشان داد که تولید این تنظیم‌کننده‌های اسمزی، یک پاسخ معمول به شرایط تنش کم‌آبی است. بالاترین میزان تجمع پرولین در برگ گیاه زوفا تلقیح شده با گونه‌های میکوریز در سطح آبیاری 50 درصد بوده است. افزایش غلظت پرولین در گیاهان تحت تنش، نوعی سازگاری برای غلبه بر شرایط تنش است
Bayer, 2007)؛ (Manivannan et al., 2007. همچنین تنش کم‌آبی بر میزان کربوهیدرات‌های گیاه مؤثر بوده و بر میزان قندهای محلول افزوده است. به طوری که میزان قند در ظرفیت‌های زراعی 60 و 50 درصد در برگ گیاهان تلقیح شده با G. claroideum وA. longula بیشتر بود و بین سطوح آبیاری 80 و 50 درصد اختلاف معنی‌داری وجود داشت. در بین تیمارهای غیرمیکوریز بیشترین غلظت کل کربوهیدرات‌های محلول در ظرفیت زراعی 60 درصد به دست آمد. تجزیه کربوهیدرات‌های مرکب به ساده در اثر کم‌آبی، بر میزان قندهای محلول می‌افزاید، همان طور که در گیاه Lonicera japonica محتوای قندهای محلول تحت تأثیر تنش کم‌آبی افزایش یافت (Xu et al., 2006). بالاترین درصد اسانس در برگ گیاهان تلقیح شده با G. fasiculatum و G. intraradices در ظرفیت‌های زراعی 50 و 70 درصد به دست آمد. نتیجه بررسی حاضر با نتایج Letchamo و Gosselin (1996) که تأثیر سه سطح رطوبتی (90،70، 50 درصد ظرفیت مزرعه‌ای) را بر گیاه آویشن بررسی کرده بودند در یک راستاست. آنها مشاهده نمودند که بالاترین مقدار (درصد) و عملکرد اسانس در شرایط 70 درصد مزرعه‌ای به دست می‌آید و بین سطوح رطوبتی 90 و 50 درصد اختلاف معنی‌داری از این نظر وجود ندارد. Bettaieb و همکاران (2009) گزارش کرده‌اند که کمبود آب بر رشد، اسیدهای چرب، عملکرد اسانس و ترکیب‌های گیاه مریم‌گلی تأثیر معنی‌دار دارد. به طوری که تنش متوسط عملکرد اسانس و ترکیب‌های اصلی اسانس نظیر: کامفور، آلفا توژن و 8،1- سینول را افزایش می‌دهد. همچنین، بیشترین درصد اسانس در ریحان (Hassani and Omidbaigi, 2002) و بالاترین عملکرد اسانس و ترکیب‌های آن در مریم‌گلی (Bettaieb et al., 2009) در سطح آبی متوسط مشاهده شده است. بنابراین، متابولیت‌های ثانویه گیاهان (اصلی‌ترین جنبه فیزیولوژی و بیوشیمی گیاهان دارویی) تحت تأثیر عوامل محیطی به ویژه کمبود آب قرار می‌گیرد (Petropoulos et al., 2008).

به طورکلی، غلظت مالون‌دی‌آلدهید تحت تأثیر تنش کم‌آبی در گونه‌های میکوریزی نسبت به شاهد کاهش یافت، اما این کاهش در گونه‌های قارچ همزیست یکسان نیست. کاهش تولید گلایسین بتائین زمانی که آب به میزان مناسب تأمین شده است (آبیاری در بالاتر از 60 درصد ظرفیت زراعی) مشاهده نشد. انباشت کربوهیدرات‌های محلول در همزیستی با گونه G. mosseae کمترین مقدار را نشان داد. در حالی که به نظر می‌رسد تجمع پرولین کمتر تحت تأثیر کم‌آبی و همزیستی قرار دارد. با وجود این، بدون توجه به گونه‌های همزیست، درصد اسانس در تنش‌های شدیدتر کم‌آبی کاهش یافته است، هر چند برخی گونه‌ها سطح تولید اسانس را در هر کدام از سطوح آبیاری به اندازه شاهد بهبود بخشیده‌اند.

 

سپاسگزاری.

نگارندگان از همکاری صمیمانه مهندس سید انور حسینی، رئیس اداره منابع طبیعی و آبخیزداری شهرستان پیرانشهر به خاطر فراهم کردن مزرعه تحقیقاتی و از جناب آقای دکتر محمدی گل تپه برای در اختیار گذاردن قارچ میکوریز از گیاه میزبان ذرت سپاسگزاری می‌نمایند.

 

 

References

Bates, L. S., Walderen, R. D. and Taere, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil 39(1): 205-207.
Bayer, C. (2007) Proper proline management needed for effective results. Journal of Medicinal Chemistry 18: 10-25.
Bettaieb, I., Zakhama, N., Aidi Wannes, W., Kchouk, M. E. and Marzouk, B. (2009) Water deficit effects on Salvia officinalis fatty acids and essential oils composition. Scientia Horticulturae 120(2): 271-275.
Davey, M. W., Stals, E., Panis, B., Keulemans, J. and Swennen, R. L. (2005) High throughput determination of malondialdehyde in plant tissues. Analytical Biochemistry 347(2): 201-207.
Delfine, S., Loreto, F., Pinelli, P., Tognetti, R. and Alvino, A. (2005) Isoprenoids content and photosynthetic limitations in rosemary and spearmint plants under water stress. Agriculture, Ecosystems and Environment 106: 243-252.
Fu, J. and Huang, B. (2001) Involvement of antioxidants and lipid peroxidation in the adaptation of two cool-season grasses to localized drought stress. Environmental and Experimental Botany 45(2): 105-114.
Grieve, C. M. and Grattan, S. R. (1983) Rapid assay for determination of water-soluble quaternary ammonium compounds. Plant and Soil 70(2): 303-307.
Habibi, D., Ooroojnia, S., Fatollah Taleghani, D., Pazoki, A. and Davoodifard, M. (2013) Antioxidants and yield evaluation of sugar beet genotypes under drought stress. Iranian Journal of Agronomy and Plant Breeding 8(4): 63-82 (in Persian).
Hassani, A. and Omidbaigi, R. (2002) Effects of water stress on some morphological, physiological and metabolic characteristics of basil. Journal of Agricultural Science 12: 47-59.
Heath, R. L. and Packer, L. (1968) Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics 125(1): 189-198.
Irigoyen, J. J., Einerich, D. W. and Sanchez-Diaz, M. (1992) Water stress induced changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated alfalfa (Medicago sativa) plants. Physiologia Plantarum 84(1): 55-60.
Kamkar, B., Daneshmand, A. R., Ghooshchi, F., Shiranirad, A. H. and Safahani Langeroudi, A. R. (2011) The effects of irrigation regimes and nitrogen rates on some agronomic traits of canola under a semiarid environment. Agricultural Water Management 98(6): 1005-1012.
Kizil, S., Haşimi, N., Tolan, V., Kilininç, E. and Karataş, H. (2010) Chemical composition, antimicrobial and antioxidant activities of Hyssop (Hyssopus officinalis L.) essential oil. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca 38(3): 99-103.
Koocheki, A., Tabrizi, L. and Ghorbani, R. (2008) Effect of biofertilizers on agronomic and quality criteria of Hyssop (Hyssopus officinalis). Iranian Field Crops Research 6(1): 127-137 (in Persian).
Letchamo, W. and Gosselin, A. (1996) Transpiration, essential oil glands, epicuticular wax and morphology of Thymus valgaris are influenced by light intensity and water supply. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology 71(1): 123-134.
Manivannan, P., Jaleel, C. A., Sankar, B., Kishurekumar, A., Somasundaram, R., Lakshmanan, G. M. and Panneerselvam, R. (2007) Growth, biochemical modifications and proline metabolism in Helianthus annuus L. as induced by drought stress. Colloids and Surfaces, B: Biointerfaces 59(2): 141-149.
Meshkat, E. (2011) Effect of three species of arbuscular mycorrhiza on yield and physiological characteristics of German chamomile (Matricaria chamomilla L. cv. Bodegold) under water stress. MSc thesis, Ilam University, Iran (in Persian).
Pandey, V., Verma, R. S., Chaudan, A. and Tiwari, R. (2014) Compositional variation in the leaf, flower and stem essential oils of Hyssop (Hyssopus officinalis L.) from western-Himalaya. Journal of Herbal Medicine 4(2): 89-95.
Panwar, J. and Tarafdar, J. C. (2006) Arbuscular mycorrhizal fungal dynamics under [Mitragyna parvifolia (Roxb.) Korth.] in Thar Desert. Applied Soil Ecology 34(2-3): 200-208.
Paquin, R. and Lechasseur, P. (1979) Observation sur une method de dosage de la proline libre Dans les extrats de plants. Canadian Journal of Botany 57(18): 1851-1854.
Petropoulos, S. A., Daferera, D., Polissiou, M. G. and Passam, H. C. (2008) The effect of water deficit stress on the growth, yield and composition of essential oils of parsley. Scientia Horticulturae 115(4): 393-397.
Pirzad, A., Fayyaz Moghaddam, A., Razban, M. and Raei, Y. (2012) The evaluation of dried flower and essential oil yield and harvest index of Matricaria chamomilla L. under varying irrigation regimes and amounts of super absorbent polymer (A200). Journal of Sustainable Agriculture and Production Science 22(3): 85-99 (in Persian).
Rahimizadeh, M., Habibi, D., Madani, H., Mohammadi, H., Mehraban, A. and Sabet., A. M. (2007) The effect of micronutrients on antioxidant enzymes metabolism in sunflower (Helianthus annuus L.) under drought stress. Helia 30(47): 167-173.
Rhodes, D. and Hanson, A. D. (1993) Quaternary ammonium and tertiary sulfonium compounds in higher plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology 44: 357-384.
Sakamoto, A. and Murata, A. N. (1998) Metabolic engineering of rice leading to biosynthesis of glycinebetaine and tolerance to salt and cold. Plant Molecular Biology 38(6): 1011-1019.
Slama, I., Ghnaya, T., Hessini, K., Messedi, D., Savoure, A. and Abdelly, C. (2007) Comparative study of the effects of mannitol and PEG osmotic stress on growth and solute accumulation in Sesuvium portulacastrum. Environmental and Experimental Botany 61(1): 10-17.
Smith, S. E., Facelli, E., Pope, S. and Smith, A. (2010) Plant performance in stressful environments: interpreting new and established knowledge of the roles of arbuscular mycorrhizas. Plant and Soil 326(1-2): 3-20.
Xu, Y. C., Zhang, J. B., Jiang, Q. A., Zhou, L. Y. and Miao, H. B. (2006) Effects of water stress on the growth of Lonicera japonica and quality of honeysuckle. Chinese Journal of Medicinal Materials 29(5): 420-423.
Yang, W. J., Rich, P. J., Axtell, J. D., Wood, K. V., Bonham, C. C., Ejeta, G., Mickelbart M. V. and Rhodes, D. (2003) Genotypic variation for glycine betaine in sorghum. Crop Science 43: 162-169.

Files

History

  • Receive Date: 14 June 2016
  • Revise Date: 19 December 2017
  • Accept Date: 14 June 2016

Share

How to cite

Statistics