Comparative of some growth, biochemical, and hormonal responses of galled branches of two species of willow trees

Document Type : Original Article

Authors

Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran

Abstract

The witches’ broom of the willow trees is induced by photoplasma in the galled branches. The aim of the study is the evaluate the changes in growth and physiological factors and the plant growth-promoting hormones (Auxin, Gibberellin, and Cytokinin) in leaf witches’ broom branches compared with those healthy symptomless branches. The samples were collected from the leaves of ungalled and galled branches of both willow trees in Najvan Park, Isfahan. Results showed that growth parameters, total chlorophyll, and total soluble carbohydrates were decreased in the leaves of witches’ broom branches in both species. However, the relative water content and polyphenol oxidase activity did not show a significant change as compared with those of ungalled branches. In contrast, the ascorbate peroxidase activity did not show a significant difference between the leaves of ungalled and witches’ broom branches in S. babylonica, but its activity was decreased in witches’ broom branches of S. alba. The cytokinin content was increased (more than 50%) in the leaves of witches’ broom branches of both species, but the auxin and GA3 contents in the leaves of witches’ broom branches of S. alba and S. babylonica were significantly decreased by 30.6% and 33.6% respectively as compared with those of healthy control leaves. The concentration of total chlorophyll and water-soluble sugar decreased due to oxidative stress induced by phytoplasma. Reduced growth with no significant change in the relative water content of galled branches in both willow trees is accompanied by the specific hormonal changes of each species which is formed of specific galls for each species.
 
 Introduction
The genus Willows (Salix) are shrubs and trees that usually grow in most parts of the earth. Plant galls are neoformed organs that develop under the influence of galling organisms. Insects, nematodes, viruses, bacteria, mycoplasma, fungi, other plants, and mites are typically considered gall inducers. They cause structural and metabolic changes in their host plants, leading to the formation of the gall organ. Three hypotheses nutrition, microenvironment, and enemy have been proposed for forming galls by insects. The gall formation depends on the level of gene transcription interactions that exist between gall inducers and plants. The function of these genes causes changes in growth and development processes, cytoskeleton organization, cell walls, metabolic pathways, and plant hormone pathways. Recently, Candidatus phytoplasma trifolii caused willow catkin gall on Salix babylonica and S. alba trees, characterized by a unique case of neoplastic formation like witches’ broom structure. The aim of the study is the evaluate of the changes in growth and physiological factors and the plant growth-promoting hormones (Auxin, Gibberellin, and Cytokinin) in leaf witches’ broom branches compared with those healthy symptomless branches.
 
Material and methods
Leaf samples of trees with gall and their symptomless adjacent branches were collected from Najvan Park, Isfahan province, Iran. The length and width of the leaves were measured and recorded. Fresh and dry weights and relative water content (RWC) of leaves were measured. Total chlorophyll was measured according to the Arnon assay. Water soluble carbohydrates were assessed using the method of Dubois et al. (1956). Activities of ascorbate peroxidase (APX) and polyphenol oxidase (PPO) were measured by the methods of Asada and Takahashi (1987) and Kar & Mishra (1976), respectively. High-performance liquid chromatography (HPLC) was used to analyze plant growth-promoting hormones.
 
Results and discussion
The gall formation in Salix species is caused by Candidatus phytoplasma trifolii. The gall formation was accompanied by a reduction in the growth of leaves and shoots, which was represented by smaller leaves and shorter internodes. The gallers used nutritional resources of gall and adverse effects on the growth and survival of the host plants. Results showed that relative water content (RWC) showed no significant changes between the witches’ broom structure compared with those of healthy control leaves in both Salix species. Reduction in growth without change in RWC is due to the modification in the expression of genes which is indicated by smaller leaves in gall. Total chlorophyll was reduced in all gall-infected tissue of both Salix species. The reactive oxygen species (ROS) generated to respond to the biological stress in chloroplast can induce oxidative damage to the photosynthetic pigments which leads to the reduction of soluble sugars in the galled leaves. Polyphenol oxidase (PPO) activity did not show a significant change as compared with those of healthy branches in both galled leaves Salix species. In contrast, the ascorbate peroxidase activity did not show a significant difference between the leaves of ungalled and galled branches in S. babylonica. However, its activity was decreased in galled branches of S. alba, which indicated the activity of these enzymes is not a priority in both galled leaves Salix species. The cytokinin content was increased in the leaves of witches’ broom branches of both species. However, the auxin and GA3 contents in the leaves of witches’ broom branches of S. alba and S. babylonica were significantly decreased by 30.6% and 33.6% respectively as compared with those of healthy control leaves. Enhanced cytokinin content in both willow species can be introduced as the main factor in increasing the divisions of witches’ broom branches, which is coordinated with the particular hormonal changes each species which generates special galls them. 
 
Conclusions
Candidatus phytoplasma trifolii reduced the growth of infected tissues characterized by smaller leaves and shorter internodes, followed by the formation of gall structure in both Salix species. According to the results, the high accumulation of ROS in response to the gall formation was accompanied by a reduction of total chlorophyll and water-soluble carbohydrates. Altogether, it seems that the adverse effects of gallers on Salix species refer partly to oxidative stress, which is synchronized with the specific hormonal changes of each species. These events cause the creation of special galls for each species. 
 
 
 
 
 
 
 
 

Keywords

Main Subjects

Full Text

مقدمه

درخت بید (Salix spp.) به شکل درختچه­ای و درختی دارای بیش از 330 تا 500 گونه است که در اغلب قاره­ها پراکنده شده­اند (Tawfeek et al., 2021) برخی گونه­های درخت بید دارای خواص درمانی هستند (Bajraktari et al., 2022). چوب حاصل از درختان بید در مصارف متعددی مانند تهیه الوار، ساخت مبلمان و خمیر کاغذ استفاده می‌شود (Salehi-Eskandari et al., 2024). اسم درخت بید سفید (S. alba) از تنه سفید یا رنگ سفید پشت برگ­ها مشتق شده است (Meikle, 1984). گال، بافت نوظهوری در گیاه میزبان است که در اثر حشرات گیاهخوار، نماتودها، باکتری­ها، مایکوپلاسما­ها و قارچ­ها  القاء شده و با تغییرات بارز ریختی و فیزیولوژیکی نمایان می­شود (Favery et al., 2020; Guiget et al., 2021; Oliveira et al., 2016). سه فرضیه تغذیه­ای، ریز محیطی یا اقلیمی (microenvironment) و دشمنی (enemy) برای تشکیل گال پیشنهاد شده است. طبق فرضیه تغدیه­ای، بافت‌های گال تامین کننده مواد غذایی بوده و به کمک ترکیبات دفاعی تولید شده توسط گیاه از حشرات یا لارو آنها محافظت می‌کنند (Stone & Schönrogge, 2003). گال با بزرگ کردن پلاسمودسماتا، افزایش نفوذپذیری دیواره­های سلولی و افزایش فشار تورگر سلول­های بافت مغذی، همراه با عمل مکانیکی قطعات دهانی لارو حشرات و تزریق پروتئازها به درون گال، مواد مغذی را برای رشد عوامل گال­زا مهیا می­کند (Favery et al., 2020; Harris et al., 2006). طبق نظریه­ی ریز محیطی، گال­ها، عوامل گال­زا را از تنش­های غیرزیستی نامطلوب به­ویژه تنش کم آبی محافظت می­نمایند  (Guiget et al., 2021; Mohajel Kazemi et al., 2020). فرضیه دشمنی بیان می­کند، گال­ها، عوامل گال­زا را از حمله دشمنان طبیعی و پاتوژن­ها محافظت می­کنند (Stone & Schönrogge, 2003). عوامل گال­زا با القاء تغییرات گسترده در سلول­های میزبان در نهایت، سبب ایجاد گال می­شوند. ظهور گال به برنامه­ریزی مجدد و بیان گسترده­ای از ژن­های گیاهی وابسته است (Cambier et al., 2019; Takeda et al., 2019). عملکرد این ژن­ها منجر به تغییر در مسیرهای متابولیکی (Schultz et al., 2019)، فرایندهای رشد (Takeda et al., 2019)، سازماندهی اسکلت سلولی و دیواره سلولی (Bohlmann & Sobczak, 2014; Khajuria et al., 2013) و مسیرهای هورمونی (Gheysen & Mitchum, 2019) می­شوند. مقایسه تغییرات فیزیولوژیکی سرشاخه­های گال جارویی در بید مجنون نشان دادند برگ­های آن­ها نسبت به سرشاخه­های سالم، میزان قند، رنگدانه­های فتوسنتزی و پروتئین کمتری داشته ولی آنتوسیانین و ترکیبات فنلی آنها افزایش یافته است (Salehi-Eskandari & Kaviani, 2015). فعالیت آنزیم­ آنتی­اکسیدان، آسکوربات پراکسیداز گال­های روزت درختان بید که توسط حشره­گال­زا Rhabdophaga ایجاد شده برخلاف آنزیم پراکسیداز و پلی فنل اکسیداز کاهش یافت (Samsone et al., 2011). افزایش سطح هورمون سیتوکینین و اکسین در گال­های القاء شده توسط حشرات­گال­زا  در گونه­های مختلف گزارش شده است (Oliveira et al., 2016).

 برخی از پژوهش­ها، عامل بیماری گال جارویی سرشاخه­های درخت بید معمولی (Salix alba) را کنه‌های اریوفیده معرفی کرده اند (Nyman & Julkunen-Tiitto, 2000; Salehi-Eskandari & Kaviani, 2015) در حالی­که برخی دیگر بیماری گال جارویی سرشاخه­های بید را گال دم­گربه­ای (Willow catkin gall) یا جاروی جادوگر  (Willow witches'-broom) سرشاخه‌های درختان بید معرفی کرده و عامل آن را فیتوپلاسما  (Candidatus phytoplasma trifolii)بیان کرده­اند (Khadhair & Hiruki, 1995)، که در بید مجنون (S. Babylonica) (Shahryari & Allahverdipour, 2018) و بید سفید یا معمولی (S. alba) (Ghayeb Zamharir, 2018) شناسایی شده است. البته فرض ما این است که کنه­ها ناقل فیتوپلاسما هستند. با توجه به این­که پژوهش‌های صورت گرفته درباره بررسی تغییرات فیزیولوژیک در سرشاخه‌های گال­ جارویی درختان بید محدود بود، پژوهش حاضر با هدف بررسی تغییرات برخی از شاخص­های رشد، صفات بیوشیمیایی، آنزیمی و هورمونی در دو گونه از درختان بید (S. alba, S. babylonica) انجام شد تا برخی از پاسخ­ها و سازگاری­های این درختان به عوامل گال­زا آشکار شود.

 

مواد و روش­ها

مواد گیاهی:

 سرشاخه­های گال­دار و سالم درختان بید معمولی­ (S. alba) و مجنون (S. babylonica) در اواخر اردیبهشت ماه سال 1399، از 6 درخت (از هر گونه) دارای گال در مناطق مجزای پارک ناژوان اصفهان جمع‌آوری شد و جهت بررسی­ها بعدی از برگ­های کاملا تمایز یافته (برگ چهارم تا هفتم) استفاده شد (شکل 1).

 

 

شکل 1- تصویر A، درخت بید معمولی(S. alba) و تصویر B، درخت بید مجنون (S. babylonica) است که یکی از گال­های آنها در پائین تصاویر (C, D) نشان داده شده است. 

Figure 1- Picture of willow trees, Salix alba (right side) and Salix babylonica (left side) which one of their galls branches is shown at the bottom of the pictures (C, D).

 

 

 

سنجش میزان رشد، محتوای نسبی آب: برگ­های سرشاخه­های گال­دار و سالم هر دو درخت از ساقه آنها جدا شد و باخط کش­ میزان طول و عرض اندازه گیری و ثبت شدند. هم­زمان وزن تر آن­ها توسط ترازوی دیجیتال ثبت شد و نمونه­ها جهت خشک شدن به­مدت 72 ساعت در آون با دمای 70 درجه سانتی­گراد قرار گرفتند و مجدداً وزن خشک آنها نیز ثبت شد. از رابطه 1، محتوای نسبی آب (Relative Water Content; RWC) محاسبه شد (Kreslavski et al., 2022).

رابطه 1:             

 

در این رابطه،FW  و DW به­ترتیب وزن­تر و وزن خشک برگ­ هستند.

سنجش کلروفیل کل و کربوهیدارت­ محلول در آب: مقدار کلروفیل کل از رابطه 2 محاسبه شد (Arnon, 1949). جهت استخراج کلروفیل کل، 1/0 گرم برگ تر با استون 80 درصد سائیده شد. پس از سانتریفیوژ و جذب آن‌ها در طول ‌موج‌های 645 و 663 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتری ( Shimadzu model UV-160) خوانده و میزان کلروفیل کل طبق رابطه 2 محاسبه و برحسب میلی‌گرم بر گرم وزن‌تر ارائه شد.

رابطه 2:                       

 

در این رابطه، A: میزان جذب نوری عصاره در طول موج مورد پژوهش، V: حجم نهایی عصاره و W: وزن برگ تر اندازه­گیری میزان کربوهیدرات‌های محلول کل با فنل‌اسیدسولفوریک و بافت تازه برگ توسط دستگاه اسپکتروفتومتری انجام شد (Salehi-Eskandari et al., 2017).

اندازه­گیری آنزیم­های آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز: جهت استخراج عصاره­ی گیاهی، 5/0 گرم از بافت تر اندام هوایی در بافر استخراج فسفات 50 میلی­مولار با pH= 7.8، دارای PVP (پلی‌ونیل‌پیرولیدن) 2 درصد،  DDT (دی­تیول تریتول) 1 میلی­مولار و EDTA 1 میلی­مولار درون هاون سرد سائیده و همگن شد. سپس در دمای 4 درجه سانتی­گراد با سرعت 13000 دور در دقیقه به­مدّت 20 دقیقه سانتریفیوژ و از محلول رویی برای سنجش فعالیت آنزیم­ها استفاده شد. سنجش فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز (Ascorbate peroxidase; APX) با طول موج 290 نانومتر به­مدّت یک دقیقه ثبت و با ضریب خاموشی mM-1 cm-1 8/2 محاسبه شد (Asada & Takahashi, 1987).

جهت سنجش فعالیت آنزیم پلی­فنل اکسیداز(polyphenol oxidase; PPO)  از 25/1 میلی­لیتر بافر فسفات پتاسیم (8/6pH=) دارای 200 میکرولیتر پیروگالل 02/0 مولار و 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی استفاده و تغییرات جذب آن با دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 420 نانومتر بررسی و فعالیت آنزیم بر حسب میلی­گرم پروتئین در دقیقه گزارش شد (Kar & Mishra, 1976). همچنین جهت محاسبه میزان پروتئین از روش برادفورد استفاده شد (Bradford, 1976).

 

اندازه­گیری هورمون­های گیاهی:

سنجش هورمون­های اکسین، جیبرلین و سیتوکینین با دستگاه کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا یا HPLC (مدل: SY-8100، شرکت سازنده: Beijing Karaltay) انجام شد.

تجزیه و تحلیل داده­ها: تجزیه و تحلیل آماری داده­ها با نرم افزار SPSS و ترسیم نمودارها توسط نرم افزارExcel  انجام شد. در اشکال­، ستون‌ها نماینده میانگین حداقل 3 تکرار و میله­های عمودی روی آنها نمایانگر خطای استاندارد ( SE) هستند. مقایسه میانگین‏ها با به کارگیری آزمون t-test با ضریب اطمینان 95 درصد انجام شد.

 

نتایج

میزان رشد، محتوای نسبی آب: شکل 1 تصویر درختان بید و گال­های جارویی­شان را نشان می‌دهد. سرشاخه­های گال­دار هر دو گونه درخت بید همواره رشد (اندازه برگ، وزن، فاصله میان‌گره­ها) کمتری نسبت به شاخه­های سالم (فاقد گال) داشتند به­طوری­که طول برگ شاخه‌های سالم نسبت به برگ­های گال در بید معمولی و مجنون به‌ترتیب 8/8 و 7/5 برابر بود (شکل A-2) و عرض برگ­ها نیز الگوی مشابهی داشت و نسبت عرض برگ­های سالم به برگ­های سرشاخه‌های گال­دار در بید معمولی و مجنون به­ترتیب 7/2 و 9/2 برابر بود (شکل B-2). با توجه به شکل C-2، وزن تر برگ­های سرشاخه­های گال­دار نسبت به برگ­های موجود در شاخه­های سالم در بید معمولی و مجنون به­ترتیب 2/93 و 1/91 درصد کاهش داشت. بر اساس شکل D-2، میزان محتوای نسبی آب برگ‌های سالم و جارویی­شده هر دو گونه از درختان بید تفاوت معنی­داری با برگ­های سالم خودشان نداشتند و از لحاظ آماری در یک سطح قرار گرفتند (P > 0.05).

 

 

شکل 2- مقایسه میانگین طول (A)، عرض(B)، وزن (C) و محتوای نسبی آب برگ(D) سرشاخه­های جارویی­شده و سالم در درختان بید معمولی (S. alba) و مجنون (S. babylonica). هر عدد میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد. حروف غیرمشابه (حروف بزرگ، مربوط به بید معمولی یا S. alba و حروف کوچک مربوط به بید مجنون یا S. babylonica) بیان­گر اختلاف معنی­دار بین داده­ها براساس آزمون  t-test(05/0 P <) است.

Figure 2- Comparison of average length(A), width (B), weight (C) and relative water content of leaves (D) of ungalled and galled branches on two species of Salix. Values are expressed by the mean ± standard error. In each species, different letters (uppercase for S. alba and lowercase for S. babylonica indicate statistically significant differences in t-test (P < 0.05).

 

مقدار کلروفیل کل و کربوهیدارت­ محلول در آب: میزان کلروفیل کل در برگ شاخه­های گال­دار هر دو گونه از درختان بید نسبت به برگ­ سالم کاهش یافت (;P < 0.05 شکل A-3). این کاهش در برگ­های سرشاخه­های گال­دار بید معمولی و مجنون نسبت به برگ­های موجود در سرشاخه­های سالم به ترتیب 7/15 و 6/13 درصد بود. میزان کربوهیدرات­های محلول در آب در برگ گال­دار هر دو گونه از درخت بید نسبت به برگ­های سالم موجود در شاخه­های مجاور کاهش معنی­داری داشت (شکل B -3). همچنین کربوهیدرات­های محلول در آب برگ­های سرشاخه­های گال­دار بید معمولی و مجنون نسبت به برگ­های شاخه­های سالم­ خودشان به ترتیب حدود 49 و 38 درصدی کاهش نشان داد.   

 

شکل 3- مقایسه میانگین کلروفیل کل (A) و کربوهیدرات­های محلول کل (B) سرشاخه­های جارویی­شده و سالم در درختان بید معمولی (S. alba) و مجنون (S. babylonica). هر عدد میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد. حروف غیرمشابه (حروف بزرگ، مربوط به بید معمولی یا S. alba و حروف کوچک مربوط به بید مجنون یا S. babylonica) بیان­گر اختلاف معنی­دار بین داده­ها براساس آزمون  t-test(05/0 P <) است.

Figure 3- Comparison of average total chlorophyll (A) and total soluble carbohydrates (B) of ungalled and galled branches on two species of Salix. Values are expressed by the mean ± standard error. In each species, different letters (lowercase for S. alba and uppercase for S. babylonica indicate statistically significant differences in t-test (P < 0.05).

 

 

میزان فعالیت آنزیم­های آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز: بر اساس شکل A-4، فعالیت آنتی اکسیدانی آنزیم آسکوربات پراکسیداز (APX) در هر دو گونه بید باهم متفاوت بود و فعالیت آنزیم APX در سرشاخه‌های گال­دار درخت بید معمولی نسبت به آنزیم­های استخراج شده از برگ­های سالم مجاور خودشان کاهش معنی­دار نشان دادند، در حالی­که فعالیت این آنزیم در سرشاخه­های گال­دار بید مجنون اختلاف معنی‌داری با سرشاخه­های سالم نداشت (P > 0.05). فعالیت آنزیم پلی فنل اکسیداز (PPO)، در برگ سرشاخه­های گال­دار هر دو گونه­ی بید اختلاف معنی­داری با برگ­های سرشاخه­های سالم مجاور خود نداشته (شکل B-4) و از لحاظ آماری آنها در یک سطح قرار گرفتند (P > 0.05).

 

 

شکل 4- مقایسه میانگین فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز (A) و پلی­فنل­اکسیدار (B) سرشاخه­های جارویی­شده و سالم در درختان بید معمولی(S. alba) و مجنون (S. babylonica). هر عدد میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد. حروف غیرمشابه (حروف بزرگ، مربوط به بید معمولی یا S. alba و حروف کوچک مربوط به بید مجنون یا S. babylonica) بیان­گر اختلاف معنی­دار بین داده­ها براساس آزمون  t-test(05/0 P <) است.

Figure 4- Comparison of the average activity of enzymes ascorbate peroxidase (APX) (A) and polyphenol oxidase (PPO) activity of leaves (B) of ungalled and galled branches on two species of Salix. Values are expressed by the mean ± standard error. In each species, different letters (lowercase for S. alba and uppercase for S. babylonica indicate statistically significant differences in t-test (P < 0.05).

 

 

مقدار هورمون­های گیاهی محرک رشد: میزان هورمون­های محرک رشد در برگ سرشاخه­های گال­دار هر دو گونه بید مطابق شکل 5، متفاوت بود و برخلاف فاکتورهای قبلی از رویه یکسانی تبعیت نمی­کرد. میزان هورمون اکسین در سرشاخه‌های گال­دار هر دو گونه­ی درختی بید، نسبت به برگ­های سرشاخه­های سالم کاهش داشت (شکل A-5). امّا برخلاف کاهش معنی­دار اکسین در برگ­ سرشاخه گال­دار بید معمولی، این کاهش در بید مجنون معنی­دار نبود و میزان اکسین برگ‌های سرشاخه گال­دار با برگ­های سالم مجاور آن در یک سطح قرار گرفت (P > 0.05). همان‌طور که در شکل B-5 مشاهده می­شود، میزان هورمون سیتوکینین سرشاخه گال­دار بید، معمولی و مجنون نسبت به سرشاخه­های سالم مجاور خودشان به ترتیب افزایش 4/54 و 9/75 درصدی داشتند (P < 0.05). میزان جیبرلین در هر دو گونه بید، روند متقاوتی داشت (شکل C-5). میزان این هورمون در سرشاخه‌های گال­دار بید مجنون کاهش 7/33 درصدی نسبت به سرشاخه سالم مجاور خود داشت (P < 0.05)، امّا میزان این هورمون در سرشاخه­های گال­دار بید معمولی، با سرشاخه­های سالم مجاور همان درخت در یک سطح قرار گرفت (P > 0.05).

 

 

 

 

 

 

شکل 5- مقایسه میانگین هورمون­های اکسین (A)، سیتوکینین (B) و جیبرلین (C) در سرشاخه­های جارویی‌شده و سالم درختان بید معمولی (S. alba) و مجنون (S. babylonica هر عدد میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد. حروف غیرمشابه (حروف بزرگ، مربوط به بید معمولی یا S. alba و حروف کوچک مربوط به بید مجنون یا S. babylonica) بیان­گر اختلاف معنی­دار بین داده­ها براساس آزمون  t-test(05/0 P <) است.

Figure 5- Comparison of average the hormones auxin (A), cytokinin (B) and gibberellin (GA3) (C) of ungalled and galled branches on two species of Salix. Values are expressed by the mean ± standard error. In each species, different letters (lowercase for S. alba and uppercase for S. babylonica indicate statistically significant differences in t-test (P < 0.05).

 

 

بحث

در گذشته کنه‌های اریوفیده (Nyman et al., 2000; Salehi-Eskandari & Kaviani, 2015) و در حال حاضر فیتوپلاسما “Candidatus phytoplasma trifolii” (Ghayeb Zamharir, 2018; Shahryari & Allahverdipour, 2018) را علّت تشکیل ساختار نوظهوری مشابه جارو در شاخه­های جانبی درختان بید معمولی و مجنون می‌دانند و کنه­ها ناقل احتمالی فیتوپلاسما محسوب می­شوند. عامل گال­زا منجر به کاهش رشد برگ­ها و اندام­های هوایی شده که با کاهش وزن، طول و عرض برگ­های گال نمایان می­شود (شکل 2). گال جارویی از کنه­ها و لاروهایشان (ناقل احتمالی فیتوپلاسما) حفاظت می­کند. این گال­ها توسط تراکم بالای برگ­های شاخه­های جارویی­ ایجاد شده که حاصل کاهش رشد است و عوامل گال­زا را از دید دشمنان طبیعی پنهان کرده بنابراین موافق فرضیه دشمنی است (Giron et al., 2016). 

برخلاف شاخه­های معمولی، جارویی­شدن سرشاخه­های گال­دار سبب افزایش تراکم برگ­ها شده و شرایط ریزمحیطی خاصی را ایجاد کرده که عوامل گال­زا را از تنش­های غیرزیستی چون نور مستقیم و کاهش رطوبت محافظت کرده، در نتیجه از فرضیه ریزمحیطی پشتیبانی می­کند (Stone et al., 2002). نتایج نشان دادند محتوای نسبی آب(RWC)  برگ­های گال جارویی­ تفاوت معنی‌داری با برگ­های سالم ندارد و این کاهش وزن تر برگ های سرشاخه­های گال­دار نسبت به برگ­های سالم ممکن است مربوط به تغییر در الگوی رشد باشد که با تغییر بیان ژن­ها ایجاد شده است و در نهایت با تغییر شکل ظاهری برگ­ها و ساقه ظاهر می­شود (Cambier et al., 2019; Favery et al., 2016). تشکیل گال تاجی شکل (Crown gall) توسط باکتری Agrobacterium tumefaciens با ورود قطعه­ای از DNA باکتری القاء شده و با رشد غیر قابل کنترل، سبب ظهور بافت گال در درختان (گردو، فندق، بادام، گیلاس، هلو) و در بعضی از گل­های زینتی مانند گل رز می­شود (Kerpen et al., 2019).

کلروپلاست­ها تحت شرایط نوری مناسب، با تجزیه آب، اکسیژن مولکولی و قدرت احیاء کنندگی لازم برای تثبیت دی­اکسید کربن را تولید می­کنند، بنابراین آنها به­عنوان منبعی از گونه­های اکسیژن واکنش­گر (reactive oxygen species; ROS) در گیاهان عمل می­کنند (Asada, 1999). انواع تنش­های زیستی و غیرزیستی با کاهش محتوای کلروفیل، میزان فتوسنتز را تحت تأثیر قرار می­دهند (Sherin et al., 2022). در پژوهش حاضر، مقدار کلروفیل کل هر دو درخت بید نسبت به برگ­های سالم شاخه‌های مجاورشان به­طور معنی­دار کاهش یافت (شکل A-3). کلروپلاست­ها در نور، ROS را در پاسخ به تنش­های زیستی تولید کرده که منجر به تخریب غشاهای تیلاکوئیدی شده و با کاهش رنگدانه­های فتوسنتزی نمایان می­شود (Murata et al., 2007; Salehi-Eskandari et al., 2024). نتایج مشابه کاهش کلروفیل a (Gailite et al., 2005) در برگ­های موجود در گال گونه‌های درختی Picea abies, Acer sacharinum, Ulmus laevis, Ulmus glabra, Tilia cordata و کاهش کلروفیل کل (Patankar et al., 2013) در دو گونه بید (Salix pulchra, Salix glauca)، حاصل فعالیت پراکسیداسیون گزارش شده است. عوامل گال­زا می­توانند با تغییر در مسیرهای تجزیه و بیوسنتز کلروفیل­ها میزان کلروفیل­ها را در گال­ها کاهش دهند (Huang et al., 2014).

میزان قندهای محلول برگ در آب سرشاخه‌های گال­دار ­هر دو گونه بید نسبت به برگ­های سالم کاهش معنی‌دار داشت (شکل B-3). بهینه کربوکسیلاسیون رابطه نزدیکی با محتوای کلروفیل دارد (Ivanova et al., 2022)، که با گزارش­های قبلی در درخت بید معمولی (Salix alba) همخوانی داشت (Salehi-Eskandari & Kaviani, 2015). اما برخلاف نتایج این پژوهش، قندهای محلول در گال­های درخت زیرفون (Tilia platyphyllos) که توسط Eriophyes tiliae ایجاد شده­اند، بیشتر از برگ­های سالم مجاور آن بود (Guedes et al., 2023). احتمالاً میزان کربوهیدرات­های محلول سرشاخه­های گال­دار کمتر از مقدار اندازه­گیری شده است و جابه‌جایی ترکیبات قندی از نواحی مجاور گال به آن سبب افزایش نسبی قندهای محلول شده است.

اولین پاسخ به تنش­های اکسیداتیو حاصل از حمله پاتوژ­ن­ها به گیاه، تولید ROS است (Kot et al., 2020) میزان ROS  به­ویژه پراکسید هیدروژن (H2O2)، نقش حیاتی در انتقال پیام و محدود کردن ورود بیمارگر (پاتوژن) دارد (Barna & Pogány, 2001; Kot et al., 2020). گیاهان دارای راهکارهای دفاعی آنتی‌اکسیدانی غیرآنزیمی (کارتنوئیدها، فلاونوئیدها، آسکوربات، آنتوسیانین‌ها و فنل کل) (Hajihashemi & Ehsanpour, 2014) و آنزیمی مانند کاتالاز (CAT)، آسکوربات پراکسیداز (APX) و گایاکول پراکسیداز (POX) هستند (Kmieć et al., 2022). APX در سیتوپلاسم و کلروپلاست­ها فعالیت می­کند و APX کلروپلاستی دارای دو نوع آنزیم،APX  متصل به غشاء تیلاکوئیدی (tAPX) و APX استرومایی (sAPX) است که به­ترتیب به‌عنوان اولین و دومین لایه حذف کننده H2O2 عمل کرده و آن را به آب و اکسیژن تبدیل می­کند (Maruta et al., 2016) . میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در بید معمولی، برخلاف بید مجنون کاهش معنی­داری نشان داد (شکل A-4) و بیانگر این است که اولویت فعالیت­های آنزیم­های آنتی­اکسیدان در دو گونه APX نیستند. پلی‌فنل‌اکسیداز (PPO)، آنزیم­ دفاعی مختص گیاهان است که در پاسخ به حمله گیاهخوارن القاء می­شود (Gailite et al., 2005). PPO، ترکیبات فنلی اکسید شده­ای را تولید کرده که با اتصال آن­ها به اسیدهای آمینه ضروری گیاه، فعالیت ضد تغذیه‌ای ایجاد می­کنند (Samsone et al., 2011). میزان فعالیّت این آنزیم در برگ­های گال­دار درختان بید مورد پژوهش (S. alba, S. babylonica)  ،نسبت به برگ­های سرشاخه­های سالم خود، تغییر معنی­دار نداشت. برخلاف نتایج پژوهش حاضر، میزان فعالیت آنزیم PPO در برگ‌های گال روزت گونه­ای از بید (S. caprea)، 13 برابر برگ­های سالم مجاور بود (Samsone et al., 2011)، امّا در برگ­های گال جارویی گونه­ای دیگر بید (S. fragilis) کاهش فعالیت مشاهده شد (Gailite et al., 2005). با توجه به این نتایج می­توان چنین استنباط کرد که میزان فعالیت این آنزیم وابسته به نوع گال و گونه مورد پژوهش است. هورمون‌های گیاهی، از قبیل اسید سالیسیلیک (SA)، اتیلن (ET) و اسید جاسمونیک (JA)، جنبه‌های مختلف پاسخ‌های دفاعی گیاه به حشرات و نماتدها را کنترل می­کنند، در حالی­ که این انگل‌ها از اکسین‌ها (IAA) و سیتوکینین‌ها نیز برای کنترل رشد و نمو گیاه میزبان به نفع خود بهره می‌برند (Favery et al., 2020). هورمون اکسین با القاء رشد و تقسیم سلولی در بافت­های گیاهی با ایجاد سلول­های مغذی در تغذیه لاروها نقش مهمی دارد (Giron et al., 2016). میزان سیتوکینین در برخی از لاروهای (T. acaciaelongifoliae و E. solidaginis) موجود در بافت درونی گال بیش از (50 تا 62 برابر) سلول­های احاطه کننده آنهاست. سیتوکینین­ها نیز مشابه اکسین در تقسیم و رشد سلول­های گیاهی نقش داشته و ایجاد گال­ها را تسهیل می­کنند (Tooker & Helms, 2014). معمولاً افزایش سطح اکسین‌ و سیتوکینین­ها پیام­های حاصل از SA را سرکوب و در نهایت پاسخ‌های دفاعی گیاهان را در برابر مهاجمان (حشرات، نماتودها و...) مهار کند (Ji et al., 2013). میزان هورمون اکسین در سرشاخه­های گال­دار بید معمولی (شکل A-5)، برخلاف بید مجنون به­طور معنی­داری کاهش داشت، امّا میزان سیتوکینین سرشاخه­های گال­دار هر دو گونه بید با برگ­های سالم مجاورشان افزایش معنی­دار داشتند (شکل B-5). همچنین میزان هورمون جیبرلین در سرشاخه­های گال­دار S. babylonica برخلاف بید معمولی کاهش نشان داد (شکل C-5). این تغییرات نشان می­دهد تغییرات هورمون­های رشد دهنده در گال­ گونه­ها متفاوت وابسته به جنس است، امّا افزایش هورمون سیتوکینین در هر دو گونه بید را می­توان عامل اصلی افزایش تقسیمات سرشاخه­های گال­دار معرفی کرد (Tooker & Helms, 2014)، که با کاهش هورمون رشد دهنده جیبرلین و اکسین در بید مجنون و معمولی همراه شده و ساختار منحصر به­فرد گال آن گونه­های ایجاد می­کند. نتایج این پژوهش نشان دادند ایجاد گال در سرشاخه­های درختان بید منجر به کاهش رشد آنها شده، به طوری که وزن، طول و عرض برگ­ها، رنگدانه­های فتوسنتزی و محصولات فتوسنتزی آنها نسبت به سرشاخه‌های سالم مجاور کاهش نشان داد، امّا با توجه به عدم تغییر معنی­دار محتوای نسبی آب برگ­های گال جارویی­ با سالم هر دو گونه درختی می­توان چنین استباط کرد عامل اصلی تغییر شکل آنها، تغییر الگوی بیان ژن­های سرشاخه­های جارویی­شده است که با افزایش هورمون سیتوکینین و کاهش هورمونی خاص هر گونه همراه شده تا در سرشاخه­های آنها ساختار نوظهوری (گال) خاص هر گونه آشکار شود (Favery et al., 2020; Kmieć et al., 2022). با توجه به این که احتمالاً فیتوپلاسما توسط کنه­های اریوفیده منتقل می­شود، این تغییر ساختار احتمالاً به نفع عوامل گال­زا (کنه‌ها) است تا شرایط بهینه تغذیه­ای و ریزمحیطی (آب و هوایی) برای آنها مهیا سازد و آنها را از تهدیدات دشمنان طبیعی محافظت کند، از طرفی گیاه با تشکیل ساختار گال عوامل گال­زا را محدود و از دیگر قسمت­ها مجزا سازد.

 

سپاسگزاری

از معاونت پژوهشی دانشگاه پیام نور استان اصفهان به دلیل حمایت مالی از این پژوهش صمیمانه سپاسگزاری می­شود.

 

References

Arnon, D. (1949). Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in Beta vulgaris. Plant Physiology, 24, 1-15. https://doi.org/10.1104/pp.24.1.1
Asada, K. (1999). The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Annual Review of Plant Biology, 50(1), 601-639. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.50.1.601
Asada, K. & Takahashi, M. (1987). Production and scavenging of active oxygen photosynthesis. In ‘Photoinhibition. Topics in photosynthesis. Vol. 9. (Eds DJ Kyle, CB Osmond, CJ Arntzen), 227–287: Elsevier: Amsterdam.
Bajraktari, D., Bauer, B. & Zeneli, L. (2022). Antioxidant capacity of Salix alba (Fam. Salicaceae) and influence of heavy metal accumulation. Horticulturae, 8(7), 642. https://doi.org/10.3390/horticulturae8070642
Barna, B. & Pogány, M. (2001). Antioxidant enzymes and membrane lipid composition of disease resistant tomato plants regenerated from crown galls. Acta Physiologiae Plantarum, 23, 273-277. https://doi.org/10.1007/s11738-001-0033-x
Bohlmann, H. & Sobczak, M. (2014). The plant cell wall in the feeding sites of cyst nematodes. Frontiers in Plant Science, 5, 89. https://doi.org/10.3389/fpls.2014.00089
Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72(1-2), 248-254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
Cambier, S., Ginis, O., Moreau, S. J., Gayral, P., Hearn, J., Stone, G. N., & Drezen, J. M. (2019). Gall wasp transcriptomes unravel potential effectors involved in molecular dialogues with oak and rose. Frontiers in Physiology, 10, 926. https://doi.org/10.3389/fphys.2019.00926
Favery, B., Dubreuil, G., Chen, M. S., Giron, D. & Abad, P. (2020). Gall-inducing parasites: convergent and conserved strategies of plant manipulation by insects and nematodes. Annual Review of Phytopathology, 58, 1-22. https://doi.org/10.1146/annurev-phyto-010820-012722
Favery, B., Quentin, M., Jaubert-Possamai, S. & Abad, P. (2016). Gall-forming root-knot nematodes hijack key plant cellular functions to induce multinucleate and hypertrophied feeding cells. Journal of Insect Physiology, 84, 60-69. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2015.07.013
Gailite, A., Andersone, U. & Ievinsh, G. (2005). Arthropod-induced neoplastic formations on trees change photosynthetic pigment levels and oxidative enzyme activities. Journal of Plant Interactions, 1(1), 61-67. https://doi.org/10.1080/17429140500254728
Ghayeb Zamharir, M. (2018). Association of ‘Candidatus Phytoplasma trifolii’related strain with white willow proliferation in Iran. Australasian Plant Disease Notes, 13(1), 1-4. https://doi.org/10.1007/s13314-018-0300-y
Gheysen, G. & Mitchum, M. G. (2019). Phytoparasitic nematode control of plant hormone pathways. Plant Physiology, 179(4), 1212-1226. https://doi.org/10.1104/pp.18.01067
Giron, D., Huguet, E., Stone, G. N. & Body, M. (2016). Insect-induced effects on plants and possible effectors used by galling and leaf-mining insects to manipulate their host-plant. Journal of Insect Physiology, 84, 70-89. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2015.12.009
Guedes, L. M., Sanhueza, C., Torres, S., Figueroa, C., Gavilán, E., Pérez, C. I. & Aguilera, N. (2023). Gall-inducing Eriophyes tiliae stimulates the metabolism of Tilia platyphyllos leaves towards oxidative protection. Plant Physiology and Biochemistry, 195, 25-36. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2022.12.014
Guiget, A., Takeda, S., Hirano, T., Issei, O. & Sato, M. H. (2021). Recent Progress Regarding the Evolution and Molecular Aspect of Insect Gall Formation. https://doi.org/10.20944/preprints202106.0494.v1
Hajihashemi, S. & Ehsanpour, A. A. (2014). Antioxidant response of Stevia rebaudiana B. to polyethylene glycol and paclobutrazol treatments under in vitro culture. Applied Biochemistry and Biotechnology, 172(8), 4038-4052. https://doi.org/10.1007/s12010-014-0791-8
Harris, M., Freeman, T., Rohfritsch, O., Anderson, K., Payne, S. & Moore, J. (2006). Virulent Hessian fly (Diptera: Cecidomyiidae) larvae induce a nutritive tissue during compatible interactions with wheat. Annals of the Entomological Society of America, 99(2), 305-316. https://doi.org/10.1603/0013-8746(2006)099[0305:VHFDCL]2.0.CO;2
Huang, M. Y., Huang, W. D., Chou, H. M., Chen, C. C., Chang, Y. T. & Yang, C. M. (2014). Herbivorous insects alter the chlorophyll metabolism of galls on host plants. Journal of Asia-Pacific Entomology, 17(3), 431-434. https://doi.org/10.1016/j.aspen.2014.04.004
Ivanova, L. A., Chetverikov, P. E., Ivanov, L. A., Tumurjav, S., Kuzmin, I. V., Desnitskiy, A. G. & Tolstikov, A. V. (2022). The effect of gall mites (Acariformes, Eriophyoidea) on leaf morphology and pigment content of deciduous trees in West Siberia. Acarina, 30(1), 89-98. https://doi.org/10.21684/0132-8077-2022-30-1-89-98
Ji, H., Gheysen, G., Denil, S., Lindsey, K., Topping, J. F., Nahar, K., & Van Criekinge, W. (2013). Transcriptional analysis through RNA sequencing of giant cells induced by Meloidogyne graminicola in rice roots. Journal of Experimental Botany, 64(12), 3885-3898. https://doi.org/10.1093/jxb/ert219
Kar, M. & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57(2), 315-319. https://doi.org/10.1104/pp.57.2.315
 
Kerpen, L., Niccolini, L., Licausi, F., Van Dongen, J. T. & Weits, D. A. (2019). Hypoxic conditions in crown galls induce plant anaerobic responses that support tumor proliferation. Frontiers in Plant Science, 10, 56. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00056
Khadhair, A. H. & Hiruki, C. (1995). The molecular genetic relatedness of willow witches'-broom phytoplasma to the clover proliferation group. Proceedings of the Japan Academy, Series B, 71(5), 145-147. https://doi.org/10.2183/pjab.71.145
Khajuria, C., Wang, H., Liu, X., Wheeler, S., Reese, J. C., El Bouhssini, M., & Chen, M. S. (2013). Mobilization of lipids and fortification of cell wall and cuticle are important in host defense against Hessian fly. BMC Genomics, 14(1), 1-16. https://doi.org/10.1186/1471-2164-14-423
Kmieć, K., Kot, I., Rubinowska, K., Górska-Drabik, E., Golan, K. & Sytykiewicz, H. (2022). The variation of selected physiological parameters in elm leaves (Ulmus glabra Huds.) infested by gall inducing aphids. Plants, 11(3), 244. https://doi.org/10.3390/plants11030244
Kot, I., Sempruch, C., Rubinowska, K. & Michałek, W. (2020). Effect of Neuroterus quercusbaccarum (L.) galls on physiological and biochemical response of Quercus robur leaves. Bulletin of Entomological Research, 110(1), 34-43. https://doi.org/10.1017/S0007485319000221
Kreslavski, V., Ivanov, A., Shmarev, A., Khudyakova, A. & Kosobryukhov, A. (2022). Influence of iron nanoparticles (Fe3O4 and Fe2O3) on the growth, photosynthesis and antioxidant balance of wheat plants (Triticum aestivum). Paper presented at the Bio Web of Conferences.
Maruta, T., Sawa, Y., Shigeoka, S. & Ishikawa, T. (2016). Diversity and evolution of ascorbate peroxidase functions in chloroplasts: more than just a classical antioxidant enzyme? Plant and Cell Physiology, 57(7), 1377-1386. https://doi.org/10.1093/pcp/pcv203
Meikle, R. D. (1984). Willows and poplars of Great Britain and Ireland.
Mohajel Kazemi, E., Alinejad, F. & Mohajjel Shoja, H. (2020). Investigation of anatomical changes induced in Fraxinus rotundifolia leaflets by Psyllopsis (Psyllopsis fraxini) infection. Iranian Journal of Plant Biology, 12(1), 71-84. [in Persian]. https://doi.org/10.22108/ijpb.2020.118608.1165
Murata, N., Takahashi, S., Nishiyama, Y. & Allakhverdiev, S. I. (2007). Photoinhibition of photosystem II under environmental stress. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics, 1767(6), 414-421. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2006.11.019
Nyman, T. & Julkunen-Tiitto, R. (2000). Manipulation of the phenolic chemistry of willows by gall-inducing sawflies. Proceedings of the National Academy of Sciences, 97(24), 13184-13187. https://doi.org/10.1073/pnas.230294097
Nyman, T., Widmer, A. & Roininen, H. (2000). Evolution of gall morphology and host‐plant relationships in willow‐feeding sawflies (Hymenoptera: Tenthredinidae). Evolution, 54(2), 526-533. https://doi.org/10.1111/j.0014-3820.2000.tb00055.x
Oliveira, D., Isaias, R., Fernandes, G., Ferreira, B., Carneiro, R. & Fuzaro, L. (2016). Manipulation of host plant cells and tissues by gall-inducing insects and adaptive strategies used by different feeding guilds. Journal of Insect Physiology, 84, 103-113. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2015.11.012
Patankar, R., Starr, G., Mortazavi, B., Oberbauer, S. F. & Rosenblum, A. (2013). The effects of mite galling on the ecophysiology of two arctic willows. Arctic, Antarctic and Alpine Research, 45(1), 99-106. https://doi.org/10.1657/1938-4246-45.1.99
Salehi-Eskandari, B., Ghaderian, S. M. & Schat, H. (2017). The role of nickel (Ni) and drought in serpentine adaptation: contrasting effects of Ni on osmoprotectants and oxidative stress markers in the serpentine endemic, Cleome heratensis, and the related non-serpentinophyte, Cleome foliolosa. Plant and Soil, 417, 183-195. https://doi.org/10.1007/s11104-017-3250-9
Salehi-Eskandari, B. & Kaviani, M. (2015). Comparison of physiological and biochemical changes in healthy trees and willow branches gall (Salix babylonica). Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 27(5), 885-892. [In Persian]. https://doi.org/27512
Salehi-Eskandari, B., Kazemi Renani, S. & Hajihashemi, S. (2024). Evaluation of physiological and morphological responses of Salix alba and Salix babylonica to witches’ broom gall. European Journal of Plant Pathology, 169, 395-408. https://doi.org/10.1007/s10658-024-02833-0
Samsone, I., Andersone, U. & Ievinsh, G. (2011). Gall midge Rhabdophaga rosaria-induced rosette galls on Salix: morphology, photochemistry of photosynthesis and defense enzyme activity. Environmental and Experimental Biology, 9, 29-36.
Schultz, J. C., Edger, P. P., Body, M. J. & Appel, H. M. (2019). A galling insect activates plant reproductive programs during gall development. Scientific Reports, 9(1), 1-17. https://doi.org/10.1038/s41598-018-38475-6
Shahryari, F. & Allahverdipour, T. (2018). “Candidatus Phytoplasma trifolii” related strain affecting Salix babylonica in Iran. Australasian Plant Disease Notes, 13(1), 1-3. https://doi.org/10.1007/s13314-018-0321-6
Sherin, G., Aswathi, K. R. & Puthur, J. T. (2022). Photosynthetic functions in plants subjected to stresses are positively influenced by priming. Plant Stress, 100079. https://doi.org/10.1016/j.stress.2022.100079
Stone, G. N. & Schönrogge, K. (2003). The adaptive significance of insect gall morphology. Trends in Ecology and Evolution, 18(10), 512-522. https://doi.org/10.3390/ijms22179424
Stone, G. N., Schönrogge, K., Atkinson, R. J., Bellido, D. & Pujade-Villar, J. (2002). The population biology of oak gall wasps (Hymenoptera: Cynipidae). Annual Review of Entomology, 47(1), 633-668. https://doi.org/10.1146/annurev.ento.47.091201.145247
Takeda, S., Yoza, M., Amano, T., Ohshima, I., Hirano, T., Sato, M. H., & Kimura, S. (2019). Comparative transcriptome analysis of galls from four different host plants suggests the molecular mechanism of gall development. PLoS One, 14(10), e0223686. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0223686
Tawfeek, N., Mahmoud, M. F., Hamdan, D. I., Sobeh, M., Farrag, N., Wink, M. & El-Shazly, A. M. (2021). Phytochemistry, pharmacology and medicinal uses of plants of the genus Salix: an updated review. Frontiers in pharmacology, 12, 593856. https://doi.org/10.3389/fphar.2021.593856
Tooker, J. F. & Helms, A. M. (2014). Phytohormone dynamics associated with gall insects, and their potential role in the evolution of the gall-inducing habit. Journal of Chemical Ecology, 40, 742-753. https://doi.org/10.1007/s10886-014-0457-6
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Files

History

  • Receive Date: 15 December 2023
  • Revise Date: 11 May 2024
  • Accept Date: 14 May 2024

Share

How to cite

Statistics