Effect of silicon nanoparticles on growth parameters, ascorbate and glutathione contents, and antioxidant enzyme activity in tomato under cadmium stress

Document Type : Original Article

Authors

1 Biology Department, Faculty of Science, Urmia University, Urmia, Iran.

2 1Biology Department, Faculty of Science, Urmia University, Urmia, Iran.

3 2Horticalture Department, Faculty of Agriculture, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

Abstract

Silica nanoparticles can reduce the adverse effects of abiotic stresses by modulating several physiological processes. However, there is little information about how these effects are mediated under heavy metal stress. This study investigated the role of silicon nanoparticles in mitigating the toxicity of cadmium chloride in tomatoes (Solanum lycopersicum L.) was investigated. Silicon nanoparticles were used at levels 0, 25, 50, and 100 mg/l, and cadmium chloride at three levels of 0, 100, and 200 µM. The results showed that 200 μM cadmium treatment resulted in a decrease in plant fresh weight and length, ascorbate and glutathione levels in shoots and roots, but increased cadmium, malondialdehyde, H2O2, and protein content compared to the level 0 cadmium treatment. 50 mg/l nanosilica treatment resulted in an increase in plant fresh weight and length, an increase in ascorbate and glutathione levels, and a decrease in cadmium, malondialdehyde, H2O2, and protein content compared to the level 0 nanosilica treatment. Cadmium stress increased the activity of superoxide dismutase, ascorbate peroxidase, catalase, glutathione reductase, and glutathione-S-transferase, and the treatment of 50 mg/l silicon nanoparticles under cadmium stress enhanced the activity of these enzymes. The maximum increase in the activity of enzymes by silicon nanoparticles showed that these nanoparticles play a significant role in detoxifying reactive oxygen species and reducing oxidative stress induced by cadmium.
 Introduction
Environmental pollution by heavy metals has become a serious concern. Plants more readily take up Cadmium (Cd) than other heavy metals due to their high mobility and good water solubility. The high toxicity of Cd in plants may threaten crop quality and yield. Cd induces the production of reactive oxygen species (ROS). The tripeptide glutathione (Glu-Cys-Gly), widely synthesized in plants, contains a sulfhydryl group and can quench ROS. The reduced glutathione (GSH) pool is maintained by glutathione reductase (GR), which catalyzes the NADPH-dependent reduction of the disulfide bond in the glutathione molecule. Silica (Si) is the most abundant non-metallic element in the Earth's crust after oxygen. Most plants absorb soil-soluble Si from mineral sources such as silicic or monosilicic acid. Tomatoes, one of the most popular and widely consumed crops worldwide, are significant for employing strategies to mitigate the effects of toxic substances such as Cd, thereby enhancing product quality. In this context, Alves et al. (2020) used selenium, and Naciri et al. (2021) used potassium to alleviate Cd stress in tomatoes. However, available information on the effects of Nano-SiO2 under stress conditions is limited. Therefore, this study aims to investigate how Nano-SiO2 relieves Cd stress at the morphological, biochemical, and enzymatic levels.
Materials and Methods
This research was conducted as a factorial experiment in triplicate, based on a completely randomized design at Urmia University. Tomato seeds purchased from Glass Garden Company were surface sterilized using 0.1% sodium hypochlorite for 15 min, rinsed, and cultured in Petri dishes. Three days after germination, the seedlings were transferred to pots containing perlite, and a half-strength micronutrient solution of Hoagland was used for irrigation and nutrition. The plants were maintained in a greenhouse with 16 hr of light and 8 hr of darkness at a temperature of 25°C during the day and 20°C at night, with a relative humidity of 70%. Nano-SiO2 was prepared at 0, 25, 50, and 100 mg/l concentrations and sonicated for 45 min. Immediately after sonication, the plants were sprayed with Nano-SiO2 once a day during the four-leaf stage for four days. Following the Nano-SiO2 treatment, the seedlings were irrigated with Hoagland solution containing CdCl2 at concentrations of 0, 100, and 200 μM for seven days. Finally, the shoots and roots were separated, frozen in liquid nitrogen, and stored at -80 °C for subsequent experiments. Malondialdehyde (MDA), hydrogen peroxide (H2O2), ascorbic acid (ASA), and dehydroascorbate (DHA) reduced glutathione (GSH (and oxidized glutathione (GSSG) levels were determined. The activities of superoxide dismutase (SOD), ascorbate peroxidase (APX), GR, and glutathione-S-transferase (GST) enzymes were also measured. All treatments were performed in triplicate, and the results were presented as mean ± SD (standard deviation). Statistical differences were evaluated using Microsoft Excel and Two Way ANOVA, followed by Duncan's multiple range test. P < 0.05 was considered to indicate a significant difference.
 Results and discussion
The results showed that 200 μM CdCl2 decreased plant fresh weight and length, reduced ascorbate and glutathione content, and increased levels of Cd, MDA, and H2O2 compared to the 0 CdCl2 treatment. In contrast, the 50 mg/l Nano-SiO2 treatment increased plant fresh weight and length, elevated ascorbate and glutathione content, and decreased Cd, MDA, and H2O2 levels compared to the 0 Nano-SiO2 treatment. Furthermore, 200 μM CdCl2 increased protein content and antioxidant enzyme activity compared to the 0 CdCl2 treatment. The increase in antioxidant enzyme activity observed in this study under Cd stress suggests that this activity may not effectively neutralize ROS in tomatoes, as indicated by the elevated levels of MDA and H2O2. The content of MDA and H2O2 remained high despite the increase in antioxidant enzyme activity, suggesting that H2O2 accumulation exceeded the ROS scavenging capacity of the plants under Cd stress, resulting in oxidative stress due to an imbalance between ROS production and removal. However, the treatment with 50 mg/l Nano-SiO2 under 200 μM CdCl2 further increased antioxidant enzyme activity. This suggests that by enhancing antioxidant enzyme activity, Nano-SiO2 significantly reduces MDA and H2O2 levels, contributing to the stability of cell membranes and creating an environment with lower oxidative stress, as reflected in the reduction of lipid peroxidation. Consequently, these factors improve growth and increase tomato biomass under Cd stress.
 
 
 
Conclusion
The findings of this study indicate that spraying 50 mg/l of Nano-SiO2 is an effective method for enhancing tomato growth under Cd stress, as it stimulates antioxidant enzyme activity and reduces oxidative stress. Additionally, Nano-SiO2 can serve as a viable source for producing safe food products in response to food security challenges, particularly in lands contaminated with the heavy metal Cd. This method presents a suitable alternative to traditional approaches. However, field-scale studies are needed to understand these results better and confirm them.

Keywords

Main Subjects

Full Text

مقدمه

آلودگی محیط زیست توسط فلزات سنگین تبدیل به یک نگرانی جدی شده است (Zulfiqar et al., 2022). کادمیوم (Cd) در مقایسه با سایر فلزات سنگین، احتمال بیشتری دارد به علّت تحرک بالا و حلالیت مناسب در آب، توسط گیاهان جذب شود (Riaz et al., 2021). سمیت بالای Cd در گیاه ممکن است یک تهدید برای کیفیت و عملکرد محصول باشد (Zhao et al., 2021). این فلز سنگین تولید گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) را القا می­کند (Sardar et al., 2022). گیاهان دارای سامانه قوی آنتی­اکسیدانی شامل آنزیم­های کاتالاز (CAT)، آسکوربات پراکسیداز (APX)، سوپراکسید دیسموتاز (SOD)، گایاکول پراکسیداز (GPX)، گلوتاتیون ردوکتاز (GR)، گلوتاتیون اس ترانسفراز (GST) و مولکول­های آنتی­اکسیدانی نظیر گلوتاتیون (GSH)، اسید آسکوربیک (ASA)، پلی فنول­ها و فلاونوئیدها هستند (Sarker & Oba, 2018). سم­زدایی آب اکسیژنه که توسط APX و با اﮐﺴﯿﺪاﺳﯿﻮن آﺳﮑﻮرﺑﺎت (ASA) ﺑﻪ ﻣﻮﻧﻮ دهیدروآﺳﮑﻮرﺑﺎت (MDHA) ﺻﻮرت ﻣﯽﮔﯿﺮد، اولین مرحله از سیکل گلوتاتیون-آسکوربات (ASC-GSH) است (Jiang et al., 2022). وﺟﻮد ﻣﯿﺰان ﮐﺎﻓﯽ از ASA منجر به ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﺑﯿﺸﺘﺮ و ﺗﺠﺰﯾﻪ ﮐﺎراﺗﺮ آب اﮐﺴﯿﮋﻧﻪ (H2O2) ﻣﯽ­شود (Prajapati et al., 2022). ﺗﻮﻟﯿﺪ ﻣﺠﺪد ASA ﻧﯿﺎز ﺑﻪ اﮐﺴﯿﺪاﺳﯿﻮن ﻣﻮﻟﮑﻮل­های ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﯿﻮن اﺣﯿﺎء (GSH) ﺑﻪ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﯿﻮن اﮐﺴﯿﺪ ﺷﺪه (GSSG) دارد و ﯾﮑﯽاز ﺗﺒﺪﯾﻞهای ﻣﻬﻢ در ﭼﺮﺧﻪ ASC-GSH است (Kaya & Ashraf, 2022). تری پپتید گلوتاتیون (Glu-Cys-Gly) که به طور گسترده­ای در گیاهان سنتز می­شود، دارای گروه سولفیدریل است و می­تواند ROS را خاموش کند (Dorion et al., 2021). مخزن GSH توسط GR نگهداری می­شود و GR سبب احیای واکنش وابسته به NADPH باند دی سولفیدی در GSH می­شود (Zechmann, 2020). GSTs توسط فلزات سمی و نیز تنش اکسیداتیو القا می­شوند و نقش عملکردی خود را توسط تری پپتید GSH انجام می‌دهند (Hussain et al., 2022). این آنزیم در شکل­گیری هم­تافته گلوتاتیون-فلزات سنگین و تخفیف تنش نیز دخالت دارند (Li et al., 2022). GR و GST نقش مهمی در تعیین تحمل گیاهان در مقابل تنش­های محیطی مختلف مانند فلزات سنگین ایفا می­کنند (Dorion et al., 2021).

سیلیس (Si) به عنوان فراوان­ترین عنصر غیر فلزی پوسته زمین بعد از اکسیژن در نظر گرفته می­شود (Bhardwaj et al., 2023). اکثر گیاهان Si محلول در خاک را به شکل اسید سیلیسیک یا مونوسیلیسیک اسید از منابع معدنی جذب می­کنند (Sharma et al., 2023). پژوهش های متعدد نشان می­دهد Si می­تواند تنش Cd را از روش­های مختلف مانند تشکیل کمپلکس­های سیلیکون-کادمیوم، تحریک دیواره سلولی برای باند شدن به کاتیون­ها و تغییر در موقعیت و انتقال درون سلولی کادمیوم کاهش دهد (Boorboori, 2023). علاوه بر این، Si نقش حیاتی در کاهش آسیب­های اکسیداتیو ناشی از تنش Cd با تحریک تولید آنتی­اکسیدان­ها و کاهش پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی در گیاهان مختلف به ویژه گوجه­فرنگی ایفا می­کند (Altaf et al., 2022). گوجه­فرنگی که یکی از محبوب­ترین و پر مصرف‌ترین محصولات در سطح جهانی است، سرشار از ترکیبات عملکردی نظیر پروتئین، هیدروکربن، لیکوپن، بتاکاروتن و ویتامین­های A، B1، B2 ، C، E و K و نیز مواد معدنی مانند آهن، فسفر، کلسیم، سدیم و پتاسیم است (Zhang et al., 2020). در مقیاس صنعتی این محصول به عنوان ماده خام برای تولید انواع مختلفی از محصولات مانند کنسرو، کنسانتره سس، کچاب و رب استفاده می­شود (Geetha & Rani, 2020). بنابراین استفاده از راهکارهایی برای کاهش آثار مواد سمی و مضر مانند Cd و در نتیجه تولید محصولات با کیفیت بهتر در گوجه­فرنگی از اهمیت بالایی برخوردار است. در این راستا Alves و همکاران (2020) از سلنیوم (Alves et al., 2020) و Naciri و همکاران (2021) از پتاسیم برای کاهش تنش Cd در گوجه­فرنگی استفاده کردند (Naciri et al., 2021). Zhang  و همکاران (2020) نشان دادند استفاده از Si به صورت تیمار برگی می­تواند آثار زیان­بار تنش Cd را در گوجه­فرنگی کاهش دهد (Zhang et al., 2020). یکی از راهکارهای عملکردی که ثابت شده است تأثیر مطلوبی در کشاورزی فعلی دارد، استفاده از نانو ذره اکسید سیلیس (Nano-SiO2) است (Wang et al., 2022). با این حال هنوز درک کاملی از نحوه تأثیر این نانو ذره بر رشد گیاهان و کاهش تنش­های محیطی وجود ندارد. در حالی­که تأثیر سیلیس بر کاهش تنش­های محیطی به طور گسترده­ای مورد بررسی قرار گرفته است (Bhardwaj et al., 2023)، اطلاعات موجود درباره اثر Nano-SiO2 در شرایط تنش محدود است. بنابراین بر اساس شکاف­های موجود، پژوهش حاضر به بررسی سازوکارهای تأثیر Nano-SiO2 بر تخفیف تنش کادمیوم در سطح ریخت شناسی، بیوشیمیایی و آنزیمی می­پردازد.

 

مواد و روش­ها

شرایط رشد گیاه و اعمال تیمارها

 بذرهای گوجه­فرنگی تهیه شده از شرکت گلس گاردن، با هیپوکلریت سدیم 1/0 درصد به مدت ۱۵ دقیقه استریل سطحی شد و پس از آبکشی با آب مقطر دوبار تقطیر، درون پتری­دیش کشت داده شد. سه روز پس از جوانه­زنی به گلدان­های حاوی پرلیت منتقل شدند و محلول غذایی هوگلند (Hoagland & Arnon, 1950) با نصف غلظت (pH=5.7±0.1) برای آبیاری و تغذیه استفاده شد. گیاهان در گلخانه با ۱۶ ساعت روشنایی و ۸ ساعت تاریکی، دمای 25 درجه سانتی­گراد در روز و ۲۰ درجه سانتی­گراد در شب و رطوبت نسبی 70%  نگهداری شدند. Nano-SiO2  در غلظت­های صفر، 25، 50 و 100 میلی­گرم در لیتر تهیه و ۴۵ دقیقه اولتراسونیک شد و بلافاصله پس از اولتراسونیک روی گیاهان در مرحله ۴ برگی یک بار در روز و به مدت 4 روز محلول­پاشی شدند. غلظت­های Nano-SiO2 (Guo et al., 2024) و CdCl2 (Mahmoudi et al., 2024) توسط آزمایش‌های اولیه بهینه­سازی شدند. حضورNano-SiO2  توسط XRD (شکلA 1) و اندازه و شکل نانو ذرات با میکروسکوپ الکترونی (Day Petronic، تهران) تعیین شد (شکل B1). ویژگی­هایNano-SiO2  در شکل 1 نشان داده شده است. پس از اتمام تیمارNano-SiO2 ، گیاهچه­ها با محلول هوگلند حاوی  CdCl2در غلظت­های صفر، 100 و 200 میکرومولار برای مدت هفت روز آبیاری شدند. در نهایت اندام هوایی و ریشه جدا و بلافاصله در نیتروژن مایع فریز و در دمای ۸۰- درجه سانتی­گراد برای آزمایشات بعدی نگهداری گردیدند.

 

تعیین فاکتورهای بیوشیمیایی

سنجش میزان مالون دی­آلدئید (MDA) به روش Heath & Packer (1969) انجام شد. بر اساس این روش 2/0 گرم از بافت منجمد شده گیاه با 5 میلی­لیتر تری کلرواستیک اسید (TCA) 1/0 درصد سائیده شده و عصاره به­دست آمده به مدت 5 دقیقه در سرعتg  10000 سانتریفیوژ شد. سپس به یک میلی­لیتر از محلول رویی 4 میلی­لیتر TCA 20 درصدکه حاوی 5/0 درصد تیو باربیوتیک اسید (TBA) بود اضافه شد و مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتی­گراد در حمام آب گرم حرارت داده شد و بلافاصله پس از آن سرد و دوباره به مدت 10 دقیقه در سرعتg  10000 سانتریفیوژ شد. شدت جذب با اسپکتروفتومتر (Varian Cary 50 UV-vis, Australia) در طول موج­های 455، 532 و 600 نانومتر اندازه­گیری شد. برای محاسبه غلظت MDA از ضریب خاموشی معادل Mm-1cm-1 155 استفاده شد و نتایج حاصل بر حسب نانومول بر گرم وزن تر محاسبه شدند. برای سنجش مقدار H2O2 به 500 میلی­گرم از بافت گیاهی تری کلرواستیک اسید 1/0 درصد اضافه و سائیده شد. عصاره توسط سانتریفیوژ یخچال­دار (Eppendorf Centrifuge 5804 R, Germany) در g10000 به مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شد. سپس 5/0 میلی­لیتر از محلول رویی به 5/0 میلی­لیتر بافر پتاسیم فسفات 10 میلی­مولار و 1 میلی­لیتر یدید پتاسیم 1 مولار اضافه شد و جذب محلول­ها در طول موج 390 نانومتر اندازه­گیری شد. مقدار پر اکسید هیدروژن در هر نمونه با ضریب خاموشی M-1cm-1 28/0 محاسبه شد و بر حسب میکرومول بر وزن تر گزارش شد (Velikova et al., 2000). برای سنجش ASA، DHA، GSH و GSSG یک گرم از بافت گیاهی با 10 میلی­لیتر متا فسفریک اسید 5 درصد سائیده شد و در دمای 4 درجه سانتی­گراد به مدت 15 دقیقه با سرعت g 22000 سانتریفیوژ شد. مایع رویی برای سنجش ASA و گلوتاتیون جمع­آوری شد. ASA کل پس از احیای DHA به ASA با دی تیوتریتول (DTT) اندازه­گیری شد و غلظت DHA از تفاوت بین ASA کل و ASA محاسبه شد. مخلوط واکنش برای اندازه­گیری ASA کل شامل 3/0 میلی­لیتر از مایع رویی، 75/0 میلی­لیتر بافر فسفات 150 میلی­ مولار حاوی 5 میلی­مولار EDTA، 15/0 میلی­لیتر  DTT10 میلی­مولار بود. پس از 10 دقیقه در دمای اتاق، 15/0 میلی­لیتر-N اتیل مالامید اضافه شد تا DTT اضافه حذف شود، ASA نیز در یک مخلوط واکنش مشابه اندازه­گیری شد. با این تفاوت که به جای DTT 3/0 میلی‌لیتر آب و-N اتیل مالامید اضافه شد. سپس به ترتیب 6/0 میلی­لیتر TCAی 10 درصد، 6/0 میلی­لیتر ارتوفسفریک اسید 44 درصد، 6/0 میلی­لیتر آلفا، آلفا دی پیریدیل 4 درصد و 10 میکرولیتر FeCl3 3/0 درصد اضافه شد و مخلوط حاصل بلافاصله در دمای 40 درجه سانتی‌گراد به مدت 30 دقیقه قرار گرفت و جذب آن در 525 نانومتر خوانده شد. برای محاسبه مقدار ASA از منحنی استاندارد ASA استفاده و نتایج بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن تر گزارش شد. برای سنجش محتوای GSH و GSSG به 1 میلی­لیتر از مایع رویی 5/1 میلی­لیتر بافر فسفات پتاسیم 5/0 مولار و 50 میکرولیتر H2O اضافه شد. این نمونه برای سنجش گلوتاتیون کل استفاده شد. 1 میلی­لیتر دیگر از محلول رویی به 5/1 میلی­لیتر بافر فسفات پتاسیم 5/0 میلی‌مولار و 50 میکرولیتر از 2- وینیل پیریدین اضافه شد و پس از 60 دقیقه در دمای اتاق برای سنجشGSSG  مورد استفاده قرار گرفت. مقدار GSH از تفاوت بین گلوتاتیون کل و GSSG محاسبه شد. محتوای گلوتاتیون در یک مخلوط واکنش 3 میلی­لیتری شامل NADPH 2/0 میلی‌مولار، بافر فسفات 100 میلی‌مولار، EDTA 5 میلی‌مولار و DTNB Dithiobis  (2-nitrobenzoic acid) 6/0 میلی‌مولار اندازه­گیری شد و جذب نمونه­ها در 412 نانومتر ثبت شد (Zhang & Kirkham, 1996).

 

تهیه عصاره برای سنجش فعالیت آنزیمی

برای استخراج پروتئین­ها، نمونه­های گیاهی در بافر فسفات پتاسیم 50 میلی­مولار (pH=7) حاوی  phenylmethane sulfonyl fluoride (PMSF) 1 میلی‌مولار، Sodium ethylene diaminetetraacetic  acid (Na2EDTA) یک میلی‌مولار و (PVP) polyvinylpyrrolidone  1% جرمی/حجمی سائیده شد و به مدت ۱۵ دقیقه در دمای ۴ درجه سانتی­گراد سانتریفیوژ شد. از مایع رویی برای اندازه‌گیری میزان فعالیت آنزیمی استفاده شد (Bradford, 1976). تمامی آنالیزهای اسپکتروفتومتری در حجم نهایی 3 میلی­لیتر توسط اسپکتروفتومتر انجام شد. فعالیت SOD (EC 1.15.1.1) بر اساس درصد ممانعت از احیای نیتروبلوتترازولیوم (NBT) به دی فورمازان توسط آنزیم موجود در عصاره مورد اندازه­گیری قرار گرفت. مخلوط واکنش شامل بافر فسفات 50 میلی‌مولار (pH=7.0)، NBT 075/0 میکرو‌‌مولار، Na2EDTA 1/0 میلی‌مولار، ریبوفلاوین 75 میکرومولار، متیونین 13 میلی­مولار و 50 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود. برای انجام واکنش، مخلوط حاصل به مدت ۸ دقیقه در معرض نور قرار گرفت و جذب نمونه­ها در طول موج 560 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. یک واحد آنزیمی SOD مقدار آنزیمی است که موجب 50% ممانعت از احیای نوری NBT در مقایسه با نمونه­های شاهد شود (Giannopolitis & Ries, 1977). فعالیت آنزیم APX (EC 1.11.1.1) نیز با اندازه‌گیری کاهش جذب در 290 نانومتر به علّت اکسیداسیون ASA تعیین شد. مخلوط واکنش شامل پتاسیم فسفات ۵۰ میلی­مولار (pH=7.0)، EDTA 1/0 میلی­مولار، H2O2 15/0 میلی­مولار، ASA 5/0 میلی­مولار و 150 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود. یک واحد فعالیت APX به عنوان مقدار آنزیمی است که قادر است یک میلی­مولار ASA را در مدت یک دقیقه تجزیه ­کند Nakano & Asada, 1981)). فعالیت آنزیم GR (EC 1.6.4.2) نیز با توجه به کاهش جذب درnm  340 در ارتباط با اکسیداسیونNADPH  اندازه­گیری شد. مخلوط واکنش شاملTris–HCl  50 میلی­مولار (pH=7.8)،NADPH  150میکرومولار، GSSG 500 میکرومولار و 50 میکرو­لیتر عصاره آنزیمی بود. یک واحد فعالیتGR  به عنوان مقدار آنزیمی است که یک میکرومول NADPH را در یک دقیقه اکسید کند (Schaedle & Bassham, 1977). برای ارزیابی فعالیت آنزیم GST (EC 1.15.1.1)، مخلوط واکنش شامل ۹۰۰ میکرولیتر بافر فسفات ۱۰۰ میلی­مولار (pH=7.4)، 450 میکرولیتر GSH 5/3 میلی‌مولار، 1000 میکرومول 1 -کلرو ۲ و ۴ - دی نیترو بنزن ۳۰ میلی­مولار و ۱۰۰ میکرولیتر از عصاره آنزیمی استخراج شده بود. تغییرات جذب نمونه درnm 340 در مدت یک دقیقه ثبت شد (Carmagnol et al., 1981).

 

تجزیه و تحلیل آماری

تمامی تیمارها در سه تکرار انجام شد و نتایج به صورت میانگین±   SD(Standard Deviation) ارائه شد. تفاوت‌های آماری توسط نرم افزار Excel و Two Way ANOVA و به دنبال آن، آزمون چند دامنه­ای دانکن ارزیابی شد. 05/0P≤ برای نشان دادن تفاوت معنی­داری در نظر گرفته شد.

 

نتایج

تأثیر Nano-SiO2 و CdCl2 بر وزن تر و طول اندام هوایی

نتایج پژوهش حاضر نشان دادند با افزایش غلظت CdCl2، وزن تر و طول اندام هوایی و ریشه به طور معنی­داری کاهش یافت. به­ویژه غلظت 200 میکرومولار CdCl2 بیشترین تأثیر را بر کاهش وزن تر و طول گیاه داشت و به ترتیب سبب کاهش 4/30 و 1/47 درصد در وزن تر اندام هوایی و ریشه و 9/23 و 2/33 درصد در طول اندام هوایی و ریشه نسبت به تیمار صفر CdCl2 شد. همچنین تیمار Nano-SiO2 وزن تر و طول اندام هوایی و ریشه را افزایش داد. به ویژه غلظت 50 میلی­گرم بر لیتر بیشترین تأثیر مثبت را نشان داد و به ترتیب سبب افزایش 4/18و 8/33 درصد در وزن تر اندام هوایی و ریشه و 6/16 و 4/17 درصد در طول اندام هوایی و ریشه نسبت به تیمار صفر Nano-SiO2 شد (جدول A1 و B1).

شکل 1- ویژگی‌های نانو ذره اکسید سیلیس توسط تکنیک های (A) XRD و (B) SEM.

Figure 1- Properties of nano-SiO2 by techniques XRD pattern (A) and SEM micrograph (B(.

جدولA 1- تجزیه واریانس تأثیر CdCl2 و Nano-SiO2 برای صفات رشدی اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی.

Table 1A- ANOVA for the effects of CdCl2 and Nano-SiO2 for tomato shoot and root growth characteristics.

Root length

Shoot length

 

Root fresh

weight

Shoot fresh

Weight

میانگین مربعات

df

منابع تغییرات

*1573.694

*900.083

*1027.111

*639.480

2

CdCl2

*148.815

*154.324

*117.519

*76.215

3

Nano-SiO2

8.954 ns

24.269 ns

8.741 ns

4.551ns

6

CdCl2× Nano-SiO2

28.000

16.083

4.694

9.912

24

Error

8.81

9.45

7.42

6.81

 

(%) CV

ns و * به ترتیب عدم اختلاف معنی­دار و اختلاف معنی­دار در سطح 5 درصد است.

ns and * show no significant and significant at P≤0.05, respectively.

 

جدولB 1- مقایسه میانگین اثر غلظت­های مختلف CdCl2 و Nano-SiO2 برای وزن تر و طول اندام هوایی و ریشه در گوجه­فرنگی.

Table 1B- Mean comparison of the effects of different concentrations of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot and root fresh weight and length in tomato.

Treatment

Shoot fresh

Weight (g/plant)

Root fresh

weight (g/plant)

Shoot length

(cm/plant)

Root length

(cm/plant)

CdCl2 (µM)

 

 

 

 

0

47.90±1.04a

38.83±0.90a

71.83±1.20a

68.25±1.67a

100

41.05±0.90b

27.50±1.04b

65.25±1.63b

54.58±1.56b

200

33.31±1.35c

20.50±1.42c

54.66±1.84c

45.50±1.90c

Nano-SiO2 (mg/l)

 

 

 

 

0

36.84 ±2.55a

25.11±2.80a

59.66±3.34b

52.22±3.72a

25

40.55±2.25a

27.55±2.92a

62.66±3.12ab

53.66±3.84a

50

43.69±2.28a

33.66±2.28a

69.55±1.91a

61.33±3.31a

100

41.93±2.15a

29.44±2.99a

63.77±2.78ab

57.22±3.75a

مقادیر، میانگین 3 تکرار ± SD است. حروف یکسان، بیانگر عدم اختلاف معنی­دار در سطح P < 0.05 با استفاده از آزمون دانکن است.

Values are mean ± SD of 3 replicates. Mean values followed by similar letters did not differ significantly (P < 0.05) when determined by the Duncan test.

 

تأثیر Nano-SiO2 و CdCl2 بر محتوای Cd، MDA و H2O2

بر اساس نتایج جدول A2 وB 2، با افزایش غلظت CdCl2 از صفر تا 200 میکرومولار، محتوای Cd در اندام هوایی و ریشه افزایش یافت و این افزایش در غلظت 200 میکرومولار بیشتر مشاهده شد. همچنین میزان Cd در ریشه بیشتر از اندام هوایی بود. در غلظت­های 100 و 200 میکرومولار CdCl2، Nano-SiO2 در تمامی غلظت­ها منجر به کاهش محتوای Cd در اندام هوایی و ریشه نسبت به گروه شاهد در همان سطح CdCl2 شد و این کاهش در غلظت 50 میلی‌گرم بر لیتر Nano-SiO2 بیشتر قابل مشاهده بود. همچنین نتایج نشان دادند تنش Cd در هر دو غلظت 100 و 200 میکرومولار سبب افزایش معنی­دار محتوای MDA اندام هوایی و ریشه نسبت به غلظت صفر CdCl2 شد. در غلظت­های 100 و 200 میکرومولار CdCl2، Nano-SiO2 در تمامی غلظت­ها منجر به کاهش محتوای MDA اندام هوایی و ریشه نسبت به گروه شاهد در همان سطح CdCl2 شد. در بین تیمارهای Nano-SiO2 تأثیر کاهش دهنده 50 میلی­گرم در لیتر بیشتر بود. همچنین تنش Cd در هر دو غلظت 100 و 200 میکرومولار سبب افزایش معنی­دار محتوای H2O2 شد، به­طوری­که غلظت 200 میکرومولار CdCl2، محتوای H2O2  را به میزان 4/116 و 6/118 درصد در اندام هوایی و ریشه نسبت به غلظت صفر CdCl2 افزایش داد. تیمار Nano-SiO2 در تمامی سطوح، میزان H2O2 را در اندام هوایی و ریشه نسبت شاهد در همان سطح CdCl2 کاهش داد و اثر کاهش دهنده غلظت 50 میلی­گرم بر لیتر Nano-SiO2 در بین تیمارها بیشتر بود.

 

جدولA 2- تجزیه واریانس تأثیر CdCl2 و Nano-SiO2 برای صفات بیوشیمیایی اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی.

Table 2A- ANOVA for the effects of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot and root biochemical characteristics of tomato.

Root H2O2

Shoot H2O2

Root MDA

Shoot MDA

Root Cd

Shoot Cd

میانگین مربعات  df

منابع تغییرات

 

*721.690

*1068.490

*1.937

0.534*

*56710.43

*11.86.511

2

CdCl2

 

*93.352

*88.689

0.144*

*0.028

*1973.674

*18.688

3

Nano-SiO2

 

*252.650

*16.769

0.050*

0.005*

*976.729

*10.424

6

CdCl2 × Nano-SiO2

 

8.427

6.129

0.006

0.000

21.146

0.744

24

Error

 

1.88

7.60

3.20

6.54

8.33

4.55

 

(%) CV
                   

 ns و * به ترتیب عدم اختلاف معنی­دار و اختلاف معنی­دار در سطح 5 درصد است.

ns and * show no significant and significant at P≤0.05, respectively.

جدولB 2- مقایسه میانگین اثر غلظت­های مختلف CdCl2  و Nano-SiO2 برای محتوای Cd، MDA و H2O2 اندام هوایی و ریشه گوجه‌فرنگی.

Table 2B- Mean comparison of the effects of different concentrations of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot and root Cd, MDA and H2O2 content in tomato.

CdCl2

(µM)

Nano-SiO2 (mg/l)

Shoot Cd

(% DW)

Root Cd

(% DW)

Shoot MDA

(nM/g FW)

Root MDA

(nM/g FW)

Shoot H2O2

(µM/g Fw)

Root H2O2

(µM/g Fw)

0

0

0.10±0.00f

0.18±0.00g

0.11±0.03i

0.38±0.02gh

20.35±0.82e

34.84±0.30e

 

25

0.10±0.00f

0.18±0.00g

0.10±0.00i

0.31±0.02h

19.88±1.03e

33.39±0.36e

 

50

0.10±0.00f

0.18±.0.00g

0.09±0.00i

0.28±0.01h

18.94±0.75e

32.69±0.98e

 

100

0.10±0.00f

0.18±0.00g

0.15±0.00h

0.47±0.01fg

20.25±0.42e

34.10±0.99e

100

0

4.83±0.33d

38.75±0.72d

0.35±0.00e

0.62±0.02e

29.55±1.00cd

58.90±2.37c

 

25

4.03±0.03e

32.00±1.44e

0.20±0.00g

0.57±0.04ef

26.78±2.06d

44.40±2.80d

 

50

3.83±0.16e

26.83±0.92f

0.16±0.00h

0.41±0.03gh

20.96±1.06e

38.30±4.50d

 

100

4.41±0.22de

33.75±2.16e

0.30±0.00f

0.60±0.03ef

28.21±2.06c

55.97±2.39c

200

0

11.66±0.44a

87.50±2.88a

0.61±0.00a

1.43±0.06a

44.04±1.20a

76.09±3.45a

 

25

10.16±0.44b

72.16±1.16b

0.50±0.01c

1.23±0.06b

39.28±1.96b

74.61±2.13a

 

50

7.50±0.28c

45.41±1.10c

0.45±0.00d

0.83±0.06d

31.67±1.96c

57.52±3.44c

 

100

10.50±0.28b

70.00±1.44b

0.55±0.00b

1.04±0.05c

38.80±1.42b

66.30±1.71b

مقادیر، میانگین 3 تکرار ± SD است. حروف یکسان، بیانگر عدم اختلاف معنی­دار در سطح P < 0.05 با استفاده از آزمون دانکن است.

Values are mean ± SD of 3 replicates. Mean values followed by similar letters did not differ significantly (P < 0.05) when determined by the Duncan test.

 

اثر Nano-SiO2 و CdCl2 بر محتوای ASA، DHA، GSH، GSSG و پروتئین

نتایج به­دست آمده از جدول A3 وC 3 نشان­دهنده کاهش در محتوایASA  و  GSHاندام هوایی و ریشه گوجه‌ فرنگی رشد یافته تحت تنش Cd است. این کاهش در غلظت 200 میکرومولار CdCl2 شدیدتر بود. به­طوری­که در این غلظت، کاهش 4/60 و 67 درصدی در محتوای ASA، و 8/45 و 4/43 درصدی در محتوای گلوتاتیون به ترتیب در اندام هوایی و ریشه نسبت به تیمار صفر CdCl2 مشاهده شد. همچنین تیمار Nano-SiO2 منجر به افزایش محتوایASA  و  GSHاندام هوایی و ریشه نسبت به سطح صفر  Nano-SiO2شد. به‌ویژه غلظت 50 میلی­گرم بر لیتر بیشترین تأثیر را بر افزایش محتوایASA  و  GSHداشت و به ترتیب سبب افزایش 9/36 و 2/34 در محتوایASA  و 2/26 و 9/21 درصدی در محتوای GSH اندام هوایی و ریشه نسبت به تیمار صفر Nano-SiO2 شد. تنش Cd همچنین موجب افزایش محتوای DHA ریشه و GSSG اندام هوایی نسبت به تیمار صفر CdCl2 شد. به­طوری­که این افزایش در غلظت 200 میکرومولار CdCl2 بیشتر مشاهده شد. غلظت 200 میکرومولار CdCl2 سبب افزایش 8/182 درصدی در میزان DHA ریشه و 6/166 درصدی در محتوای GSSG اندام هوایی نسبت به سطح صفر CdCl2 شد. تیمار Nano-SiO2 در تمامی غلظت­ها سبب کاهش محتوای DHA ریشه و GSSG اندام هوایی نسبت به سطح صفر  Nano-SiO2شد. به ویژه غلظت 50 میلی­گرم بر لیتر بیشترین تأثیر را داشت و به ترتیب سبب کاهش 5/31 و 7/29 درصدی در میزان DHA ریشه و GSSG اندام هوایی نسبت به سطح صفر  Nano-SiO2 شد (جدول A3 و C3). طبق نتایج جدول A3 و B3 غلظت 200 میکرومولار CdCl2 بر میزان DHA اندام هوایی و GSSG ریشه نیز اثر گذاشت و سبب افزایش 8/188 درصدی در میزان DHA اندام هوایی و 7/172 درصدی در محتوای GSSG ریشه نسبت به سطح صفر CdCl2 شد. اما تیمار 50 میلی­گرم در لیتر Nano-SiO2  در هر سه سطح CdCl2 سبب کاهش میزان DHA اندام هوایی و GSSG ریشه در مقایسه با شاهد در همان سطح CdCl2 شد. همچنین تنش Cd منجر به افزایش محتوای پروتئین شدند این افزایش به­ویژه در غلظت 200 میکرومولار CdCl2 شدیدتر بود و سبب افزایش 200 و 236 درصدی در میزان پروتئین اندام هوایی و ریشه نسبت به سطح صفر CdCl2 شد، اما تیمار 50 میلی‌گرم بر لیتر Nano-SiO2 سبب کاهش محتوای پروتئین اندام هوایی و ریشه در هر سه غلظت CdCl2 در مقایسه با شاهد در همان سطح CdCl2 شد (جدول های A3 و B3).

جدولA 3- تجزیه واریانس تأثیر CdCl2 و Nano-SiO2 برای صفات فیزیولوژیکی اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی.

Table 3A- ANOVA for the effects of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot and root physiological characteristics of tomato.

 

Root  protein

Shoot  protein

Root GSSG

Shoot GSSG

Root GSH

Shoot GSH

Root DHA

Shoot DHA

Root ASA

Shoot ASA

میانگین مربعات f

منابع تغییرات

*95.925

*98.695

*1.161

*0.527

*1049.645

*2104.792

*0.139

*0.424

*405.056

*342.389

2

CdCl2

*32.360

*11.347

*0.072

0.030*

*36.245

*156.416

0.036*

*0.055

*21.661

*32.574

3

Nano-SiO2

*6.476

*4.300

*0.020

0.003ns

9.819ns

2.898ns

0.008 ns

*0.013

1.604ns

1.570ns

6

CdCl2 × Nano-SiO2

0.275

0.720

0.005

0.003

5.976

8.667

0.005

0.002

1.653

2.608

24

Error

9.32

8.05

7.01

7.99

7.58

7.36

9.21

6.98

8.74

9.22

 

 

(%) CV
                           

ns و * به ترتیب عدم اختلاف معنی­دار و اختلاف معنی­دار در سطح 5 درصد است.

ns and * show no significant and significant at P≤0.05, respectively.

جدول B3- مقایسه میانگین اثر غلظت­های مختلف CdCl2 و Nano-SiO2 برای محتوای دهیدروآسکوربات، گلوتاتیون اکسید و پروتئین اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی.

Table 3B- Mean comparison of the effects of different concentrations of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot DHA, root GSSG and shoot and root protein content in tomato.

CdCl2 (µM)

Nano-SiO2 (mg/l)

Shoot DHA (µg/g Fw)

Root GSSG (µM/g Fw)

Shoot protein (mg/g Fw)

Root protein (mg/g Fw)

0

0

0.27±0.02f

0.44±0.03fgh

4.16±0.23gh

3.16±0.16h

 

25

0.25±0.02f

0.40±0.05gh

5.10±0.63fg

2.59±0.21hi

 

50

0.23±0.03f

0.35±0.02h

3.52±0.25h

2.13±0.23i

 

100

0.27±0.02f

0.38±0.04h

6.35±0.67ef

6.13±0.31f

100

0

0.59±0.01c

0.58±0.05e

7.06±0.25de

7.10±0.19e

 

25

0.38±0.01e

0.52±0.01efg

6.26±0.44ef

8.35±0.26cd

 

50

0.37±0.02e

0.45±0.02fgh

6.02±0.54ef

6.76±0.42ef

 

100

0.40±0.02e

0.53±0.03ef

9.41±0.36bc

9.16±0.34c

200

0

0.78±0.01a

1.20±0.05a

12.48±0.71a

10.62±0.34b

 

25

0.67±0.04b

0.91±0.04c

10.80±0.62b

8.20±0.26d

 

50

0.48±0.01d

0.77±0.01d

8.46±0.34cd

4.51±0.27g

 

100

0.59±0.01c

1.05±0.04b

10.24±0.44b

11.92±0.44a

مقادیر، میانگین 3 تکرار ± SD است. حروف یکسان، بیانگر عدم اختلاف معنی­دار در سطح P < 0.05 توسط آزمون دانکن است.

Values ​​are mean ± SD of 3 replicates. Mean values followed by similar letters did not differ significantly (P < 0.05) when determined by the Duncan test.

جدول C3- مقایسه میانگین اثر غلظت­های مختلف CdCl2 و Nano-SiO2 برای محتوای آسکوربات، دهیدروآسکوربات، گلوتاتیون احیا، گلوتاتیون اکسید وآسکوربات پراکسیداز.

Table 3C- Mean comparison of the effects of different concentrations of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot DHA, root GSSG and shoot and root protein content in tomato.

Treatment

Shoot ASA

Root ASA

Root DHA

Shoot GSH

Root GSH

Shoot GSSG

Shoot APX

CdCl2 (µM)

 

 

 

 

 

 

 

0

1.72±0.06a

1.73±0.04a

0.35±0.02c

4.41±0.14b

2.53±0.07 b

0.24±0.01c

0.96±0.05c

100

1.44±0.07b

1.27±0.06b

0.57±0.02b

4.48±0.11a

3.29±0.08a

0.32±0.01b

1.24±0.02b

200

0.68±0.05c

0.57±0.05c

0.99±0.05a

2.39±0.13c

1.43±0.10c

0.64±0.02a

1.47±0.06a

Nano-SiO2 (mg/l)

 

 

 

 

 

 

 

0

1.11±0.14a

1.05±0.17a

0.76±0.14a

3.54±0.38a

2.19±0.30a

0.47±0.07a

1.22±0.08a

25

1.35±0.18a

1.16±0.17a

0.63±0.08a

3.90±0.40a

2.45±0.26a

0.41±0.06a

1.13±0.06a

50

1.52±0.15a

1.41±0.16a

0.52±0.07a

4.47±0.37a

2.67±0.22a

0.33±0.05a

1.37±0.11a

100

1.14 ±0.15a

1.15±0.17a

0.62±0.08a

3.65±0.40a

2.36±0.31a

0.39±0.06a

1.17±0.09a

مقادیر، میانگین 3 تکرار ± SD است. حروف یکسان، بیانگر عدم اختلاف معنی­دار در سطح P < 0.05 با استفاده از آزمون دانکن است.

Values are mean ± SD of 3 replicates. Mean values followed by similar letters did not differ significantly (P < 0.05) when determined by the Duncan test.

 

اثر Nano-SiO2 و CdCl2  بر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی

فعالیت آنزیم­های SOD، APX، GR و GST تحت تیمار CdCl2 و Nano-SiO2 در جدول A4 و B4 ارائه شده است. غلظت­های 100 و 200 میکرومولار CdCl2 منجر به افزایش فعالیت آنزیم­های مذکور در اندام هوایی و ریشه نسبت به تیمار صفر CdCl2 شد، به­طوری­که این افزایش در غلظت 200 میکرومولار بیشتر بود. در غلظت 200 میکرومولار CdCl2 فعالیت SOD به میزان 200 و 7/143درصد، APX به میزان 2/61 و 58 درصد، GR به میزان 6/41 و 8/70 درصد و GST به میزان 130 و 5/160 درصد در اندام هوایی و ریشه نسبت به سطح صفر CdCl2 افزایش یافت. همچنین فعالیت آنزیم­های فوق در هر سه سطح CdCl2، با کاربرد  Nano-SiO2در مقایسه با شاهد در همان سطح CdCl2 افزایش یافت. به‌طوری­که بیشترین افزایش فعالیت در تیمار 50 میلی­گرم لیتر Nano-SiO2 مشاهده شد (جدول های A4 و B4).

جدولA 4- تجزیه واریانس تأثیر CdCl2 و Nano-SiO2 برای فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی.

Table 4A- Anova for the effects of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot and root antioxidant enzyme activity of tomato.

 

Root GST

Shoot GST

Root GR

Shoot GR

Root APX

Root SOD

Shoot SOD

میانگین مربعات df

منابع تغییرات

 

*23.814

*10.242

*10.794

*6.056

*1.305

*18.452

*21.756

2

)CdCl2

 

*0.240

*0.709

0.635*

*0.854

0.244*

0.809*

0.810*

3

Nano-SiO2

 

*0.076

0.191*

0.064*

0.153*

0.118*

*0.105

*0.078

6

CdCl2 × Nano-SiO2

 

0.018

0.013

0.022

0.032

0.015

0.032

0.025

24

Error

 

5.91

7.11

4.35

4.89

7.84

3.5

5.25

 

 

(%) CV
                       

ns و * به ترتیب عدم اختلاف معنی­دار و اختلاف معنی­دار در سطح 5 درصد است.

ns and * show no significant and significant at P≤0.05, respectively.

جدول B4 - مقایسه میانگین اثر غلظت­های مختلف CdCl2 و Nano-SiO2 برای فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز، آسکوربات پراکسیداز، گلوتاتیون ردوکتاز وگلوتاتیون اس ترانسفراز اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی.

Table 4B- Mean comparison of the effects of different concentrations of CdCl2 and Nano-SiO2 for shoot and root SOD, APX, GR and GST activity in tomato.

CdCl2

(µM)

Nano-SiO2 (mg/l)

Shoot SOD

(U/mg Protein)

Root SOD

 (U/mg Protein)

Root APX

(U/mg Protein)

Shoot GR

(U/mg Protein)

Root GR

(U/mg Protein)

Shoot GST

(U/mg Protein)

Root GST

(U/mg Protein)

0

0

1.23±0.12h

1.53±0.03e

1.43±0.03i

2.33±0.08g

2.40±1.00g

1.10±0.057h

1.70±0.05f

 

25

1.50±0.05g

1.60±0.05e

1.70±0.05fgh

2.43±0.12fg

2.60±0.05f

1.23±0.03h

1.80±0.17f

 

50

1.60±0.05g

1.73±0.12e

1.86±0.06def

2.70±0.05ef

2.80±0.05f

1.26±0.06h

1.90±0.05f

 

100

1.23±0.12h

1.53±0.08e

1.93±0.08de

2.36±0.13g

2.30±0.10h

1.16±0.12h

1.80±0.05f

100

0

2.03±0.08f

2.26±0.14d

1.80±0.05efg

2.70±0.05ef

2.90±0.05e

1.73±0.03g

2.30±0.05e

 

25

2.40±0.05e

2.43±0.12d

1.50±0.05hi

3.00±0.05de

3.20±0.05cd

1.93±0.03f

2.40±0.05de

 

50

2.90±0.05d

3.03±0.08c

1.93±0.03de

3.30±0.11cd

3.40±0.15c

2.30±0.05e

2.60±0.05d

 

100

2.26±0.14f

2.23±0.14d

1.60±0.05ghi

3.00±0.05de

3.00±0.05de

1.96±0.06f

2.40±0.10de

200

0

3.70±0.05c

3.73±0.14b

2.26±0.13b

3.30±0.15cd

4.10±0.05b

2.53±0.03d

4.43±0.06b

 

25

3.86±0.08bc

3.90±0.05b

2.20±0.05bc

3.56±0.13c

4.20±0.05b

2.76±0.08c

4.53±0.03b

 

50

4.60±0.05a

4.70±0.05a

2.66±0.06a

4.53±0.13a

4.96±0.08a

3.80±0.05a

4.90±0.05a

 

100

4.06±0.12b

3.86±0.08b

2.03±0.08cd

4.06±0.06b

4.26±0.12b

3.03±0.08b

4.10±0.05c

 

مقادیر، میانگین 3 تکرار ± SD است. حروف یکسان، بیانگر عدم اختلاف معنی­دار در سطح P < 0.05 توسط آزمون دانکن است.

Values are mean ± SD of 3 replicates. Mean values followed by similar letters did not differ significantly (P < 0.05) when determined by the Duncan test.

 بحث

پژوهش حاضر نشان دادند Cd به عنوان یک عامل بسیار قدرتمند بطور قابل توجهی وزن و طول گیاه را کاهش می­دهد و تأثیر بیشتری بر ریشه نسبت به اندام هوایی دارد (جدول های A1 و B1). این امر به علّت جداسازی واکوئلی و تجمع غلظت بالای Cd در دیواره سلول­های ریشه است که منجر به باقی ماندن سطح بیشتری از Cd در ریشه و کاهش انتقال آن به اندام هوایی می­شود (Pan et al., 2021). Ogugua و همکاران نیز در گوجه­فرنگی تحت تنش فلز سنگین حساسیت بیشتری را در صفات ریشه نسبت به اندام هوایی گزارش کرده اند (Ogugua et al., 2022). در پژوهش حاضر Nano-SiO2 آثار مضر تنش Cd را تخفیف می­دهد که با بهبود رشد و زیست توده در اندام هوایی و ریشه گوجه­فرنگی تحت تنش Cd منعکس می­شود (جدول های A1 و B1). Nano-SiO2 احتمالاً این کار را با کاهش جذب و انتقال Cd به اندام هوایی،کاهش تنش اکسیداتیو و افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی انجام می­دهد (Boorboori, 2023). داده‌های قبلی ما نیز نشان می‌دهد Nano-SiO2 نقش کلیدی در حفاظت از ساختار و عملکرد غشای سلولی و بهبود جذب سایر مواد غذایی معدنی در گیاهان تحت شرایط تنش Cd داشته است (Rahmatizadeh et al., 2021). در آزمایش حاضر نیز تیمار Nano-SiO2 به­ویژه در غلظت ۵۰ میلی­گرم بر لیتر توانست تنش اکسیداتیو القا شده توسط Cd را با افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی در گوجه­فرنگی تخفیف بخشد (جدول های A4 و B4). یکی از واکنش­های رایج گیاه به شرایط تنش تولید بیش از حد ROS است (Sardar et al., 2022). برای مقابله با ROS، گیاهان مجهز به سامانه­های مختلف آنتی­اکسیدانی هستند که در بین آن­ها چرخه ASA-GSH مهمترین مسیر حذفROS  در سلول تحت شرایط تنش و نرمال است (Ahmad et al., 2018). این چرخه از چهار آنزیم APX، دهیدروآسکوربات ردوکتاز (DHAR)، مونودهیدروآسکوربات ردوکتاز (MDHAR) و GR، و دو متابولیت ASA و GSH تشکیل شده است که به طور هماهنگ عمل می­کنند تا H2O2 را متابولیزه کند (Sarker & Oba, 2018). علاوه بر کنترل سطحH2O2 ، این چرخه با تنظیم سطح GSH و ASA و نسبت ردوکس آن­ها، بافر اکسیداسیون احیای سلول را نیز حفظ می­کند و به حس کردن و پیام­دهی تنش از طریق تنظیم بیان ژن­های مرتبط با متابولیسم و تنش کمک می‌کند (Ahmad et al., 2018). بر اساس جدول های A4 و B4 در پژوهش حاضر، تنش Cd منجر به افزایش معنی­دار SOD، APX،GR  و GST در ریشه و اندام هوایی گوجه فرنگی شد. شرایط تنش سبب تولید رادیکال سوپر اکسید (O2-.) می­شود و آنزیم SOD که در خط مقدم دفاع آنتی­اکسیدانی قرار دارد، سوپراکسید را به H2O2 تبدیل می­کند و H2O2 توسط پراکسیدازهای مختلفی مانند APX و گلوتاتیون پراکسیداز (GPX) (به ترتیب دارای کوفاکتور ASA و GSH) به H2O و O2 متابولیزه می شود (Ahmad et al., 2018; Khan et al., 2020). از سوی دیگر، تحت شرایط تنش محتوایH2O2  بالا می­رود (Mir et al., 2018). H2O2 به عنوان یک فعال­کننده قوی پروموتور ژن GST شناخته شده است (Gullner et al., 2018; Polidoros & Scandalios, 1999) و به همین علّت این آنزیم در تنش­های مختلف از جمله تنش ناشی از Cd به­طور قابل توجهی فراتنظیم می‌شود (Li et al., 2022). افزایش فعالیت GST نه تنها به تجزیه ترکیبات سمی ناشی از پراکسیداسیون اسیدهای چرب کمک می­کند (Gao et al., 2020)، بلکه همچنین در ترکیب GSH با دیگر مشتقات سمی ناشی از اکسیداسیون مولکول­های زیستی نقش دارد (Cao et al., 2022). Kar و همکاران (2020) نیز کاهش پراکسیداسیون لیپیدی ناشی ازROS  را همزمان با افزایش فعالیت GST گزارش داده­اند (Kar & Öztürk, 2020). با توجه به اهمیت کلیدی GST در مقابله با تنش­های اکسیداتیو و خنثی­سازی مواد سمی، می­توان افزایش فعالیت این آنزیم توسط Nano-SiO2 در پژوهش حاضر را به عنوان یک عامل موثر در تخفیف تنش Cd در نظر گرفت (جدول های A4 و B4). همچنین GR با احیای GSSG به GSH نقش مهمی در کاهش تنش اکسیداتیو ایفا می­کند (Hasanuzzaman et al., 2017). GSH برای بسیاری از عملکردهای سلول ضروری است و باید به­طور مداوم تولید شود (Hasanuzzaman et al., 2017). به احتمال زیاد، آزادسازی یون‌های Si از SiNPs، الگوی بیان ژن­های آنزیم­های آنتی­اکسیدانی SOD، APX، GST و GR را تحت تنش Cd افزایش داده است (Ghouri et al., 2024). Ashraf  و همکاران گزارش داده­اند که در برنج تحت تنش Cd، تیمار SiNPs سبب افزایش فعالیت و بیان ژن GR و همچنین افزایش محتوای GSH شد (Ashraf et al., 2024). افزایش فعالیت GR، نسبت NADP+/NADPH را بهبود می­بخشد و به همین علّت مقدار NADP+ به عنوان گیرنده انتهایی الکترون در واکنش‌‌های نوری فتوسنتز افزایش می­یابد که این امر احتمالاً انتقال الکترون به اکسیژن و تولید رادیکال سوپراکسید را کاهش می­دهد (Kuo et al., 2020; Moreno-Galván et al., 2020; Ji et al., 2022). GSH به عنوان یک آنتی­اکسیدان می­تواند به­طور مستقیم با ROS واکنش دهد. همچنین این ترکیب قادر است بسیاری از اجزای سلولی از جمله گروه­های تیول پروتئین‌ها را در برابر تنش اکسیداتیو محافظت کند و با پایدار کردن لیپیدها در غشای سلولی به قطع زنجیره پراکسیداسیون کمک کند. GSH همچنین در بازسازی ASA (آنتی­اکسیدان غیر آنزیمی) در طی چرخه ASA-GSH نقش مهمی ایفا می­کند. بنابراین علاوه بر وجود مقدار کافی ASA در گیاه، نیاز به ذخیره مناسبی GSH برای بهبود عملکرد این چرخه و تخفیف تنش اکسیداتیو است (Hasanuzzaman et al., 2017). در بین متابولیت‌های غیر آنزیمی حذف کننده ROS، ASA به عنوان خط مقدم دفاع، نقش کلیدی در تجزیه H2O2 ایفا می­کند (Kuo et al., 2020). گزارش شده است که Nano-SiO2 با افزایش فعالیت DHAR و MDHAR، موجب افزایش محتوای ASA در برنج تحت تنش اکسیداتیو شد که این امر نشان دهنده نقش Nano-SiO2 به عنوان کوآنزیم برای فعال­سازی این آنزیم­ها است (Tripthi et al., 2020). ASA همچنین برای عملکرد آنزیم APX در چرخه ASA-GSH که در جمع­آوری H2O2 نقش مهمی دارد، نیز ضروری است (Kuo et al., 2020). علاوه بر این، ASA به عنوان یک کوفاکتورکلیدی برای برخی آنزیم­های مرتبط با بیوسنتز هورمون­هایی مانند جیبرلین شناخته شده است (Aguiar et al., 2023) که این موضوع می­تواند توضیحی برای بهبود رشد و زیست­توده در گیاهان تیمار شده با Nano-SiO2 به­ویژه در شرایط تنش در پژوهش حاضر باشد. پژوهشگران افزایش بیان ژن و فعالیت آنزیم­های GR، GST، SOD وAPX را در تنش­های مختلف محیطی گزارش کرده­اند (Gaafar et al., 2022; Moreno-Galván et al., 2020). در پژوهش حاضر نیز تنش Cd منجر به افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی شد (جدول هایA 4 و B4). افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی که در این پژوهش تحت تأثیر Cd القا شده است، نشان می­دهد که این فعالیت ممکن است به اندازه کافی برای خنثی کردن ROS در گوجه­فرنگی تحت تنش Cd موثر نباشد که جدول A2 و B2 این نکته را تأئید می‌کند. جدول های A2 و B2 نشان دادند محتوای H2O2 حتی با وجود افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی به همان صورت است و تجمع H2O2 از ظرفیت حذف ROS در گیاهان تحت تنش Cd فراتر رفته است و به علّت ناتوانی در ایجاد تعادل بین تولید و حذف ROS تنش اکسیداتیو رخ داده است (جدول های A2 و B2). در پژوهش حاضر به نظر می­رسد که Nano-SiO2 با القاء بیشتر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی، به کاهش قابل توجه محتوای MDA و H2O2 در سلول­ها کمک می­کند و با ایجاد محیطی با تنش اکسیداتیو کمتر سبب پایداری غشای سلولی می­شود که در کاهش پراکسیداسیون لیپیدی منعکس می­شود و در نتیجه این عوامل منجر به بهبود رشد و افزایش زیست­توده گوجه­فرنگی تحت تنش Cd می‌شوند (جدول های A1 و B1).

 نتیجه گیری

نتایج این پژوهش به وضوح نشان می­دهد که استفاده از Nano-SiO2 به­ عنوان یک رویکرد کارآمد در افزایش تحمل گوجه­فرنگی در برابر تنش Cd عمل می­کند و موجب تحریک فعالیت آنزیم­ها و کاهش تنش اکسیداتیو می­شود. همچنین Nano-SiO2 می­تواند به عنوان یک منبع موثر برای تولید محصولات غذایی ایمن، در مواجهه با چالش­های امنیت غذایی به ویژه در زمین­های آلوده به فلز سنگین Cd مورد استفاده قرار گیرد و به عنوان جایگزینی مناسب برای روش­های سنتی در نظر گرفته شود. با این حال، برای دستیابی به درک عمیق­تر و تایید این نتایج، پژوهش‌ها در مقیاس مزرعه­ای ضروری به نظر می­رسد.

 

تشکر و قدردانی

نگارندگان از دانشگاه ارومیه به خاطر حمایت مالی برای انجام این کار پژوهشی، نهایت تشکر را دارند.

References

Aguiar, É. S. de, Dias, A. N., Sousa, R. M., Germano, T. A., de Sousa, R. O., Miranda, R. de S., Costa, J. H., & Dos Santos, C. P. (2023). Genome and transcriptome analyses of genes involved in ascorbate biosynthesis in pepper indicate key genes related to fruit development, stresses, and phytohormone exposures. Plants, 12(19), 3367. https://doi.org/10.3390/plants12193367
Ahmad, P., Abd-Allah, E. F., Alyemeni, M. N., Wijaya, L., Alam, P., Bhardwaj, R., & Siddique, K. H. M. (2018). Exogenous application of calcium to 24-epibrassinosteroid pre-treated tomato seedlings mitigates NaCl toxicity by modifying ascorbate–glutathione cycle and secondary metabolites. Scientific Reports, 8(1), 1–15. https://doi.org/10.1038/s41598-018-31917-1
Altaf, M. M., Diao, X., Altaf, M. A., Ur Rehman, A., Shakoor, A., Khan, L. U., Jan, B. L., & Ahmad, P. (2022). Silicon-mediated metabolic upregulation of ascorbate glutathione (AsA-GSH) and glyoxalase reduces the toxic effects of vanadium in rice. Journal of Hazardous Materials, 436, 129145. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2022.129145
Alves, L. R., Prado, E. R., de Oliveira, R., Santos, E. F., de Souza, I. L., Dos Reis, A. R., Azevedo, R. A., & Gratão, P. L. (2020). Mechanisms of cadmium-stress avoidance by selenium in tomato plants. Ecotoxicology, 29(5), 594–606. https://doi.org/10.1007/s10646-020-02208-1
Ashraf, H., Ghouri, F., Liang, J., Xia, W., Zheng, Z., Shahid, M. Q., & Fu, X. (2024). Silicon dioxide nanoparticles-based amelioration of Cd toxicity by regulating antioxidant activity and photosynthetic parameters in a line developed from wild rice. Plants, 13(12), 1715. https://doi.org/10.3390/plants13121715
Bhardwaj, S., Sharma, D., Singh, S., Ramamurthy, P. C., Verma, T., Pujari, M., Singh, J., Kapoor, D., & Prasad, R. (2023). Physiological and molecular insights into the role of silicon in improving plant performance under abiotic stresses. Plant and Soil, 486(1–2), 25–43. https://doi.org/10.1007/s11104-022-05395-4
Boorboori, M. R. (2023). Investigating the role of silicon in reducing the risk of arsenic, cadmium, drought and salinity stresses in wheat (Triticum aestivum L.). Journal of Crop Science and Biotechnology, 1–18. https://doi.org/10.1007/s12892-022-00191-z
Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72(1–2), 248–254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
Cao, Q., Lv, W., Jiang, H., Chen, X., Wang, X., & Wang, Y. (2022). Genome-wide identification of glutathione S-transferase gene family members in tea plant (Camellia sinensis) and their response to environmental stress. International Journal of Biological Macromolecules, 205, 749–760. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2022.03.109
Carmagnol, F. oise, Sinet, P.-M., Rapin, J., & Jerome, H. (1981). Glutathione-S-transferase of human red blood cells; assay, values in normal subjects and in two pathological circumstances: hyperbilirubinemia and impaired renal function. Clinica Chimica Acta; International Journal of Clinical Chemistry, 117(2), 209–217. https://doi.org/10.1016/0009-8981(81)90040-1
Dorion, S., Ouellet, J. C., & Rivoal, J. (2021). Glutathione metabolism in plants under stress: Beyond reactive oxygen species detoxification. Metabolites, 11(9), 641. https://doi.org/10.3390/metabo11090641
Gaafar, R. M., Osman, M. E.-A. H., Abo-Shady, A. M., Almohisen, I. A. A., Badawy, G. A., El-Nagar, M. M. F., & Ismail, G. A. (2022). Role of antioxidant enzymes and glutathione S-transferase in bromoxynil herbicide stress tolerance in wheat plants. Plants, 11(20), 2679. https://doi.org/10.3390/plants11202679
Gao, J., Chen, B., Lin, H., Liu, Y., Wei, Y., Chen, F., & Li, W. (2020). Identification and characterization of the glutathione S-Transferase (GST) family in radish reveals a likely role in anthocyanin biosynthesis and heavy metal stress tolerance. Gene, 743, 144484. https://doi.org/10.1016/j.gene.2020.144484
Geetha, P., & Rani, I. (2020). Post harvest technology and value addition of tomatoes. Food Science Research Journal, 11(2), 217–229. https://doi.org/10.15740/HAS/FSRJ/11.2/217-229
Ghouri, F., Sarwar, S., Sun, L., Riaz, M., Haider, F. U., Ashraf, H., Lai, M., Imran, M., Liu, J., & Ali, S. (2024). Silicon and iron nanoparticles protect rice against lead (Pb) stress by improving oxidative tolerance and minimizing Pb uptake. Scientific Reports, 14(1), 5986. https://doi.org/10.1038/s41598-024-55810-2
Giannopolitis, C. N., & Ries, S. K. (1977). Superoxide dismutases: I. Occurrence in higher plants. Plant Physiology, 59(2), 309–314. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309
Gullner, G., Komives, T., Király, L., & Schröder, P. (2018). Glutathione S-transferase enzymes in plant-pathogen interactions. Frontiers in Plant Science, 9, 1836. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.01836
Guo, J., Ge, C., Wang, G. & Zhou, D. (2024). Mechanisms of chloride to promote the uptake and accumulation of cadmium in rice (Oryza sativa L.). Science of the Total Environment, 926, 172046. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2024.172046
Hasanuzzaman, M., Nahar, K., Anee, T. I., & Fujita, M. (2017). Glutathione in plants: biosynthesis and physiological role in environmental stress tolerance. Physiology and Molecular Biology of Plants, 23, 249–268. https://doi.org/10.1007/s12298-017-0422-2
Heath, R. L., & Packer, L. (1969). Photoperoxidation in isolated chloroplast, kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry, 125, 189-198. https://doi.org/10.1016/0003-9861(68)90654-1
Hoagland, D. R., & Arnon, D. I. (1950). The water-culture method for growing plants without soil. California Agricultural Experiment Station.
Hussain, B., Riaz, L., Javed, K., Umer, M. J., Abbas, A., Rao, U., Khan, S. W., Abbas, Q., Din, S. ud, & Batool, R. (2022). Plant glutathione transferases and their role in the mitigation of abiotic stresses. In T., Aftab & K. R. Hakeem (Eds.), Antioxidant defense in plants: Molecular basis of regulation (pp. 235–258). Springer Nature Singapore. https://doi.org/10.1007/978-981-16-7981-0-11
Ji, D., Li, Q., Guo, Y., An, W., Manavski, N., Meurer, J., & Chi, W. (2022). NADP+ supply adjusts the synthesis of photosystem I in Arabidopsis chloroplasts. Plant Physiology, 189(4), 2128–2143. https://doi.org/10.1093/plphys/kiac161
Jiang, Z., Zhu, H., Zhu, H., Tao, Y., Liu, C., Liu, J., Yang, F., & Li, M. (2022). Exogenous ABA enhances the antioxidant defense system of maize by regulating the AsA-GSH cycle under drought stress. Sustainability, 14(5), 3071. https://doi.org/10.3390/su14053071
Kar, M., & Öztürk, Ş. (2020). Analysis of Phaseolus vulgaris gene expression related to oxidative stress response under short-term cadmium stress and relationship to cellular H2O2. Biologia, 75(1), 1009–1016. https://doi.org/10.2478/s11756-019-00394-w
Kaya, C., & Ashraf, M. (2022). Sodium hydrosulfite together with silicon detoxifies arsenic toxicity in tomato plants by modulating the AsA-GSH cycle. Environmental Pollution, 294, 118608. https://doi.org/10.1016/j.envpol.2021.118608
Khan, A., Numan, M., Khan, A. L., Lee, I.-J., Imran, M., Asaf, S., & Al-Harrasi, A. (2020). Melatonin: Awakening the defense mechanisms during plant oxidative stress. Plants, 9(4), 407. https://doi.org/10.3390/plants9040407
Kuo, E. Y., Cai, M. S., & Lee, T. M. (2020). Ascorbate peroxidase 4 plays a role in the tolerance of Chlamydomonas reinhardtii to photo-oxidative stress. Scientific Reports, 10(1), 13287. https://doi.org/10.1038/s41598-020-70247-z
Li, J., Wang, C., Wu, X., Gong, B., Lü, G., & Gao, H. (2022). Molecular cloning of a TCHQD class glutathione S-transferase and GST function in response to GABA induction of melon seedlings under root hypoxic stress. Horticulturae, 8(5), 446. https://doi.org/10.3390/horticulturae8050446
Mahmoudi, F., Shikhzadehmosadegh, P., Zare, N., &  Esmailpour, B. (2024). Effect of seed pretreatment with salicylic acid on seed germination, growth and biochemical indices of quinoa seedlings (Chenopodium quinoa willd.) under cadmium stress. Journal of Plant Biological Sciences, 15(1), 1-25. https://doi.org/10.22108/ijpb.2024.138548.1330 [In Persian].
Mir, M. A., John, R., Alyemeni, M. N., Alam, P., & Ahmad, P. (2018). Jasmonic acid ameliorates alkaline stress by improving growth performance, ascorbate glutathione cycle and glyoxylase system in maize seedlings. Scientific Reports, 8(1), 2831. https://doi.org/10.1038/s41598-018-21097-3
Moreno-Galván, A. E., Cortés-Patiño, S., Romero-Perdomo, F., Uribe-Vélez, D., Bashan, Y., & Bonilla, R. R. (2020). Proline accumulation and glutathione reductase activity induced by drought-tolerant rhizobacteria as potential mechanisms to alleviate drought stress in Guinea grass. Applied Soil Ecology, 147, 103367. https://doi.org/10.1016/j.apsoil.2019.103367
Naciri, R., Lahrir, M., Benadis, C., Chtouki, M., & Oukarroum, A. (2021). Interactive effect of potassium and cadmium on growth, root morphology and chlorophyll a fluorescence in tomato plant. Scientific Reports, 11(1), 1–10. https://doi.org/10.1038/s41598-021-84990-4
Nakano, Y., & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22(5), 867–880. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a076232
Ogugua, U. V., Kanu, S. A., & Ntushelo, K. (2022). Gibberellic acid improves growth and reduces heavy metal accumulation: A case study in tomato (Solanum lycopersicum L.) seedlings exposed to acid mine water. Heliyon, 8(12). https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2022.e12399
Pan, J., Guan, M., Xu, P., Chen, M., & Cao, Z. (2021). Salicylic acid reduces cadmium (Cd) accumulation in rice (Oryza sativa L.) by regulating root cell wall composition via nitric oxide signaling. Science of the Total Environment, 797, 149202. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.149202
Polidoros, A. N., & Scandalios, J. G. (1999). Role of hydrogen peroxide and different classes of antioxidants in the regulation of catalase and glutathione S‐transferase gene expression in maize (Zea mays L.). Physiologia Plantarum, 106(1), 112–120. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.1999.106116.x
Prajapati, P., Gupta, P., Kharwar, R. N., & Seth, C. S. (2022). Nitric oxide mediated regulation of ascorbate-glutathione pathway alleviates mitotic aberrations and DNA damage in Allium cepa L. under salinity stress. International Journal of Phytoremediation, 25(4), 403-414. https://doi.org/10.1080/15226514.2022.2086215
Rahmatizadeh, R., Jamei, R., Arvin, M. J., & Rezanejad, F. (2021). Upregulation of LeNRAMP3 and LeFER genes in Solanum lycopersicum confers its cadmium tolerance. Russian Journal of Plant Physiology, 68(S1), S92–S102. https://doi.org/10.1134/S1021443721070104
Riaz, M., Kamran, M., Rizwan, M., Ali, S., Parveen, A., Malik, Z., & Wang, X. (2021). Cadmium uptake and translocation: synergetic roles of selenium and silicon in Cd detoxification for the production of low Cd crops: A critical review. Chemosphere, 129690. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2021.129690
Sardar, R., Ahmed, S., Shah, A. A., & Yasin, N. A. (2022). Selenium nanoparticles reduced cadmium uptake, regulated nutritional homeostasis and antioxidative system in Coriandrum sativum grown in cadmium toxic conditions. Chemosphere, 287, 132332. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2021.132332
Sarker, U., & Oba, S. (2018). Catalase, superoxide dismutase and ascorbate-glutathione cycle enzymes confer drought tolerance of Amaranthus tricolor. Scientific Reports, 8(1), 16496. https://doi.org/10.1038/s41598-018-34944-0
Schaedle, M., & Bassham, J. A. (1977). Chloroplast glutathione reductase. Plant Physiology, 59(5), 1011–1012. https://doi.org/10.1104/pp.59.5.1011
Sharma, B., Kumawat, K. C., Tiwari, S., Kumar, A., Dar, R. A., Singh, U., & Cardinale, M. (2023). Silicon and plant nutrition-dynamics, mechanisms of transport and role of silicon solubilizer microbiomes in sustainable agriculture: A review. Pedosphere, 33(4), 534–555. https://doi.org/10.1016/j.pedsph.2022.11.004
Tripthi, D. K., Varma, R. K., Singh, S., Sachan, M., Guerriero, G., Kushwaha, B. K., Bhardwaj, S., Ramawat, N., Sharma, S., & Singh, V. P. (2020). Silicon tackles butachlor toxicity in rice seedlings by regulating anatomical characteristics, ascorbate-glutathione cycle, proline metabolism and levels of nutrients. Scientific Reports, 10(1), 14078. https://doi.org/10.1038/s41598-020-65124-8
Velikova, V., Yordanov, I., & Edreva, A. (2000). Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants: protective role of exogenous polyamines. Plant Science, 151(1), 59–66. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(99)00197-1
Wang, L., Ning, C., Pan, T., & Cai, K. (2022). Role of silica nanoparticles in abiotic and biotic stress tolerance in plants: A review. International Journal of Molecular Sciences, 23(4), 1947. https://doi.org/10.3390/ijms23041947
Zechmann, B. (2020). Subcellular roles of glutathione in mediating plant defense during biotic stress. Plants, 9(9), 1067. https://doi.org/10.3390/plants9091067
Zhang, F., & Kirkham, M. B. (1996). Antioxidant responses to drought in sunflower and Sorghum seedlings. New Phytologist, 132, 361–373. https://doi.org/10.1111/j.1469-8137.1996.tb01856.x
Zhang, Z. J., Tang, L., & Li, Y. J. (2020). Effects of foliar silicon application on electron transport of PSII in tomato leaves under cadmium stress. Southwest China Journal of Agricultural Sciences, 33(12), 2897-2904. https://doi.org/10.16213/j.cnki.scjas.2020.12.031
Zhao, H., Guan, J., Liang, Q., Zhang, X., Hu, H., & Zhang, J. (2021). Effects of cadmium stress on growth and physiological characteristics of sassafras seedlings. Scientific Reports, 11(1), 9913. https://doi.org/10.1038/s41598-021-89322-0
Zulfiqar, U., Ayub, A., Hussain, S., Waraich, E. A., El-Esawi, M. A., Ishfaq, M., Ahmad, M., Ali, N., & Maqsood, M. F. (2022). Cadmium toxicity in plants: recent progress on morpho-physiological effects and remediation strategies. Journal of Soil Science and Plant Nutrition, 1–58. https://doi.org/10.1007/s42729-021-00645-3 

Files

History

  • Receive Date: 13 September 2024
  • Revise Date: 11 January 2025
  • Accept Date: 18 January 2025

Share

How to cite

Statistics