Impact of Piriformospora indica on morphophysiological parameters of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) under salt stress

Document Type : Original Article

Authors

1 1Department of Biology, Faculty of Sciences, Bu-Ali Sina University, Hamedan, Iran

2 Department of Biology, Faculty of Sciences, Bu-Ali Sina University, Hamedan, Iran

Abstract

This study was conducted to investigate the effects of different salinity levels (0, 200, and 400 mM) and the symbiotic fungus Piriformospora indica on the growth and physiological responses of quinoa (Chenopodium quinoa Willd. cv. Giza1) as a factorial design within a completely randomized design (CRD) with three replications. The results showed that salinity significantly reduced plant height, plant fresh weight, panicle weight, as well as root length and weight. Additionally, salinity decreased the content of chlorophyll a, b, total chlorophyll, and carotenoids. On the other hand, salt stress induced a significant increase in hydrogen peroxide (H2O2) and malondialdehyde (MDA) (as an indicator of oxidative damage) levels, and secondary metabolites such as total phenols, total flavonoids, and total anthocyanins. The inoculation of quinoa with P. indica mitigated the adverse effects of salinity, leading to a significant improvement in all studied growth parameters. At the 400 mM salinity level, P. indica increased chlorophyll a, b, and total chlorophyll contents by 29%, 124%, and 58%, respectively. Furthermore, P. indica reduced carotenoid content by 16%, MDA by 7%, and H2O2 by 27% under the same salinity level. Moreover, inoculation with P. indica further enhanced the levels of antioxidant compounds, increasing total phenols by 18%, flavonoids by 16%, and total anthocyanins by 12% at a 400 mM salinity level. The findings demonstrate that P. indica can improve growth performance and alleviate oxidative stress, suggesting its potential as an effective biological strategy to enhance salt tolerance in quinoa cultivation.
 
Introduction
Water scarcity and soil salinity have a negative impact on plant growth, crop yield, and global food security, particularly in arid regions. Nearly 8% of global land and over 30% of irrigated areas are significantly affected by salinity. Intensive agriculture and poor water management exacerbate soil salinization, a problem expected to worsen with climate change. Sustainable solutions, such as cultivating salt-tolerant crops like quinoa (Chenopodium quinoa Willd.), are crucial for maintaining productivity in areas affected by salinity. Quinoa was domesticated approximately 7,000 years ago in the Andes. It is highly nutritious,rich in minerals (calcium, magnesium, phosphorus, iron, zinc), vitamins (B1, B9, C, E), oil (linoleate, linolenate, and natural antioxidants), and proteins with essential amino acids (lysine, methionine). The FAO recognizes quinoa as a climate-resilient crop, and it is now cultivated in over 50 countries, including the U.S., India, and Egypt. However, introducing quinoa into Iran’s saline agriculture requires understanding its salt-tolerance mechanisms. Salinity stress disrupts photosynthesis, nutrient uptake, and enzyme activity, inducing oxidative damage through the production of reactive oxygen species. Plants combat salinity through osmotic regulation (accumulating proline and glycine betaine) and antioxidant systems (e.g., catalase and superoxide dismutase). Endophytic fungi, such as Piriformospora indica, enhance plant stress tolerance by improving nutrient uptake, photosynthesis, and antioxidant activity. This fungus regulates stress-responsive hormones (e.g., salicylic acid and gibberellin), boosts chlorophyll content, and activates defense genes. This study investigates P. indica’s effects on quinoa (cv. Giza1) under salinity stress, assessing growth and physiological (photosynthetic pigments, malondialdehyde, phenolic compounds, and hydrogen peroxide contents) responses. Findings may advance sustainable strategies for quinoa cultivation in saline soils.
 
Material and Methods
This study investigated the effects of salinity stress and Piriformospora indica inoculation on quinoa plant (Chenopodium quinoa cv. Giza1) through a pot experiment conducted in a research greenhouse at Bu-Ali Sina University. The factorial experiment employed a completely randomized design with three salinity levels (0, 200, and 400 mM NaCl) and two fungal treatments (inoculated and non-inoculated), replicated three times in sandy-loam soil (pH 7.47, 0.72% organic carbon). P. indica was cultured on PDA medium (containing potato extract, dextrose, and agar) at 25 °C for one week, then transferred to liquid medium for 20 days to produce chlamydospore suspensions mixed with sterile sand for inoculation. Quinoa seeds were surface-sterilized using ethanol (70%) and sodium hypochlorite (1%), then soaked in the fungal suspension for 3 h before planting. Ten seeds were sown per pot at a depth of 1.5 cm, and the seedlings were thinned to three at the four-leaf stage. Salinity treatments were applied gradually at the three-leaf stage in three increments at 15-day intervals, with soil EC monitored after each application. Growth parameters (plant height, root length, fresh weights of plant, panicle, and root) were measured using rulers and digital scales. Physiological analyses included photosynthetic pigments (chlorophyll a, b, total chlorophyll, and carotenoids) measured spectrophotometrically using Lichtenthaler's method with acetone extraction, oxidative stress markers (MDA via TBA assay and H₂O₂ using TCA method), and antioxidant compounds (total phenols by Folin-Ciocalteu, flavonoids by AlCl3, and anthocyanins with methanol-HCl). All biochemical analyses were conducted using standardized protocols with proper controls and spectrophotometric measurements at specific wavelengths. The comprehensive experimental design and rigorous measurement protocols ensured reliable evaluation of P. indica's potential to enhance quinoa's salinity tolerance through physiological and biochemical modifications. Statistical analysis was performed using SAS software (version 9.4) with Duncan's multiple range test (P ≤ 0.05) for mean comparisons, and results were graphically presented using Excel.
 
Results and Discussion
The study demonstrated that salinity stress (200-400 mM NaCl) significantly impaired quinoa growth and physiological parameters, resulting in reduced plant height (55-66%), biomass (10-34%), and panicle weight (12-22%). These reductions likely are resulted from osmotic stress, ion toxicity, and oxidative damage, which are consistent with findings in other crops. Notably, P. indica inoculation effectively mitigated these effects, enhancing growth parameters (14-50% height increase, 18-28% biomass improvement) even under severe salinity. The fungus notably improved root morphology (22-30% increases in length/weight), suggesting enhanced nutrient/water acquisition as a critical adaptation mechanism reported in other halophytes.
Salinity-induced chlorophyll degradation (20-36% reduction) and carotenoid loss (6%) were substantially reversed by P. indica (16-58% pigment increases), indicating its protective effects. This aligns with studies showing that fungal-mediated preservation of the photosynthetic apparatus occurs. The 27-77% MDA and 37-254% H2O2 increases under salinity confirmed membrane damage by lipid peroxidation, while P. indiaca causes antioxidantive system activation (9-27% oxidative marker reductions), paralleled by findings in soybean.
Remarkably, the fungus increased phenolic (18-23%), flavonoid (16-30%), and anthocyanin (12-17%) levels beyond those induced by salinity, thereby enhancing its ROS scavenging capacity. This dual effect - both alleviating damage and strengthening defense - mirrors reports in mint (Khalvandi et al., 2019) and aligns with known fungal modulation of antioxidant pathways. The results collectively suggest P. indica's potential as a biofertilizer for saline agriculture, though molecular studies should further elucidate its gene regulatory mechanisms. Future research could optimize inoculation protocols and explore synergies with other stress-mitigation strategies for field applications.
 
Conclusion
The study demonstrated that salinity stress significantly reduced quinoa growth, as well as physiological and biochemical parameters, including plant height, biomass, root length, and photosynthetic pigments, while increasing oxidative stress markers (H₂O₂ and MDA). However, Piriformospora indica inoculation effectively mitigated these effects by enhancing nutrient uptake, chlorophyll/carotenoid content, and antioxidant activity (increased total phenols, flavonoids, anthocyanins). The findings highlight P. indica's potential as a biological agent to improve quinoa's salt tolerance in arid/semi-arid agriculture. Future research should investigate the molecular mechanisms underlying this symbiosis and the associated gene expression under salt stress.

Keywords

Main Subjects

Full Text

مقدمه

کمبود آب و شوری خاک به علّت تأثیرات منفی بر روی رشد گیاه و عملکرد محصول و در نتیجه امنیت غذایی، به ویژه در آب و هوای خشک، از جدی­ترین معضلات در کشاورزی جهان هستند ( Khandani et al., 2024a; Singh, 2016). تقریباً 8 درصد از سطح زمین و بیش از 30 درصد از زمین‌های آبیاری­شده در سطح جهان تحت تأثیر نمک قرار دارند (Hajiboland, 2013). شور شدن وسیع خاک، به‌ویژه به علّت کشاورزی فشرده (برای تأمین نیازهای آینده انسان) و استفاده نامناسب از منابع محدود آب، در حال گسترش است و انتظار می‌رود که این مشکل در دهه‌های آینده و در آستانه تغییرات اقلیمی جهان، بحرانی شود. در این زمینه، اجرای راهکارهای تطبیقی برای حفظ بهره‌وری محصول در مناطق خشک و شور، در اولویت است. استفاده پایدار از گیاهان شورزیست در زمین‌های آسیب‌دیده از نمک و یا تخریب­‌شده یک راه‎حل عملی است که بهره‌وری محصول را افزایش می‌دهد (Rozema et al., 2013; González et al., 2021). در میان برخی از گونه‌های هالوفیت کم­کاربرد، کینوا (Chenopodium quinoa Willd.) از تیره Amaranthaceae می‌تواند یک محصول پرسود و عالی با پتانسیل فوق‌العاده برای کشت در مناطق تحت تأثیر نمک باشد (Adolf et al., 2012). بر اساس نظر Bazile et al. (2016)، تصور می‌شود که اهلی‌سازی کینوا 7000 سال پیش در منطقه آند آغاز شده­باشد. دانه‌های کینوا سرشار از طیف وسیعی از مواد معدنی مهم (کلسیم، فسفر، منیزیم، آهن و روی)، ویتامین‌ها (B1، B9، C و E)، روغن (مقادیر زیادی لینولئات، لینولنات و آنتی‌اکسیدان‌های طبیعی) و مقادیر زیادی پروتئین واجد اسیدهای آمینه ضروری مانند لیزین و متیونین هستند (Hussin et al., 2023). پتانسیل این گیاه به عنوان یک محصول مغذی و مقاوم توسط سازمان غذا و کشاورزی سازمان ملل متحد به رسمیت شناخته شده و سال 2013 به عنوان سال بین‌المللی کینوا اعلام شده­است (Small, 2013). به علّت این ویژگی‌ها، کشت کینوا به عنوان یک محصول تجاری، به‌ویژه در مناطقی که شوری به عنوان یک مشکل عمده کشاورزی شناخته شده، مورد توجه قرار گرفته­است. در حال حاضر، کینوا در بیش از 50 کشور خارج از خاستگاه خود کشت می‌شود و برخی گزارش‌ها نشان­دهنده سازگاری قابل قبول آن در ایالات متحده، کانادا، ایتالیا، مراکش، هند، پاکستان و مصر هستند (Bazile, 2016). با وجود این، ورود این گیاه امیدبخش به سیستم کشاورزی ایران در شرایط نامساعد شوری خاک، نیازمند دانش دقیق در مورد عملکرد آن تحت این تنش، محدودیت‌های موجود و سازوکار‌های منحصر به فردی است که گیاه را قادر به رشد در زیستگاه‌های شور می‌کند.

شوری یک تنش محیطی محدودکننده است که به رشد و بهره‌وری گیاهان در بسیاری از مناطق کشاورزی جهان آسیب می­زند. در شرایط تنش شوری، بسیاری از فرآیندهای حیاتی گیاه از جمله فتوسنتز، سنتز پروتئین، فعالیت‌های آنزیمی و متابولیسم لیپیدها و هورمون‌ها تحت تأثیر قرار می‌گیرند (Li et al., 2012). شوری بالا منجر به ایجاد تنش اسمزی و سمّیت یونی شده و تنش اکسیداتیو ایجاد می‌کند، به طوری که افزایش گونه‌های مختلف واکنش‌گر اکسیژن نظیر پراکسید هیدروژن و سوپر اکسید سبب پراکسیداسیون لیپیدها و پروتئین‌های غشائی، تخریب ساختارهای غشای سلولی و در نهایت مرگ سلول می‌شوند (Qureshi et al., 2013; Julkowska & Testerink, 2015). تنش شوری همچنین با کاهش جذب آب و مواد مغذی و افزایش غلظت سدیم و کلر، بر عملکرد و کیفیت محصولات کشاورزی تأثیر می‌گذارد (Machado & Serralheiro, 2017). گیاهان می‌توانند با حذف یون‌ها، افزایش آن‌ها در ریشه‌ها و کنترل انتقال آن‌ها به برگ‌ها و تجمع ترکیبات محلول اسمزی مانند کربوهیدرات‌ها، پرولین، گلیسین- بتائین، آسیب‌های ناشی از شوری را محدود کنند (Kahlaoui et al., 2018). هنگامی که گیاهان در معرض تنش شوری قرار می‌گیرند، سیستم‌های آنتی‌اکسیدانی گیاه از جمله ترکیبات غیرآنزیمی مانند آسکوربیک اسید، کاروتنوئیدها و ترکیبات فنلی و همچنین سیستم‌های آنزیمی مانند سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز فعال می‌شوند (Kostopoulou et al., 2015).

قارچ‌های اندوفیت همزیست نقش کلیدی در پاسخ‌های گیاهان به تنش‌های غیرزیستی دارند. پژوهش‌های متعددی گزارش داده‌اند که قارچ‌های اندوفیت سازگار با تنش قادر هستند با بهبود طیف وسیعی از پاسخ‌های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه، از جمله فتوسنتز، تعرق، فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی و تنظیم غلظت مولکول‌های حفاظت­کننده اسمزی مانند پرولین و قندهای محلول، اثرات منفی شوری را کاهش دهند ( Molina-Montenegro et al., 2020; Moghaddam et al., 2021). بنابراین، قارچ‌های اندوفیت سازگار با تنش می‌توانند به عنوان عوامل زیستی ارزشمند برای کمک به کاهش تنش‌های غیرزیستی در گیاهان مورد استفاده قرار گیرند. قارچ اندوفیت Piriformospora indica  به عنوان یک همزیست مفید گیاهی، پتانسیل قابل توجهی در افزایش تحمل گیاهان به تنش‌های محیطی دارد. این قارچ متعلق به راسته Sebacinales است و توانایی کلونیزه­کردن ریشه طیف وسیعی از گیاهان تک‌لپه و دو لپه را دارد (Nivedita, 2021). سازوکار‌های عمل این قارچ بسیار متنوع بوده و شامل موارد متعددی چون تنظیم سطح هورمون‌های گیاهی مانند اسید سالیسیلیک (که در پاسخ به تنش نقش دارد) و جیبرلین‌ها (که در رشد گیاه مؤثرند)، افزایش جذب آب و عناصر غذایی توسط گسترش سیستم ریشه‌ای و کاهش نشت الکترولیت، بهبود وضعیت فتوسنتزی توسط افزایش محتوای کلروفیل­های a، b و کارایی فتوسیستم II، افزایش عملکرد گیاه توسط هموستازی یونی، تقویت سیستم آنتی‌اکسیدانی توسط افزایش فعالیت آنزیم‌هایی چون سوپراکسید دیسموتاز، کاتالاز و پراکسیداز و القاء بیان ژن‌های مرتبط با تحمل تنش هستند ( Seraj et al., 2016; Ghorbani et al., 2018; Ghabooli & Hosseini, 2021). پژوهش حاضر با هدف بررسی تأثیر تلقیح قارچ P. indica بر شاخص‌های رشدی و فیزیولوژیکی گیاه کینوا رقم Giza1 تحت تنش شوری انجام شد و نتایج آن می‌تواند به درک بهتر سازوکار‌های همزیستی قارچ-گیاه و توسعه روش‌های پایدار جهت افزایش تولید کینوا در خاک­های شور کمک نماید.

 

مواد و روش‌ها

برای بررسی اثرات تنش شوری و تلقیح قارچ Piriformospora indica بر گیاه کینوا رقم ‌Giza1، پژوهشی به صورت گلدانی (با خاک لوم شنی) در گلخانه تحقیقاتی گروه زیست‌شناسی دانشگاه بوعلی سینا همدان انجام شد. تیمارهای آزمایش شامل سه سطح شوری (0، 200 و 400 میلی مولار NaCl) و قارچ Piriformospora indica (تلقیح و عدم تلقیح) بود که به صورت فاکتوریل و در قالب طرح کامل تصادفی و در 3 تکرار اجرا شد.

کشت قارچ P. indica: برای کشت قارچ P. indica ابتدا محیط PDA تازه تهیه شد. بدین منظور 200 گرم سیب‌زمینی پخته و صاف شده با یک لیتر آب مقطر مخلوط و به آن 20 گرم دکستروز و 15 گرم آگار افزوده و استریل شد. سپس محیط کشت در پتری‌دیش‌ها توزیع و پس از 24 ساعت کنترل عدم آلودگی، اسپورها با روش استریل (نی/اسکالپل) کشت شدند. پتری‌دیش‌ها به مدت 1 هفته در انکوباتور و دمای 25 درجه سانتی‌گراد قرار گرفتند. برای تهیه سوسپانسیون، 200 میلی‌لیتر از کشت قارچ به محیط مایع (فاقد آگار) منتقل و به مدت 20 روز روی شیکر قرار داده شد. پس از رشد کافی کلامیدوسپورها، آن­ها با ماسه استریل مخلوط و به عنوان مایه تلقیح استفاده شدند. تمام مراحل تحت شرایط استریل و کنار شعله انجام شد و شکل ظاهری کلنی‌ها (شکل یکنواخت سفید-کرم) و عدم آلودگی آن­ها به قارچ‌های دیگر مانند پنی‌سیلیوم مورد بررسی قرار گرفت.

تلقیح بذرهای کینوا با قارچ P. indica: بذر گیاه کینوا از موسسه تحقیقات اصلاح و تهیه نهال و بذر کرج تهیه شد. برای حذف آلودگی سطحی، بذرهای کینوا پس از چندین بار شست‌وشو با آب مقطر و غوطه‌ورسازی در اتانول 70 درصد به مدت 30 ثانیه، به محلول هیپوکلریت کلسیم یک درصد انتقال یافته و پس از 7 دقیقه، چندین بار با آب مقطر استریل کاملاً شست‌وشو داده شدند. جهت تلقیح، بذور کینوا به مدت 3 ساعت داخل سوسپانسیون قارچی قرار داده شدند. در نهایت بذرها به گلدان‌ها منتقل و کشت داده شدند. تعداد 10 بذر در هر گلدان و در عمق یک و نیم سانتی‌متری خاک کاشته شد و در مرحله چهار برگی تا 3 بوته در هر گلدان تنک شدند. قبل از انجام آزمایش، نمونه‌برداری از خاک گلدان‌ها برای تعیین ویژگی‌های فیزیکوشیمیایی خاک انجام شد (جدول 1). با مناسب شدن شرایط خاک عملیات آماده‎سازی بستر به روش دستی صورت گرفت.

 

 

جدول 1- ویژگی‌های فیزیکوشیمیایی خاک.

Table 1. Physicochemical properties of soil.

Soil texture

Organic carbon (%)

Zinc (ppm)

Iron (ppm)

Potassium (ppm)

Phosphorus (ppm)

Nitrogen (%)

pH

Sandy-loamy

0.72

0.81

5.07

305

17.01

0.15

7.47

 

 

اعمال تیمار شوری به صورت تدریجی و در سه مرحله (در مرحله سه برگی و با فواصل 20 روزه) انجام شد. بدین منظور، از محلول کلریدسدیم با درجه خلوص 99 درصد استفاده شد. غلظت‌های مختلف شوری (0، 200 و 400 میلی‌مولار) با حل کردن مقدار معینی از NaCl در آب مقطر تهیه شد. در هر مرحله از اعمال تنش، حجم مشخصی از محلول شوری به گلدان‌ها اضافه شد تا غلظت نهایی مورد نظر در خاک تأمین شود. میزان هدایت الکتریکی خاک پس از اعمال هر مرحله از تنش شوری اندازه‌گیری و کنترل شد. پس از اعمال تنش شوری، نمونه‌های تازه برگ، ریشه و خوشه کینوا به آزمایشگاه منتقل شد و برخی شاخص­های رشدی و بیوشیمیایی آن­ها اندازه‌گیری شد.

 

 

ارزیابی شاخص­های رشدی: شاخص­های رشدی کینوا نظیر ارتفاع بوته و طول ریشه با استفاده از خط‌کش اندازه‎گیری و بر حسب سانتی‌متر بیان شد. همچنین ویژگی‌های وزن تر گیاه، وزن خوشه و وزن تر ریشه نیز با بهره‌گیری از ترازوی دیجیتالی با دقت 001/0 محاسبه و بر اساس گرم بیان شد.

 

ارزیابی شاخص­های بیوشیمیایی

رنگیزه‌های فتوسنتزی: برای تعیین محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی از روش Lichtenthaler (1987) استفاده شد. در این روش، ابتدا 5/0 گرم از برگ تازه گیاه کینوا با 5 میلی‌لیتر استون 80 درصد به دقت سائیده شد. سپس نمونه‌ها به مدت 10 دقیقه با سرعت 3000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شدند. پس از سانتریفیوژ، محلول شفاف رویی به دقت جدا و با استون 80 درصد به حجم نهایی 10 میلی‌لیتر رسانده شد. اندازه‌گیری جذب نوری محلول‌ها با دستگاه اسپکتوفتومتر در سه طول موج 663 نانومتر برای سنجش کلروفیل a، 646 نانومتر برای کلروفیل b و 480 نانومتر برای کاروتنوئیدها انجام شد. محتوای رنگیزه‌ها با استفاده از روابط 1-4 محاسبه و بر حسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ گزارش شد:

رابطه 1:

 (646A × 55/2) – (663A × 25/12) = کلروفیل a

رابطه 2:

 (663A × 91/4) – (646A × 13/20) = کلروفیل b

رابطه 3:

   (663A × 34/7) + (646A × 76/17) = کلروفیل کل

رابطه 4:

=  کاروتنوئید

198/ (Chlb × 02/85 – Chla  × 82/1–480 A ×1000)

 

مالون­دی­آلدئید: برای این منظور مقدار 5/0 گرم از بافت تازه برگ کینوا در هاون چینی حاوی 5 ‌میلی‌لیتر تری‌کلرواستیک‌اسید 20 درصد و تیوباربی‌توریک 5/0 درصد آسیاب شد. سپس مخلوط حاصل به مدت 15 دقیقه با سرعت 6000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. همچنین محلول رویی به ‌مدت 25 دقیقه در حمام آب گرم در دمای 80 درجه سانتی‎گراد قرار گرفت و پس از کاهش فوری دمای آن در حمام یخ، به مدت 5 دقیقه سانتریفیوژ شد. جذب نوری ماده قرمز رنگ مالون‌دی‌آلدئید- تیوباربی‌توریک تولید شده در طول موج 532 نانومتر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد و جذب سایر رنگیزه‌های اختصاصی نیز، در طول موج 600 نانومتر خوانده شد. محتوای مالون­‌دی­آلدئید بر حسب میکرومول بر گرم وزن تازه برگ و نوسط رابطه 5 محاسبه شد (Buege & Aust, 1978):

رابطه 5:

MDA = [(A532 – A600) / 155] × 100

 

پراکسید هیدروژن: برای اندازه‌گیری پراکسید هیدروژن ابتدا 2/0 گرم از برگ کینوا در نیتروژن مایع سائیده شد و با 5 میلی‌لیتر تری‌کلرواستیک اسید یک درصد حجمی مخلوط شد. محلول به مدت 15 دقیقه با سرعت 12000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد، سپس 5/0 میلی‌لیتر از محلول رویی با 5/0 میلی‌لیتر بافر فسفات 10 میلی‌مولار و یک میلی‌لیتر یدید پتاسیم یک مولار مخلوط شد. در نهایت جذب نمونه‌ها در طول موج 390 نانومتر اندازه‌گیری شد (Nareshkumar et al., 2015). محتوای پراکسید هیدروژن با استفاده از منحنی استاندارد تهیه شده از غلظت‌های مشخص H2O2 محاسبه شد.

فنل کل: برای سنجش ترکیبات فنلی از روش Plessi et al. (2007) استفاده شد. در این روش 1/0 گرم از بخش بافت گیاهی در 5 میلی­لیتر اتانول 95 درصد سائیده، به مدّت 24 تا 72 ساعت در تاریکی نگهداری و سپس به مدت 5 دقیقه با سرعت 4000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. آنگاه به 5/0 میلی‌لیتر محلول رویی، 5/0 میلی­لیتر اتانول 95 درصد اضافه و با آب مقطر حجم محلول به 5/2 میلی‌لیتر رسانده­شد. سپس 25/0 میلی‌لیتر معرف فولین 50 درصد و 5/0 میلی‌لیتر کربنات­سدیم 5 درصد به آن اضافه شد. مخلوط حاصل به مدّت یک ساعت در تاریکی نگهداری و سپس جذب هر نمونه در طول موج 725 نانومتر خوانده شد. محتوای فنل کل با مقایسه آن با منحنی استاندارد اسید گالیک، به صورت میلی‌گرم بر گرم وزن تر بیان شد.

فلاونوئید کل: اندازه‌گیری فلاونوئید کل بر اساس روش Krizek et al. (1998) با کمی تغییر انجام شد. ابتدا 1/0 گرم بافت برگ تازه کینوا در هاون چینی حاوی 10 میلی‌لیتر اتانول اسیدی (حاوی 1 درصد اسید استیک گلاسیال در اتانول 99 درصد) به طور کامل همگن شد. سپس سوسپانسیون حاصل به مدت 5 دقیقه در دمای محیط و با سرعت 4000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد، سپس عصاره شفاف رویی به لوله‌های آزمایش منتقل و به مدت 10 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 80 درجه سانتی‌گراد قرار داده­شد. پس از سرد شدن نمونه‌ها تا دمای محیط، جذب نوری آن‌ها در طول موج 415 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر خوانده شد. برای محاسبه محتوای فلاونوئید کل، از منحنی استاندارد کوئرستین در محدوده غلظتی 0-100 میکروگرم در میلی‌لیتر استفاده شد. نتایج نهایی بر حسب میلی‌گرم کوئرستین بر گرم وزن تر بافت گیاهی بیان شد.

آنتوسیانین کل: محتوای آنتوسیانین کل بر اساس روشWagner (1979)  اندازه‌گیری شد. ابتدا 1/0 گرم از بافت برگ تازه با 10 میلی‌لیتر متانول اسیدی (متانول حاوی 1 درصد HCl) در هاون چینی بطور کامل همگن شد. سوسپانسیون حاصل به لوله‌های آزمایش منتقل و به مدت 24 ساعت در تاریکی و دمای 25 درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند، سپس نمونه‌ها به مدت 10 دقیقه با سرعت 4000 دور سانتریفیوژ شدند. جذب نوری محلول شفاف رویی در طول موج 550 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. محاسبه محتوای آنتوسیانین کل توسط رابطه 6 انجام و نتایج بر حسب میکرومول آنتوسیانین بر گرم وزن تر بافت برگ گزارش شد.

رابطه 6:                                              A= εBC

A= جذب در 550 نانومتر، ε= ضریب خاموشی(mM-1cm-133000)، B= عرض کووت (1 سانتی­متر) و C= غلظت برحسب مول بر لیتر

تحلیل آماری: پژوهش حاضر به صورت فاکتوریل در قالب طرح کامل تصادفی انجام شد که شامل سه سطح شوری (0، 200 و 400 میلی‌مولار NaCl و دو سطح قارچ P. indica (تلقیح و عدم تلقیح) در سه تکرار مستقل بود. برای تجزیه و تحلیل داده‌ها از نرم‌افزار آماری SAS (نسخه 4/9) استفاده شد. مقایسه میانگین‌های تیمارهای مختلف با بهره‌گیری از آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح معنی­داری 5 درصد (P ≤ 0.05) انجام شد و برای نمایش گرافیکی نتایج نیز از نرم‌افزار Excel استفاده شد.

 

نتایج

ارتفاع بوته: نتایج پژوهش حاضر نشان داد تنش شوری در سطوح ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار به‌طور معنی‌داری سبب کاهش ارتفاع بوته در مقایسه با شاهد شد (به ترتیب 55 و 66 درصد). با این حال، تلقیح قارچ همزیست P. indica توانست اثرات منفی شوری را تعدیل کرده و منجر به افزایش ارتفاع بوته در تمام سطوح شوری شود. به‌ طور مشخص، حضور این قارچ سبب افزایش ارتفاع بوته به میزان 14 درصد (در شرایط شاهد)، 28 درصد (در سطح شوری ۲۰۰ میلی‌مولار) و 50 درصد (در سطح شوری ۴۰۰ میلی‌مولار) شد (جدول 2).

وزن تر بوته: تنش شوری در سطوح ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار به ‌طور معنی‌داری سبب کاهش وزن تر بوته کینوا به ترتیب به میزان 10 و 34 درصد در مقایسه با شاهد شد. این کاهش احتمالاً ناشی از اختلال در جذب آب، سمّیت یونی و اختلال در متابولیسم گیاه در شرایط شوری است. در مقابل، قارچ همزیست P. indica  به صورت قابل­توجهی آسیب‌های ناشی از تنش شوری را کاهش داده و در تمام سطوح شوری منجر به افزایش وزن تر بوته شد. به‌ طور مشخص در حضور این قارچ، وزن تر بوته در شرایط شاهد 18 درصد، در سطح شوری ۲۰۰ میلی‌مولار 20 درصد و در سطح شوری ۴۰۰ میلی‌مولار، 28 درصد افزایش یافت (جدول 2).

 

جدول 2- مقایسه میانگین اثر شوری و تلقیح قارچ  P. indiaبر ارتفاع بوته، وزن تر بوته، وزن خوشه، طول ریشه و وزن تر ریشه گیاه کینوا رقم Giza1.

Table 2. Means comparison of the effects of salinity and P. india on plant height, plant fresh weight, panicle weight, root length, and root fresh weight of quinoa cultivar Giza1.

P. indica

Salinity (mM)

Plant height (cm)

Plant fresh weight (g)

Panicle weight (g)

Root length (cm)

Root fresh weight (g)

Non inoculation

0

71.54 c

11.38 c

1.47 b

5.57 e

0.37 f

200

59.70 d

10.28 d

1.30 d

6.97 d

0.43 e

400

43.88 f

7.47 f

1.14 f

13.37 b

0.60 b

inoculation

0

80.93 a

13.46 a

1.52 a

7.07 d

0.48 d

200

73.00 b

12.36 b

1.36 c

8.47 c

0.53 c

400

54.19 e

9.53 e

1.22 e

14.87 a

0.71 a

حروف ‌مشابه در هر ستون نشان­دهنده عدم وجود اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال پنج درصدتوسط آزمون دانکن است.

Similar letters in each column indicate no significant difference at the 5% probability level using Duncan's test.

 

وزن خوشه: نتایج نشان دادند اعمال تنش شوری در سطوح ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار به‌طور معنی‌داری موجب کاهش وزن خوشه‌های کینوا شد، به‌طوری‌که در مقایسه با گروه شاهد، به ترتیب کاهش ۱۲ و ۲۲ درصد مشاهده شد. با این حال، تلقیح قارچ همزیستP. indica  اثرات منفی ناشی از شوری را به طرز چشمگیری تعدیل نموده و منجر به بهبود وزن خوشه کینوا در تمام سطوح شوری شد. جالب توجه آن‎که در حضور این قارچ، نه‌تنها آسیب‌های وارده جبران شد، بلکه افزایش وزن خوشه نیز مشاهده شد. بر اساس نتایج مقایسه میانگین، در شرایط بدون تنش (شاهد)، وزن خوشه کینوا ۳ درصد افزایش یافت. این بهبود در سطوح شوری ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار به ترتیب به ۵ و ۶ درصد رسید که نشان‌دهنده نقش محافظتی و تقویت­کنندگی قارچ P. indica در شرایط تنش شوری است (جدول 2).

طول و وزن تر ریشه: ویژگی­های ریشه شاخص­های مهمی جهت ارزیابی تحمل تنش شوری در گیاهان هستند. نتایج پژوهش حاضر نشان دادند تنش شوری سبب افزایش قابل­توجه طول و وزن تر ریشه کینوا در مقایسه با شاهد شد. طول ریشه کینوا در سطوح ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار شوری به ترتیب به میزان 25 و 140 درصد افزایش یافت. همچنین وزن تر ریشه کینوا با اعمال تنش شوری با افزایش 16 و 62 درصدی به ترتیب در سطوح ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار شوری مواجه شد. یافته‌های پژوهش حاضر نشان دادند اثر تلقیح قارچ همزیست برای کاهش اثرات آسیب‌زای تنش شوری بر گیاه کینوا مثبت بود و سبب افزایش بیش‎تر طول و وزن تر ریشه در تمام سطوح شوری در مقایسه با شاهد شد. نتایج مقایسه میانگین نشان دادند در حضور قارچ P. indica، طول ریشه کینوا در سطوح شاهد، ۲۰۰ و 400 میلی‌مولار نمک به ترتیب به میزان 27، 22 و 22 درصد افزایش یافت. افزون بر این، وزن تر ریشه با تلقیح قارچ با افزایش قابل­توجهی روبرو شد (به ترتیب به میزان 30 درصد در شاهد، 23 درصد در سطح 200 میلی‌مولار شوری و 18 درصد در سطح 400 میلی‌مولار شوری در مقایسه با شاهد) (جدول 2).

رنگیزه‌های فتوسنتزی: در پژوهش حاضر، برای بررسی سازوکار اثر قارچ همزیست بر رشد رویشی گیاه کینوا تحت تنش شوری، محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیل­های a، b، کل و کاروتنوئید مورد ارزیابی قرار گرفتند. نتایج نشان دادند تأثیر سطوح مختلف شوری بر محتوای این رنگیزه‌ها متفاوت بود. در حالی که هر دو سطح 200 و 400 میلی‌مولار شوری سبب کاهش معنی‌دار محتوای کلروفیل­های a، b و کل در مقایسه با شاهد شدند (به ترتیب به میزان 20 و 36 درصد در کلروفیل a، 34 و 31 درصد در کلروفیل b و 24 و 34 در کلروفیل کل)، سطح 400 میلی‌مولار شوری منجر به کاهش کاروتنوئید به میزان 6 درصد شد و سطح 200 میلی‌مولار بی­تأثیر بود. هچنین اختلاف معنی‌داری در محتوای کلروفیل b در دو سطح شوری 200 و 400 میلی‌مولار مشاهده نشد (شکل 1). در ارزیابی تأثیر قارچ همزیست P. indica بر محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی مشخص شد که اثرات منفی تنش شوری بر محتوای رنگیزه‎های فتوسنتزی با این قارچ به صورت معنی‌داری کاهش یافت. همان طور که در شکل 1 نشان داده شده­است محتوای کلروفیل­های a، b و کل با تلقیح قارچ به صورت چشمگیری در هر سطوح شوری مورد پژوهش در مقایسه با شاهد یافت (به ترتیب به میزان 16، 24 و 29 درصد در سطوح صفر، 200 و 400 میلی‌مولار شوری، 86، 130 و 124 درصد در سطوح صفر، 200 و 400 میلی‌مولار شوری و 38، 51 و 58 درصد در سطوح صفر، 200 و 400 میلی‌مولار شوری). همچنین محتوای کاروتنوئید گیاه کینوا در شرایط بدون نمک تحت تاثیر قارچ P. indica قرار نگرفت، ولی در سطوح 200 و 400 میلی‌مولار شوری با کاهش 13 و 16 درصدی مواجه شد (شکل 1).

 

شکل 1- اثر قارچ P. indica بر محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی کلروفیل a (الف)، کلروفیل b (ب)، کلروفیل کل (پ) و کاروتنوئید (ت) گیاه کینوا در سطوح مختلف شوری (0، 200 و 400 میلی‌مولار). حروف ‌مشابه در هر ستون نشان­دهنده عدم وجود اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال پنج درصدتوسط آزمون دانکن است.

 

Figure 1- Effect of P. indica on the content of photosynthetic pigments of the chlorophyll a (A), chlorophyll b (B), total chlorophyll (C), and carotenoids (D) of quinoa plant under salinity stress (0, 200, and 400 mM). Similar letters in each column indicate no significant difference at the 5% probability level using Duncan's test.

 

مالون­دی­آلدئید: بر اساس نتایج پژوهش حاضر، محتوای مالون­دی­آلدئید گیاه کینوا تحت تنش شوری به صورت معنی‌داری افزایش یافت، با وجود این، تلقیح قارچ P. indica با کاهش محتوای مالون­دی­آلدئید، اثرات منفی تنش شوری را کاهش داد. مالون­دی­آلدئید بعنوان یک شاخص برای تعیین میزان آسیب ناشی از تنش اکسیداتیو، در سطوح 200 و 400 میلی‌مولار شوری به ترتیب به میزان 27 و 77 درصد در مقایسه با شاهد افزایش یافت. همچنین نتایج نشان داد که تلقیح قارچ برای کاهش اثرات منفی تنش بر محتوای مالون­دی­آلدئید گیاه کینوا در معرض تنش شوری 400 میلی‌مولار موفقیت‎‌آمیز بود. تلقیح قارچ P. indica سطح مالون­دی­آلدئید گیاه کینوا را در سطح شوری 400 میلی‌مولار به میزان 9 درصد در مقایسه با شاهد کاهش داد ولی سبب افزایش 15 و 11 درصدی این شاخص به ترتیب در سطوح صفر و 200 میلی‌مولار شوری شد (شکل 2. A).

 

شکل 2- اثر قارچ P. indica بر محتوای مالون­دی­آلدئید (A) و پراکسید هیدروژن (B) گیاه کینوا در سطوح مختلف شوری (0، 200 و 400 میلی‌مولار). حروف ‌مشابه در هر ستون نشان­دهنده عدم وجود اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال پنج درصدتوسط آزمون دانکن است.

 

Figure 2- Effect of  P. indica on malondialdehyde (MDA) (A) and hydrogen peroxide (H2O2) contents (B) of quinoa plant under salinity stress (0, 200 and 400 mM). Similar letters in each column indicate no significant difference at the 5% probability level using Duncan's test.

 

پراکسید هیدروژن: محتوای سلولی پراکسید هیدروژن منعکس­کننده آسیب سلولی ناشی از تنش اکسیداتیو است. نتایج پژوهش حاضر نشان داد تنش شوری به طور معنی‌داری سبب افزایش محتوای پراکسید هیدروژن گیاه کینوا در مقایسه با شاهد شد، به طوری که در سطح 200 میلی‌مولار نمک 37 درصد و در سطح 400 میلی‌مولار آن، 254 درصد افزایش نسبت به شاهد مشاهده شد. با وجود این، تلقیح قارچ این اثرات منفی را کاهش داده و محتوای پراکسید هیدروژن را در تمام سطوح شوری به طور معنی‌داری در مقایسه با شاهد کاهش داد. به طوری که در سطوح شوری 0، 200 و 400 میلی‌مولار، به ترتیب 17، 9 و 27 درصد کاهش در مقایسه با گیاهان تلقیح نشده با قارچ مشاهده شد (شکل 2. B).

فنل و فلاونوئید کل: گیاهان برای تحمل تنش‎های غیرزیستی میزان متابولیت‌های ثانویه خود نظیر ترکیبات فنلی را افزایش می‌دهند و از این روش با تنش اکسایشی مقابله می‌کنند. در پژوهش حاضر، در سطوح شوری 200 و 400 میلی‌مولار، محتوای فنل و فلاونوئید کل گیاه کینوا به صورت معنی‎داری در مقایسه با شاهد افزایش یافت (به ترتیب به میزان 8 و 28 درصد فنل کل و 17 و 78 درصد فلاونوئید کل) (شکل‌های 3. A و B). ارزیابی تأثیر قارچ همزیست P. indica بر محتوای فنل و فلاونوئید کل گیاه کینوا تحت تنش شوری نشان داد که محتوای این ترکیبات در حضور قارچ به شکل قابل­توجهی افزایش یافت. همان طور که در شکل 3 نشان داده شده­است محتوای فنل و فلاونوئید کل برگ کینوا در حضور قارچ به صورت چشمگیری در مقایسه با شاهد در هر سه سطح شوری افزایش یافت (23، 22 و 18 درصد فنل کل در سطوح صفر، 200 و 400 میلی‌مولار شوری و 30، 25 و 16 درصد فلاونوئید کل در سطوح صفر، 200 و 400 میلی‌مولار شوری).

 

 

شکل 3- اثر قارچ P. indica بر محتوای فنل (A)، فلاونوئید (B) و آنتوسیانین کل (C) گیاه کینوا در سطوح مختلف شوری (0، 200 و 400 میلی‌مولار). حروف ‌مشابه در هر ستون نشان­دهنده عدم وجود اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال پنج درصدتوسط آزمون دانکن است.

Figure 3- Effect of P. indica on total phenol (A), flavonoid (B), and anthocyanin (C) of quinoa plant under salinity stress (0, 200, and 400 mM). Similar letters in each column indicate no significant difference at the 5% probability level using Duncan's test.

 

آنتوسیانین کل: نتایج پژوهش حاضر نشان دادند محتوای آنتوسیانین کل گیاه کینوا تحت تنش شوری به صورت معنی‌داری افزایش یافت که حاکی از فعال­شدن سیستم دفاعی گیاه برای مقابله با تنش است. سطوح 200 و 400 میلی‌مولار شوری محتوای آنتوسیانین برگ کینوا را به ترتیب به میزان 9 و 52 درصد در مقایسه با شاهد افزایش داد. همچنین محتوای آنتوسیانین گیاه کینوا در حضور قارچ با افزایش بیش‌تری در تمام سطح شوری همراه بود. بر اساس نتایج مقایسه میانگین، محتوای آنتوسیانین کل به ترتیب به میزان 17، 16 و 12 درصد در سطوح صفر، 200 و 400 میلی‌مولار در مقایسه با شاهد افزایش یافت (شکل C3).

 

بحث

بر اساس نتایج پژوهش حاضر، کاهش شاخص­های رشدی گیاه کینوا نظیر ارتفاع و وزن تر بوته ناشی از اختلال در جذب آب و مواد معدنی، سمیت یون‌های سدیم و کلر، ایجاد تنش اکسیداتیو و کاهش فتوسنتز هستند که با نتایج سایر پژوهش‌ها در گیاهان مختلف مطابقت دارد (Bouras et al., 2022; Rodríguez Coca et al., 2023). تنش شوری با ایجاد اختلال در تقسیم و طویل­‌شدن سلولی، رشد رویشی گیاه را محدود می‌کند. تلقیح قارچ همزیست P. indica در این پژوهش، اثرات منفی شوری بر رشد کینوا را تا حد قابل‌توجهی کاهش داد و منجر به افزایش ارتفاع بوته و وزن تر آن در تمام سطوح شوری شد. این قارچ حتی در شرایط بدون تنش نیز رشد گیاه را بهبود بخشید که نشان­‌دهنده نقش آن در تسهیل جذب مواد مغذی و تحریک هورمون‌های رشد است. این نتایج در توافق با نتایج پژوهش‌های پیشین نشان دادند P. indica می‌تواند توسط سازوکار‌هایی از قبیل افزایش کارایی جذب آب و عناصر غذایی، تحریک سیستم آنتی‌اکسیدانی و تولید ترکیبات حفاظتی، مقاومت گیاهان به شوری را افزایش دهد (Boorboori & Zhang, 2022; Aslani et al., 2024). نکته قابل توجه این که تلقیح قارچ P. indica در سطوح شوری مختلف، در مقایسه با گروه شاهد بدون تلقیح در همان سطوح شوری، افزایش ارتفاع و وزن تر بوته را نیز به همراه داشت که نشان داد این قارچ نه تنها رشد را در شرایط بدون تنش افزایش می‌دهد، بلکه نقش حمایتی قابل توجهی را نیز با افزایش تنش شوری ارائه می‌دهد و بارزترین اثر در سطح شوری 400 میلی‌مولار مشاهده شد. در واقع قارچ با تخفیف تنش و القاء بیان ژن‌های مرتبط با تحمل شوری و نیز تنظیم سطوح هورمون‌هایی از قبیل اکسین و جیبرلین، رشد گیاه را تحت شرایط تنش بهبود بخشیده­است (Li et al., 2023).

نتایج این پژوهش نشان داد تنش شوری در سطوح ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار به طور معنی‌داری منجر به کاهش وزن خوشه‌های کینوا نسبت به گیاهان شاهد شد. از آن‌جا که وزن خوشه‎های کینوا ارتباط مستقیمی با عملکرد آن دارد، پس هرگونه تغییر در آن، بر عملکرد کینوا موثر است. هماهنگ با نتایج پژوهش حاضر، Yousfi et al. (2025) نیز کاهش وزن خوشه کینوا تحت تنش شوری را گزارش کردند. کاهش وزن خوشه کینوا می‌تواند ناشی از سازوکار‌های متعددی باشد که شوری بر فیزیولوژی گیاه تحمیل می‌کند. از یک سو، شوری با ایجاد تنش اسمزی منجر به کاهش جذب آب و اختلال در تعادل یونی می‌شود که این امر می‌تواند فرآیندهای متابولیکی کلیدی مانند فتوسنتز را مختل کند (Shuyskaya et al., 2023). توقف فتوسنتز نیز منجر به کاهش رشد رویشی و در نهایت کاهش تولید خوشه می‌‌شود. از سوی دیگر، تجمع یون‌های سمی مانند Na+ وCl-  می‌تواند سبب ایجاد سمیت یونی و اختلال در جذب عناصر غذایی ضروری مانند پتاسیم و کلسیم شود. همچنین شوری می‌تواند منجر به تولید گونه‌های واکنش‌گر اکسیژن و بروز تنش اکسیداتیو در گیاه شود که این موضوع نیز می‌تواند بر رشد و عملکرد گیاه تأثیر منفی داشته باشد (Ali et al., 2021). تلقیح قارچ همزیست P. indica در پژوهش حاضر توانست اثرات منفی شوری را به صورت قابل توجهی کاهش داده و میزان وزن خوشه در تمام سطوح شوری را افزایش دهد. این قارچ احتمالاً توسط سازوکار‌های مختلفی مانند بهبود جذب آب و مواد معدنی، افزایش فعالیت آنتی‌اکسیدان‌های‎ غیر آنزیمی نظیر ترکیبات فنلی و نیز کاهش گونه‌های واکنش‌گر اکسیژن که بعضی از نتایج پژوهش بودند، توانسته است اثرات مضر شوری را تعدیل نماید. افزایش وزن خوشه کینوا در حضور این قارچ حتی در شرایط شاهد (۳ درصد) و سطوح شوری ۲۰۰ و ۴۰۰ میلی‌مولار نشان­دهنده توانایی بالای این قارچ در بهبود رشد گیاه تحت شرایط تنش است. این یافته‌ها، اهمیت استفاده از راهکارهای زیستی مانند کاربرد قارچ‌های همزیست را در کاهش اثرات تنش‌های محیطی بر گیاهان زراعی نشان می‌دهد و می‌تواند افق‌های جدیدی را در مدیریت کشاورزی پایدار در مناطق شور باز کند. پژوهش‌های متعددی نشان داده‌اند ریشه‌ها نقش کلیدی در پاسخ گیاه به تنش شوری ایفا می‌کنند. ریشه‌ها نه تنها به عنوان حسگر تنش عمل می‌کنند، بلکه در سازگاری گیاه، انتقال پیام‌های تنش به بخش هوایی و تنظیم جذب آب و یون‌ها نیز مؤثر هستند (Balasubramaniam et al., 2023). در مقایسه با بخش هوایی، رشد ریشه‌ها به طور معمول در شوری متحمل‌تر است، اگرچه این پاسخ به گونه گیاهی و ژنوتیپ بستگی دارد. پژوهش‌های اخیر نشان داده اند سیستم ریشه‌ای کینوا نقش تعیین ‌کننده‌ای در تحمل شوری دارد. سازوکار‌های تحمل شامل حفظ پتانسیل اسمزی سیمپلاست، تنظیم ترکیبات دیواره سلولی، تغییر در متابولیسم کربوهیدرات‌ها و فعال‌سازی مسیرهای آنتی‌اکسیدانی هستند (Comparini et al., 2024). درک دقیق این پاسخ‌ها برای توسعه راهکارهای مدیریت شوری و اصلاح ارقام متحمل ضروری است. نتایج این پژوهش نشان دادند تنش شوری می‌تواند موجب افزایش شاخص­های رشدی ریشه شود. برخی ارقام کینوا با افزایش طول و وزن تر ریشه به شوری پاسخ می‌دهند که احتمالاً نشان­دهنده سازوکار جبرانی بهبود جذب آب و مواد مغذی است، هرچند این پاسخ در ارقام مختلف می‌تواند متفاوت باشد. بر اساس نتایج پژوهش حاضر، قارچ اندوفیت P. indica اثر مثبت قابل­توجهی بر ویژگی‌های ریشه داشت. این قارچ با افزایش طول و وزن تر ریشه، ظرفیت جذب گیاه را بهبود بخشید. سازوکار‌های احتمالی این اثر شامل: 1) تحریک رشد ریشه‌های ظریف و افزایش سطح جذب، 2) بهبود تخصیص مواد فتوسنتزی به ریشه، 3) تنظیم تعادل هورمونی گیاه، و 4) افزایش فعالیت سیستم‌های آنتی‌اکسیدانی هستند (Li et al., 2023). این یافته‌ها با گزارش‌های پیشین درباره تأثیر مثبت قارچ‌های اندوفیت بر سیستم ریشه‌ای سایر گیاهان تحت تنش شوری نیز هم‌خوانی دارد (Sabeem et al., 2022; Raeisi Vanani et al., 2024). بهبود ویژگی‌های ریشه یکی از عوامل کلیدی در افزایش تحمل شوری محسوب می‌شود. تلقیح قارچ P. indica سبب افزایش رشد گیاهان می‌شود که عمدتاً به افزایش رشد ریشه‌های ظریف‌تر و بلندتر به علّت تجمع مواد جذب شده فتوسنتزی، نسبت داده می‌شود (Boorboori et al., 2022). کلروپلاست بخش اصلی انجام فرآیند فتوسنتز در گیاهان سبز است که عموماً با کمک رنگیزه کلروفیل، انرژی نورانی را جذب و به شکل قابل استفاده تبدیل می‌کند. کلروفیل به صورت پیوسته در گیاهان ساخته و تجزیه می‌شود و نقش تعیین‌کننده‌ای در کارایی فتوسنتز و رشد گیاه ایفا می‌کند. این رنگیزه به عنوان اصلی‌ترین عامل جذب نور، قادر است شرایط رشدی گیاه و میزان تنش واردشده را نشان دهد (Khandani et al., 2022). در شرایط تنش شوری، میزان کلروفیل معمولاً کاهش یافته و این تغییر در میزان کلروفیل­های a، b، کل و کاروتنوئیدها مشاهده می‌شود که در نهایت بر راندمان فتوسنتز تأثیر می‌گذارد. از آن‌جا که کلروفیل به عوامل محیطی حساس است، تغییر غلظت آن به طور مستقیم بر عملکرد فتوسنتزی و رشد گیاه موثر است و این به علّت وجود ارتباط مستقیم میان محتوای کلروفیل و فعالیت فتوسنتزی است (Yousefi et al., 2025). تحت تنش شوری، کاهش کلروفیل ممکن است ناشی از مهار آنزیم‌های سازنده یا فعال‌شدن آنزیم‌های تجزیه ‌کننده آن باشد. همچنین، تخریب کلروفیل در این شرایط می‌تواند به علّت فعالیت آنزیم‌هایی مانند کلروفیلاز، تغییر در ساختار غشاء سلولی و افزایش نشت یون‌ها باشد که پایداری این رنگیزه را تحت تأثیر قرار می‌دهد (Santos, 2004). علاوه بر این، تنش شوری با ایجاد پراکسیداسیون کلروفیل، تخریب کمپلکس‌های پروتئین- رنگیزه و آسیب به آنزیم‌های فتوسنتزی، سبب کاهش تولید زیست‌توده و عملکرد گیاه می‌شود (Hassani et al., 2019). پژوهش‌های مختلف از جمله پژوهش‌های انجام ‌شده در مورد برنج (Gao et al., 2022) و گندم (Velicevici et al., 2023) نیز کاهش کلروفیل تحت تنش شوری را تأئید کرده‌اند. با وجود این، در پژوهش حاضر مشاهده شد استفاده از قارچ همزیستP. indica  از کاهش رنگیزه­های فتوسنتزی در شرایط شوری جلوگیری نمود. بنابراین افزایش کلروفیل ممکن است ناشی از کاهش تجزیه یا تحریک سنتز آن باشد. قارچ‌های همزیست با تقویت سیستم آنتی‌اکسیدانی (آنزیمی و غیرآنزیمی)، تنش اکسیداتیو را کاهش داده و اثرات منفی شوری بر کلروفیل را تعدیل می‌کنند. تقویت رنگیزه­های فتوسنتزی در گیاه کینوا با حضورP. indica  نشان‌­دهنده افزایش احتمالی فتوسنتز و در نتیجه رشد بهتر گیاه است. یافته‌های مشابهی نیز در پژوهش Khalvandi et al. (2021) گزارش شده­است که نشان می‌دهد این قارچ توانسته در شرایط تنش شوری، محتوای رنگیزه­های فتوسنتزی در نعناع فلفلی را افزایش دهد.

مالون‌دی‌آلدئید یکی از فرآورده‌های نهایی اکسیداسیون اسیدهای چرب غیراشباع در ساختار فسفولیپیدهای غشای سلولی است و شاخصی کلیدی برای ارزیابی میزان آسیب اکسیداتیو به غشاهای زیستی تحت شرایط تنش محسوب می‌شود. پژوهش‌ها نشان دادند با تداوم تنش شوری، تجمع این ترکیب در بافت‌های برگ و ریشه به طور قابل­توجهی افزایش می‌یابد. افزایش غلظت مالون‌دی‌آلدئید در پاسخ به تنش شوری، بیانگر وقوع فرآیند پراکسیداسیون لیپیدها در غشای سلولی است که عمدتاً ناشی از افزایش تولید گونه‌های واکنش‎گر اکسیژن در این شرایط است. این واکنش‌های اکسیداتیو منجر به اختلال در یکپارچگی و عملکرد غشاهای سلولی می‌شود (deAzevedo Neto et al., 2006). افزایش میزان مالون‌دی‌آلدئید در گیاه کینوا تحت تنش شوری در پژوهش‌های دیگری نیز گزارش شده­است (Derbali et al., 2023; Jahantighi et al., 2023). بر اساس یافته‎های پژوهش حاضر، استفاده از قارچ همزیست سبب کاهش سطح مالون‌دی‌آلدئید در تنش شوری شد که با نتایج پژوهش Aslani et al. (2024) بر روی علف شور مطابقت دارد. افزون بر بهبود جذب آب و مواد معدنی، قارچ P. indica واکنش‌های دفاعی سلولی را بهبود می‌بخشد. کاهش میزان مالون‌دی‌آلدئید در گیاه کینوا تحت تنش شوری، احتمالاً به علّت افزایش فعالیت آنتی اکسیدان‌های آنزیمی و غیر آنزیمی بویژه ترکیبات فنلی است. شوری می‌تواند منجر به افزایش تولید گونه‌های واکنش‌گر اکسیژن شود و در نتیجه سلول‌های گیاهی را تحت تنش اکسیداتیو قرار دهد. زمانی که میزان این گونه‌های واکنش‌گر از ظرفیت سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی گیاه فراتر رود، در سلول تجمع یافته و سبب بروز آسیب‌های اکسیداتیو می‌شود. این رادیکال‌های آزاد می‌توانند پیامدهای مخربی مانند پراکسیداسیون لیپیدهای غشائی، تغییر ساختار و تخریب پروتئین‌ها، آسیب به DNA و اختلال در فرآیند فتوسنتز را به دنبال داشته باشند. در شرایط طبیعی، گیاهان قادر به حفظ تعادل میان تولید و حذف گونه‌های واکنش‌گر اکسیژن هستند، امّا تحت شرایط تنش شوری، این تعادل به هم خورده و منجر به افزایش سطح گونه‌های واکنش‌گر اکسیژن می‌شود (Gill & Tuteja, 2010; Khandani et al., 2024b). در پژوهش حاضر، نیز محتوای پراکسید هیدروژن گیاه کینوا در سطوح 200 و 400 میلی‌مولار تنش شوری با افزایش قابل­توجه مواجه شد و با یافته‌های پژوهش‌های قبلی در افزایش محتوای پراکسید هیدروژن در جو (Ellouzi et al., 2023) و گیاه آب‌چکان (Oenanthe javanica) (Kumar et al., 2021) تحت تنش شوری مطابقت دارد. همچنین نتایج پژوهش نشان داد که محتوای پراکسید هیدروژن گیاه کینوا با تلقیح قارچ همزیست P. indica کاهش یافت و به تحمل بیش‌تر گیاه به تنش وارده کمک کرد. پژوهش‌ها نشان داده‌اند همزیستی با قارچ P. indica می‌تواند به‌ طور مؤثری تجمع پراکسید هیدروژن در گیاه کینوا را تحت شرایط تنش شوری کاهش دهد. این قارچ با القاء سازوکار‌های دفاعی مختلف به گیاه کمک می‌کند تا بهتر با تنش اکسیداتیو ناشی از شوری مقابله کند. یکی از مهم‌ترین راهکارهای P. indica، افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی مانند سوپراکسید دیسموتاز، کاتالاز و پراکسیداز است که نقش کلیدی در تجزیه گونه‌های فعال اکسیژن از جمله پراکسید هیدروژن دارند (Ghorbani et al., 2018; Boorboori et al., 2022). علاوه بر این، این قارچ با تحریک تولید ترکیبات آنتی‌اکسیدانی غیرآنزیمی مانند گلوتاتیون و فلاونوئیدها، سیستم دفاعی گیاه را تقویت می‌کند. یافته‌های پژوهش Zhang et al. (2022) در گیاه سویا نشان داد تلقیح قارچ P. indica سبب کاهش معنی‌دار محتوای پراکسید هیدروژن تحت تنش شوری شد که نتایج پژوهش حاضر را تأئید می‌کند. در صورت عدم وجود سیستم‌های آنتی‌اکسیدانی (چه آنزیمی و چه غیرآنزیمی)، گیاهان در شرایط تنش اکسیداتیو آسیب‌پذیری بیشتری نشان می‌دهند. ترکیبات فنلی به عنوان گروهی از متابولیت‌های ثانویه، نقش مهمی در مقابله با تنش‌های غیرزیستی ایفا می‌کنند و به عنوان آنتی‌اکسیدان‌های غیرآنزیمی عمل می‌کنند. این ترکیبات با حفظ تعادل اسمزی درون سلولی، استحکام غشاهای سلولی را افزایش داده و همچنین به عنوان عوامل خنثی‌کننده رادیکال‌های آزاد فعالیت می‌کنند. سازوکار‌های تأثیرگذاری آن‌ها شامل جذب رادیکال‌های آزاد، خنثی‌سازی گونه‌های فعال اکسیژن، کلات کردن فلزات و ایجاد شرایط مطلوب برای عملکرد آنزیم‌هایی مانند پراکسیداز است. افزایش سطح این ترکیبات می‌تواند به کاهش تنش اکسیداتیو و پیامدهای مضر آن در سلول‌های گیاهی کمک کند (Naikoo et al., 2019). بر اساس نتایج‌ پژوهش حاضر، محتوای ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی گیاه کینوا تحت تنش شوری افزایش یافت که با تلقیح قارچ همزیست نیز بیشتر شد. مطابق با نتایج پژوهش حاضر، افزایش محتوای فنل و فلاونوئید کل در تنش شوری در گیاه نعناع (Hosseini et al., 2021) نیزگزارش شده­است. افزایش محتوای ترکیبات فنلی و فلاونوئید در گیاهان با تلقی قارچ P. indica محدود به این پژوهش نیست و در پژوهش‌های دیگر نیز گزارش شده­است (Reshna et al., 2022; Dargiri et al., 2025). نتایج پژوهش Khalid et al. (2017) نشان داد قارچ P. indica توسط تقویت سنتز آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی گیاهی و افزایش میزان فلاونوئیدها به بهبود مقاومت گیاه در برابر تنش‌های محیطی کمک می‌کند. این قارچ با فعال کردن ژن‌های پاسخ­ ‌دهنده به تنش در گیاهان میزبان، از جمله ژن‌های پاسخ­دهنده به کم‌آبی (DREB2A)، پاتوژنز (PR) و دمای پائین (RD29A) چنین نقش‌هایی را ایفا می‌کند (Aslam et al., 2019). نتایج این پژوهش نشان داد که گیاه کینوا در پاسخ به تنش شوری، محتوای آنتوسیانین خود را به ‌صورت معنی‌داری افزایش می‌دهد. این افزایش بیان‌گر فعال‌سازی سازوکار‌های دفاعی گیاه برای مقابله با تنش‌های اکسیداتیو ناشی از شرایط تنش­بار است. آنتوسیانین‌ها به ‌عنوان ترکیبات مهم در متابولیسم ثانویه گیاهان، نقش کلیدی در خنثی‌سازی رادیکال‌های آزاد و کاهش آسیب‌های اکسایشی ایفا می‌کنند (Naing et al., 2021). در این پژوهش سطوح مختلف نمک تأثیر متفاوتی بر تجمع آنتوسیانین در برگ‌های کینوا داشتند. به‌طور خاص، غلظت 200 میلی‌مولار نمک موجب افزایش 9 درصدی و غلظت 400 میلی‌مولار آن سبب افزایش 52 درصدی آنتوسیانین نسبت به گروه شاهد شد. این نتایج حاکی از آن است که با تشدید تنش شوری، گیاه پاسخ دفاعی قوی‌تری از خود نشان می‌دهد. افزایش آنتوسیانین در سطوح بالاتر شوری احتمالاً به علّت نیاز بیش‌تر گیاه به خنثی‌سازی گونه‌های واکنش‎گر اکسیژن و حفظ پایداری غشاءهای سلولی است. علاوه بر این، کاربرد قارچ همزیست موجب تقویت بیش‌تر تجمع آنتوسیانین در تمام سطوح شوری شد. این یافته‌ها نشان می‌دهد که همزیستی قارچی نه ‌تنها در جذب بهتر مواد مغذی و آب به گیاه کمک می‌کند، بلکه توسط تحریک سیستم‌های دفاعی آنتی‌اکسیدانی، مقاومت گیاه در برابر تنش‌های غیرزیستی را بهبود می‌بخشد. مطابق با نتایج پژوهش حاضر، Khalvandi et al. (2019) نیز افزایش محتوای آنتوسیانین کل در گیاه نعناع فلفلی را گزارش کردند.

 

 

 

 

نتیجه‌گیری

نتایج این پژوهش به‌وضوح نشان داد که تنش شوری تاثیر منفی قابل­‌توجهی بر رشد و شاخص­های بیوشیمیایی گیاه کینوا دارد، به‌ طوری که با افزایش سطح شوری، شاخص‌های رشدی مانند ارتفاع و وزن بوته و خوشه و همچنین طول و وزن تر ریشه کاهش یافت. همچنین، شوری سبب کاهش محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی و افزایش شاخص‌های تنش اکسیداتیو مانند پراکسید هیدروژن و مالون‌دی‌آلدئید شد. با وجود این، تلقیح قارچ Piriformospora indica به ‌طور معنی‌داری این اثر منفی را تعدیل کرد و توسط بهبود جذب مواد مغذی، افزایش محتوای کلروفیل و کاروتنوئیدها و کاهش آسیب‌های اکسیداتیو، تحمل گیاه را در برابر تنش شوری افزایش داد. افزون بر این، این قارچ با تقویت سیستم آنتی‌اکسیدانی گیاه (افزایش میزان فنل، فلاونوئیدها و آنتوسیانین) نقش محافظتی موثری در شرایط تنش شوری ایفا کرد. یافته‌های این پژوهش نشان دهنده پتانسیل بالای P. indica به ‌عنوان یک عامل زیستی در بهبود تحمل شوری و افزایش عملکرد کینوا در شرایط نامساعد محیطی است. بنابراین، استفاده از این قارچ می‌تواند به‌ عنوان یک راهکار پایدار و سازگار با محیط ‌زیست در کشاورزی مناطق خشک و نیمه‌خشک مورد توجه قرار گیرد. پژوهش‌های آینده می‌توانند بر سازوکارهای مولکولی همزیستی این قارچ با کینوا و تأثیر آن بر بیان ژن‌های مرتبط با تحمل شوری متمرکز شوند.

References

Adolf, V. I., Shabala, S., Andersen, M. N., Razzaghi, F., & Jacobsen, S. E. (2012). Varietal differences of quinoa’s tolerance to saline conditions. Plant and Soil, 357(1), 117-129.
https://doi.org/10.1007/s11104-012-1133-7
Ali, M., Kamran, M., Abbasi, G. H., Saleem, M. H., Ahmad, S., Parveen, A., & Fahad, S. (2021). Melatonin-induced salinity


tolerance by ameliorating osmotic and oxidative stress in the seedlings of two tomato (Solanum lycopersicum L.) cultivars. Journal of Plant Growth Regulation, 40(5), 2236-2248.  https://doi.org/10.1007/s00344-020-10273-3
Aslam, M. M., Karanja, J., & Bello, S. K. (2019). Piriformospora indica colonization reprograms plants to improved P-uptake, enhanced crop performance, and biotic/abiotic stress tolerance. Physiological and Molecular Plant Pathology, 106, 232-
237. https://doi.org/10.1016/j.pmpp.2019.02.010
Aslani, Z., Hassani, A., Mandoulakani, B. A., Barin, M., & Maleki, R. (2024). The symbiotic association with Piriformospora indica and Pseudomonas fluorescens improves salt tolerance in sage (Salvia officinalis) plants. Plant and Soil, 495(1), 391-410.
https://doi.org/10.1007/s11104-023-06334-7
Balasubramaniam, T., Shen, G., Esmaeili, N., & Zhang, H. (2023). Plants’ response mechanisms to salinity stress. Plants, 12(12), 2253.      https://doi.org/10.3390/plants12122253
Bazile, D., Jacobsen, S. E., & Verniau, A. (2016). The global expansion of quinoa: trends and limits. Frontiers in Plant Science, 7, 622. https://doi.org/10.3389/fpls.2016.00622  
Boorboori, M. R., & Zhang, H. Y. (2022). The role of Serendipita indica (Piriformospora indica) in improving plant resistance to drought and salinity stresses. Biology, 11(7), 952.      https://doi.org/10.3390/biology11070952
Bouras, H., Choukr-Allah, R., Amouaouch, Y., Bouaziz, A., Devkota, K. P., El Mouttaqi, A., & Hirich, A. (2022). How does quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) respond to phosphorus fertilization and irrigation water salinity?. Plants, 11(2), 216.          https://doi.org/10.3390/plants11020216
Buege, J. A., & Aust, S. D. (1978). Microsomal lipid peroxidation. Methods in Enzymology, 52, 302-310.
https://doi.org/10.1016/S0076-6879(78)52032-6
Comparini, D., Mozzo, G., Thiers, L., Vanderborght, J., De Swaef, T., Mancuso, S., & Atzori, G. (2024). Exploring tolerance mechanisms and root morphological development of New Zealand spinach and quinoa across salinity levels. South African Journal of Botany, 171, 10-20.         https://doi.org/10.1016/j.sajb.2024.05.050
Dargiri, S. A., Naeimi, S., & Nekouei, M. K. (2025). Enhancing wheat resilience to salinity: the role of endophytic Penicillium chrysogenum as a biological agent for improved crop performance. BMC Plant Biology, 25(1), 354.   https://doi.org/10.1186/s12870-025-06388-y
de Azevedo Neto, A. D., Prisco, J. T., Enéas-Filho, J., de Abreu, C. E. B., & Gomes-Filho, E. (2006). Effect of salt stress on antioxidative enzymes and lipid peroxidation in leaves and roots of salt-tolerant and salt-sensitive maize genotypes. Environmental and Experimental Botany, 56(1), 87-94. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2005.01.008
Derbali, I., Derbali, W., Gharred, J., Manaa, A., Slama, I., & Koyro, H. W. (2023). Mitigating salinity stress in quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) with biochar and superabsorber polymer amendments. Plants, 13(1), 92.       https://doi.org/10.3390/plants13010092
Ellouzi, H., Zorrig, W., Amraoui, S., Oueslati, S., Abdelly, C., Rabhi, M., & Hessini, K. (2023). Seed priming with salicylic acid alleviates salt stress toxicity in barley by suppressing ROS accumulation and improving antioxidant defense systems, compared to halo-and gibberellin priming. Antioxidants, 12(9), 1779.       https://doi.org/10.3390/antiox12091779
Gao, D., Ran, C., Zhang, Y., Wang, X., Lu, S., Geng, Y., & Shao, X. (2022). Effect of different concentrations of foliar iron fertilizer on chlorophyll fluorescence characteristics of iron-deficient rice seedlings under saline sodic conditions. Plant Physiology and Biochemistry, 185, 112-122. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2022.05.021
Ghabooli, M., & Hosseini, A. (2021). Piriformospora indica promotes some morphophysiological traits, yield and ion homeostasis of barley (Hordeum vulgare L.) under drought stress. Iranian Journal of Plant Biology, 13(5), 1-18.   https://doi.org/10.22108/ijpb.2021.123339.1219 [In Persian]
Ghorbani, A., Razavi, S. M., Ghasemi Omran, V. O., & Pirdashti, H. (2018). Piriformospora indica inoculation alleviates the adverse effect of NaCl stress on growth, gas exchange and chlorophyll fluorescence in tomato (Solanum lycopersicum L.). Plant Biology, 20(4), 729-736.  https://doi.org/10.1111/plb.12717
Gill, S. S., & Tuteja, N. (2010). Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry, 48(12), 909-930. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2010.08.016
González, J. A., Hinojosa, L., Mercado, M. I., Fernández-Turiel, J. L., Bazile, D., Ponessa, G. I., & Ebrahim, M. E. (2021). A long journey of CICA-17 quinoa variety to salinity conditions in Egypt: mineral concentration in the seeds. Plants, 10(2), 407. https://doi.org/10.3390/plants10020407
Hajiboland, R. (2013). Role of arbuscular mycorrhiza in amelioration of salinity. In Salt Stress in Plants: Signalling, Omics and Adaptations (pp. 301-354). Springer New York.          
https://doi.org/10.1007/978-1-4614-6108-1_13
Hassani, D., Khalid, M., Huang, D., & Zhang, Y. D. (2019). Morphophysiological and molecular evidence supporting the augmentative role of Piriformospora indica in mitigation of salinity in Cucumis melo L. Acta Biochimica et Biophysica Sinica, 51(3), 301-312.           https://doi.org/10.1093/abbs/gmz007
Hosseini, S. J., Tahmasebi‐Sarvestani, Z., Pirdashti, H., Modarres‐Sanavy, S. A. M., Mokhtassi‐Bidgoli, A., Hazrati, S., & Nicola, S. (2021). Investigation of yield, phytochemical composition, and photosynthetic pigments in different mint ecotypes under salinity stress. Food Science and Nutrition, 9(5), 2620-2643.  https://doi.org/10.1002/fsn3.2219
Hussin, S. A., Ali, S. H., Lotfy, M. E., El-Samad, E. H. A., Eid, M. A., Abd-Elkader, A. M., & Eisa, S. S. (2023). Morpho-physiological mechanisms of two different quinoa ecotypes to resist salt stress. BMC Plant Biology, 23(1), 374.   https://doi.org/10.1186/s12870-023-04342-4
Jahantighi, M., Roshandel, P., & Danesh Shahraki, A. (2023). Enhancement of salt tolerance in quinoa (Chenopodium quinoa var. titicaca) by seed priming with melatonin. Journal of Plant Physiology and Breeding, 13(2), 181-195. https://doi.org/10.22034/jppb.2023.54908.1293
Julkowska, M. M., & Testerink, C. (2015). Tuning plant signaling and growth to survive salt. Trends in Plant Science, 20(9), 586-594. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2015.06.008
Kahlaoui, B., Hachicha, M., Misle, E., Fidalgo, F., & Teixeira, J. (2018). Physiological and biochemical responses to the exogenous application of proline of tomato plants irrigated with saline water. Journal of the Saudi Society of Agricultural Sciences, 17(1), 17-23.         https://doi.org/10.1016/j.jssas.2015.12.002
Khalid, M., Hassani, D., Bilal, M., Liao, J., & Huang, D. (2017).  Elevation of secondary metabolites synthesis in Brassica campestris ssp. chinensis L. via exogenous inoculation of Piriformospora indica with appropriate fertilizer. Plos One, 12(5), e0177185. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0177185
Khalvandi, M., Amerian, M., Pirdashti, H., & Keramati, S. (2021). Does co‑inoculation of mycorrhiza and Piriformospora indica fungi enhance the efficiency of chlorophyll fluorescence and essential oil composition in peppermint under irrigation with saline water from the Caspian Sea? Plos One, 16(7), e0254076.       https://doi.org/10.1371/journal.pone.0254076
Khalvandi, M., Amerian, M., Pirdashti, H., Keramati, S., & Hosseini, J. (2019). Essential oil of peppermint in symbiotic relationship with Piriformospora indica and methyl jasmonate application under saline condition. Industrial Crops and Products, 127, 195-202.        https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2018.10.072
Khandani, Y., Sarikhani, H., Gholami, M., Rad, A. C., & Bidabadi, S. S. (2024a). Alteration in certain growth, biochemical, and anatomical indices of grapevine (Vitis vinifera) in response to the foliar application of auxin under water deficit. Functional Plant Biology, 51(10), FP24059. https://doi.org/10.1071/FP24059
Khandani, Y., Gholami, M., Sarikhani, H., & Chehregani Rad, A. (2022). Response of some vegetative and physiological traits of Iranian and foreign grape cultivars to drought stress. Journal of Plant Process and Function, 11(51), 153-174.        http://jispp.iut.ac.ir/article-1-1661-en.html [In Persian]
Khandani, Y., Sarikhani, H., Gholami, M., Ramandi, H. D., & Rad, A. C. (2024b). Screening of drought‑tolerant grape cultivars using multivariate discrimination based on physiological, biochemical, and anatomical traits. Applied Fruit Science, 66(3), 1037-1051.  https://doi.org/10.1007/s10341-024-01093-w
Kostopoulou, Z., Therios, I., Roumeliotis, E., Kanellis, A. K., & Molassiotis, A. (2015). Melatonin combined with ascorbic acid provides salt adaptation in Citrus aurantium L. seedlings. Plant Physiology and Biochemistry, 86, 155-165.   https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2014.11.021
Krizek, D. T., Britz, S. J., & Mirecki, R. M. (1998). Inhibitory effects of ambient levels of solar UVA and UV‑B radiation on growth of cv. New Red Fire lettuce. Physiologia Plantarum, 103(1), 1-7. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.1998.1030101.x
Kumar, S., Li, G., Yang, J., Huang, X., Ji, Q., Liu, Z., & Hou, H. (2021). Effect of salt stress on growth, physiological parameters, and ionic concentration of water dropwort (Oenanthe javanica) cultivars. Frontiers in Plant Science, 12, 660409.        https://doi.org/10.3389/fpls.2021.660409
Li, C., Wang, P., Wei, Z., Liang, D., Liu, C., Yin, L., & Ma, F. (2012). The mitigation effects of exogenous melatonin on salinity‐induced stress in Malus hupehensis. Journal of Pineal Research, 53(3), 298-306.   https://doi.org/10.1111/j.1600-079X.2012.00999.x
Li, L., Feng, Y., Qi, F., & Hao, R. (2023). Research progress of Piriformospora indica in improving plant growth and stress resistance to plant. Journal of Fungi, 9(10), 965. https://doi.org/10.3390/jof9100965
Lightenthaler, H. K. (1987). Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymology, 148, 350-382.         
 https://doi.org/10.1016/0076-6879(87)48036-1
Machado, R. M. A., & Serralheiro, R. P. (2017). Soil salinity: effect on vegetable crop growth. Management practices to prevent and mitigate soil salinization. Horticulturae, 3(2), 30.       https://doi.org/10.3390/horticulturae3020030
Moghaddam, M. S. H., Safaie, N., Soltani, J., & Hagh-Doust, N. (2021). Desert-adapted fungal endophytes induce salinity and drought stress resistance in model crops. Plant Physiology and Biochemistry, 160, 225-238. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2021.01.022
Molina-Montenegro, M. A., Acuña-Rodríguez, I. S., Torres-Díaz, C., Gundel, P. E., & Dreyer, I. (2020). Antarctic root endophytes improve physiological performance and yield in crops under salt stress by enhanced energy production and Na+ sequestration. Scientific Reports, 10(1), 5819.      https://doi.org/10.1038/s41598-020-62544-4
Naikoo, M. I., Dar, M. I., Raghib, F., Jaleel, H., Ahmad, B., Raina, A., Khan, F. A., & Naushin, F. (2019). Role and regulation of plants phenolics in abiotic stress tolerance: An overview. In Plant Signaling Molecules: Role and Regulation under Stressful Environments (pp. 157-168). Elsevier. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-816451-8.00009-5
Naing, A. H., & Kim, C. K. (2021). Abiotic stress‑induced anthocyanins in plants: Their role in tolerance to abiotic stresses. Physiologia Plantarum, 172(3), 1711-1723. https://doi.org/10.1111/ppl.13373
Nareshkumar, A., Veeranagamallaiah, G., Pandurangaiah, M., Kiranmai, K., Amaranathareddy, V., Lokesh, U., & Sudhakar, C. (2015). Pb-stress induced oxidative stress caused alterations in antioxidant efficacy in two groundnut (Arachis hypogaea L.) cultivars. Agricultural Sciences, 6(10), 1283-1297. https://B2n.ir/um6012
Nivedita, Rawoof, A., Ramchiary, N., & Abdin, M. Z. (2021). A high throughput RNA‑Seq approach to elucidate the transcriptional response of Piriformospora indica to high salt stress. Scientific Reports, 11(1), 4129. https://doi.org/10.1038/s41598-021-82136-0
Plessi, M., Bertelli, D., & Albasini, A. (2007). Distribution of metals and phenolic compounds as a criterion to evaluate variety of berries and related jams. Food Chemistry, 100(1), 419-427.        https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2005.09.018
Raeisi Vanani, A., Sheikhi Shahrivar, F., Nouri, A., & Sepehri, M. (2024). Exploring rice tolerance to salinity and drought stresses through Piriformospora indica inoculation: understanding physiological and metabolic adaptations. Frontiers in Plant Science, 15, 1428631. https://doi.org/10.3389/fpls.2024.1428631
Qureshi, M. I., Abdin, M. Z., Ahmad, J., & Iqbal, M. (2013). Effect of long-term salinity on cellular antioxidants, compatible solute and fatty acid profile of Sweet Annie (Artemisia annua L.). Phytochemistry, 95, 215-223. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2013.06.026
Reshna, O. P., Beena, R., Joy, M., Viji, M. M., & Roy, S. (2022). Elucidating the effect of growth promoting endophytic fungus Piriformospora indica for seedling stage salinity tolerance in contrasting rice genotypes. Journal of Crop Science and Biotechnology, 25(5), 583-598.          https://doi.org/10.1007/s12892-022-00153-5
Rodríguez Coca, L. I., García González, M. T., Gil Unday, Z., Jiménez Hernández, J., Rodríguez Jáuregui, M. M., & Fernández Cancio, Y. (2023). Effects of sodium salinity on rice (Oryza sativa L.) cultivation: A review. Sustainability, 15(3), 1804. https://doi.org/10.3390/su15031804
Rozema, J., Muscolo, A., & Flowers, T. (2013). Sustainable cultivation and exploitation of halophyte crops in a salinising world. Environmental and Experimental Botany, 92, 1-3.   https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2013.02.001
Sabeem, M., Abdul Aziz, M., Mullath, S. K., Brini, F., Rouached, H., & Masmoudi, K. (2022). Enhancing growth and salinity stress tolerance of date palm using Piriformospora indica. Frontiers in Plant Science, 13, 1037273. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.1037273
Santos, C. V. (2004). Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Scientia Horticulturae, 103(1), 93-99.       https://doi.org/10.1016/j.scienta.2004.04.009
Seraj, F., Pirdashti, H., Yaghoubian, Y., & Ghasemi Omran, V. (2016). The effect of Piriformospora indica inoculation on salt and drought stress tolerance in Stevia rebaudiana under in vitro conditions. Iranian Journal of Plant Biology, 8(29), 1-20. https://doi.org/10.22108/ijpb.2016.21032 [In Persian]
Shuyskaya, E., Rakhmankulova, Z., Prokofieva, M., Kazantseva, V., & Lunkova, N. (2023). Impact of salinity, elevated temperature, and their interaction with the photosynthetic efficiency of halophyte crop Chenopodium quinoa Willd. Agriculture, 13(6), 1198. https://doi.org/10.3390/agriculture13061198
Singh, K. (2016). Microbial and enzyme activities of saline and sodic soils. Land Degradation and Development, 27(3), 706-718. https://doi.org/10.1002/ldr.2385
Small, E. (2013). Quinoa is the United Nations’ featured crop of 2013 bad for biodiversity? Biodiversity, 14(3), 169-179.   https://doi.org/10.1080/14888386.2013.835551
Velicevici, G., Madosa, E., Oproi, E., Iordanescu, O., & Dragomir, P. (2023). The effect of salinity on the chlorophyll content of wheat. Journal of Central European Green Innovation, 11(1), 15.          https://doi.org/10.33038/jcegi.4490
Wagner, G. J. (1979). Content and vacuole/ extravacuole distribution of neutral sugars, free amino acids, and anthocyanin in protoplasts. Plant Physiology, 64(1), 88-95. https://doi.org/10.1104/pp.64.1.88
Yousefi, S., Gholami, M., Khandani, Y., Martinelli, F., & Sarikhani, H. (2025). Improving cold stress tolerance of strawberry (Fragaria × ananassa cv. paros) by exogenous melatonin. Applied Fruit Science, 67(4), 234.    https://doi.org/10.1007/s10341-025-01485-6
Yousfi, S., Shahid, M., Thushar, S., Ferreira, J. P., Serret, M. D., & Araus, J. L. (2025). Effect of irrigation salinity on yield and quality of seeds in different quinoa genotypes. Agricultural Water Management, 312, 109413. https://doi.org/10.1016/j.agwat.2025.109413 c
Zhang, D., Wang, X., Zhang, Z., Li, C., Xing, Y., Luo, Y., Li, D., Ma, Z., & Cai, H. (2022). Symbiotic system establishment between Piriformospora indica and Glycine max and its effects on the antioxidant activity and ion transporter‑related gene expression in soybean under salt stress. International Journal of Molecular Sciences, 23(23), 14961. https://doi.org/10.3390/ijms232314961

Files

History

  • Receive Date: 13 August 2025
  • Revise Date: 01 September 2025
  • Accept Date: 17 September 2025

Share

How to cite

Statistics