The effect of priming on the antioxidant system and seed deterioration indices of triticale (X Triticosecale)

Document Type : Original Article

Authors

Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agricultural Science and Technology, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran

Abstract

To examine the effect of priming on germination indices and some biochemical traits of deteriorated triticale seeds, a factorial experiment was performed in a completely randomized design with three replications at the Laboratory of Seed Science and Technology, Faculty of Agriculture and Natural Resources, University of Mohaghegh Ardabili in 2023. Treatments included seed deterioration (5%, 15%, and 25%) and priming (no prime, distilled water, cytokinin, spermidine, salicylic acid, and auxin). The hormones used were prepared at a concentration of 1 mM based on preliminary test results. In the initial test, concentrations of 0.25, 0.5, 1, 1.5, and 2 mM of each hormone were tested, and the most suitable concentration was found to be 1 mM. The results showed that priming with auxin caused the most significant increase in the activities of catalase (40.39%), superoxide dismutase (46.7%), polyphenol oxidase (73.01%), and kayagol peroxidase (17.56%) compared to the control. Additionally, the levels of malondialdehyde (21.1 nmol/g fresh weight), hydrogen peroxide (103 nmol/g fresh weight), and superoxide (35 units) were the lowest in priming with auxin. The levels of Maillard and Amadori products increased due to exhaustion, but decreased by 0.63 and 0.017, respectively, in priming with auxin. In general, the results indicate that seed treatment with auxin can mitigate the detrimental effects of exhaustion on certain triticale seedling traits and enhance seedling growth by stimulating antioxidant enzymes and neutralizing free radicals.
 
 
Introduction
Triticale (× Triticosecale), a hybrid of wheat and rye, exhibits superior biomass production and adaptability. However, its seed viability can significantly decline due to deterioration during storage. Seed aging is associated with oxidative stress, membrane degradation, and biochemical changes, including the accumulation of Maillard and Amadori products. These changes impair seedling establishment and vigor. Reactive oxygen species (ROS), including hydrogen peroxide (H₂O₂) and superoxide radicals (O₂⁻), play a crucial role in cellular damage. The antioxidant defense system, particularly enzymes like catalase (CAT), superoxide dismutase (SOD), guaiacol peroxidase (POD), and polyphenol oxidase (PPO), counteract ROS toxicity. Seed priming, particularly with plant growth regulators, has been recognized as a practical approach to mitigate the effects of seed aging by enhancing antioxidant defenses and repairing cellular structures. In this study, we investigated the effects of different priming treatments, including hydropriming, cytokinin, spermidine, salicylic acid, and auxin, on seedling antioxidant activity and deterioration indices under accelerated aging conditions.
 
Materials and Methods
A factorial experiment based on a completely randomized design with three replications was conducted at the Seed Science and Technology Laboratory, University of Mohaghegh Ardabili, in 2023. The experiment included three levels of seed deterioration (95%, 85%, and 75% viability) induced through accelerated aging (40 °C and 100% RH), and six priming treatments: control (unprimed), hydropriming, cytokinin, spermidine, salicylic acid, and auxin, all applied at 1 mM concentration based on preliminary trials. Priming was carried out by soaking seeds for 24 hours at 25 °C, followed by drying to their initial moisture content. Antioxidant enzyme activities (CAT, SOD, POD, PPO, and APX), ROS levels (H₂O₂ and O2-), and seed deterioration indicators (Malondialdehyde – MDA, Maillard, and Amadori products) were evaluated using spectrophotometric methods. Antioxidant capacity was also assessed via the DPPH radical scavenging assay.
 
Results and Discussion
Priming with auxin significantly enhanced the activity of CAT, SOD, POD, and PPO, especially under high deterioration (75% viability). CAT activity increased by 40.39%, SOD by 46.7%, PPO by 73.01%, and POD by 17.56% compared to unprimed controls. These enhancements imply a stronger enzymatic detoxification of ROS, improving the seedling's resilience under oxidative stress. Ascorbate peroxidase (APX) activity was also highest in auxin-primed seeds under severe aging.
Auxin-primed seeds exhibited the lowest levels of H₂O₂ (103 nmol/g FW) and superoxide (35 U/1000), indicating efficient ROS neutralization. Conversely, unprimed seeds with viability below 75% showed the highest ROS accumulation. DPPH radical scavenging activity was also significantly higher in auxin-primed seeds, confirming improved antioxidant potential.
Malondialdehyde (MDA), a key marker of membrane lipid peroxidation, was lowest in auxin-primed seeds (21.1 nmol/g FW) and highest in cytokinin-primed seeds under severe aging (60.2 nmol/g FW). This reduction in MDA highlights the protective role of auxin against membrane degradation.
Both Amadori and Maillard product levels were elevated under seed aging, but auxin priming substantially reduced their accumulation. Amadori content dropped to 0.017 (A550), and Maillard product index declined to 0.63%, indicating reduced non-enzymatic glycation and oxidative damage to proteins.
Auxin may activate transcription factors and gene networks associated with antioxidant enzymes, enhancing their expression during germination. Similar observations were reported in rice and soybean, where auxin priming improved photosynthesis, chlorophyll content, and stress tolerance by modulating ROS signaling. Polyamines, such as spermidine, also showed beneficial effects by stabilizing membranes and scavenging ROS, although to a lesser extent than auxin.
 
Conclusion
Priming triticale seeds with auxin significantly enhances antioxidant enzyme activities, mitigates oxidative damage, and reduces biochemical markers of seed deterioration. This leads to improved seedling vigor even under severe aging stress. Among the treatments studied, auxin was the most effective in restoring physiological and biochemical seed quality, followed by salicylic acid and spermidine. Seed priming, therefore, represents a promising pre-sowing strategy to extend seed longevity and enhance field emergence under stress conditions.

Keywords

Main Subjects

Full Text

مقدمه

تریتیکاله با نام علمی (×Triticosecale) از تیره غلات، از تلاقی گندم نان و چاودار به­وجود آمده است. تریتیکاله از نظر ریخت‌شناسی بسیار مشابه والدش گندم است، اما از بنیه رشد بیش­تری برخوردار است. گل­آذین تریتیکاله سنبله­ای است و اغلب به­طور قابل ملاحظه­ای بزرگتر از سنبله­های گندم و چاودار است (Fallahi et al., 2019). جوانه­زنی یکی از حساس­ترین و اصلی­ترین مراحل فنولوژیکی در چرخه زندگی گیاه و یک فرایند کلیدی در سبز شدن گیاهچه است ((Chaichi et al., 2022. جوانه­زنی بذر، مرحله پیچیده و پویایی از رشد گیاه است و به روش آثاری که بر روی استقرار گیاهچه دارد می­تواند عملکرد را بهبود بخشد (Ma et al., 2018). از سوی دیگر، از عوامل محدود کننده این مرحله می­توان به عوامل درونی بذر و عوامل محیطی اشاره کرد. فرسودگی یکی از عوامل درونی است که تحت تأثیر عوامل محیطی تسریع می­شود. فرسودگی فرآیندی غیرقابل برگشت و متفاوت در بین توده­های بذری است (Coolbear, 2020). یکی از مهم­ترین آثار فرسودگی، آسیب به ساختار اسیدهای نوکلئیک و کاهش فعالیت آنزیم­ها است که آثار بالینی آن با کاهش درصد، سرعت جوانه­زنی و استقرار ضعیف گیاهان زراعی آشکار می­شود (Coolbear, 2020). همچنین با افزایش میزان شدت فرسودگی بذور، فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان بذر کاهش نشان دادند (Hajiabbasi et al., 2021; Darabi et al., 2017). بنابراین راهکارهایی که سرعت فرسودگی را کاهش می­دهند و یا کارایی بذور فرسوده را هنگام استقرار بهبود می­بخشند، مورد استقبال مصرف­کنندگان بذر است. به­همین منظور تیمارهای بذری و روش­های بهینه­سازی آن­ها در جهت بهره­برداری هر چه بهتر از توانایی­های بذر در حال توسعه هستند. علّت اصلی فرسودگی بذر، تجمع قندهای احیایی و وقوع واکنش­های مایلارد و آمادوری است ( Shaaban et al., 2017). در واکنش­های آمادوری و مایلارد، ابتدا گلوگز فعال (به شکل خطی) به گروه آمین پروتئین­ها و اسیدهای آمینه حمله می­کند و موجب تولید محصولات آمادوری می­شود. سپس، این محصولات تغییر وضعیت می­دهند و محصولات نهایی گلیکوزیله را تولید می­کنند (محصولات مایلارد یا محصولات قهوه­ای) (Veselovsky & Veselova, 2012). بررسی­ها نشان داده­اند که فرسودگی تسریع­شده، منجر به کاهش قابلیت حیات بذرهای گندم شده که همگام با تجمع تولیدهای میلارد بوده است (Shaaban et al., 2017). وقوع واکنش مایلارد منجر به ایجاد خسارت آنزیم­ها و کاهش فعالیت آنزیمی می­شود. نتایج پژوهش‌های Strelec et al. (2008) نشان داد در مدت فرسودگی، گلیکوزیلاسیون غیر­آنزیمی پروتئین­های بذر گندم، به شکل­گیری گلیکوزیل­آمین در واکنش آمادوری منجر می­شود. آن­ها بیان کردند که شکل­گیری تولیدات آمادوری به شرایط نگه­داری بذر بستگی دارد. نتایج حاصل از بررسی پژوهشگران بر محصولاتی از جمله گندم، ماش، نخود، عدس و لوبیا بیانگر این است که محصولات حاصل از واکنش­های آمادوری در طی انبارداری بذر افزایش می­یابد، به­طوری که میزان این واکنش­ها در بذر به رطوبت و دما بستگی داشته و در نهایت موجب کاهش در بنیه بذر می­شوند ( Lehner et al., 2008; Moussou et al., 2017).

پرایمینگ بذر روشی مقرون به­صرفه و کم خطر جهت بهبود شاخص­های جوانه­زنی و ظهور گیاهچه توسط القاء فعالیت متابولیک پیش از جوانه­زنی بوده که می­توان در کاهش آثار منفی فرسودگی بذور، مفید باشد ( Subramanyam et al., 2019; Migahid et al., 2019). پرایمینگ به­عنوان یک تکنیک، برای بهبود تحمل تنش غیر زیستی در گیاهان در نظر گرفته می­شود (Anwar et al., 2021) و به­عنوان تیمار بذر قبل از کاشت تعریف می­شود که در آن بذرها به­طور کامل در آب یا محلول شیمیایی غوطه­ور شده و تا زمان استفاده بعدی خشک می­شوند (Iqbal et al., 2020). پرایمینگ بذرها تنش متوسطی را روی بذرها ایجاد می­کند که سبب ایجاد یک واکنش تنش­زا در بذرها شده و به تحمل تنش آینده کمک می­کند (Ding et al., 2019). پرایمینگ قبل از جوانه­زنی، متابولیسم بذر، تولید RNA، آنتی­اکسیدانت­ها و سنتز پروتئین را فعال می­کند که در­نتیجه جوانه­زنی و نمو مناسب بذر را تضمین می­کند (Feghhenabi et al., 2020). تیمارهای پرایمینگ از ظهور رادیکال جلوگیری می­کنند، اما جوانه­زنی را افزایش می­دهند و فرآیندهای مرتبط با جوانه­زنی را آغاز می­کنند (Saddiq et al., 2019). پژوهش‌های متعددی پرایمینگ بذر را به­عنوان یک تکنیک رایج جوانه­زنی، بهبود ویژگی‌های ریخت‌شناسی و افزایش رشد گیاه در شرایط بدون تنش و تنش توصیف کردند (Rhaman et al., 2021 ) . پیش تیمار بذر با هورمون­های رشد توسط افزایش سرعت جوانه­زنی و سبز شدن سبب تثبیت تراکم و افزایش عملکرد گیاهان زراعی در شرایط مختلف می­شود ( Kaya et al., 2020). کنترل گونه­های فعال اکسیژن (Reactive Oxygen Species) به اختصار ROS، یکی از دلایل اصلی بهبود صفات ذکر شده است. گونه­های فعال اکسیژن شامل رادیکال­های آزاد اکسیژن سوپراکسید (O2-) و هیدروکسیل (OH-) و همچنین غیر­رادیکال­ها پراکسید هیدروژن (H2O2) و اکسیژن منفرد (O2) هستند که در اثر فرسودگی بذر تولید می­شوند و طیف وسیعی از آسیب­ها را به مولکول­های حیاتی وارد می­کنند (Jeevan Kumar et al., 2015). این مولکول­ها دارای عملکرد دوگانه­ای در بذور هستند. در غلظت­های بالا، منجر به آسیب ساختار و عملکرد سلول­ها و در غلظت­های پائین به­عنوان پیام رسان ثانویه در واکنش به جوانه­زنی و پاسخ به محیط عمل می­کنند ( Sachdev et al., 2021). عموما احیا O2- در حضور آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (SOD) سبب تولید یک مولکول اکسیژن و پراکسید هیدروژن می­شود. پراکسید هیدروژن به علّت پایداری بالا دارای فراوانی بیش­تری نسبت به سایر ROSها است که در حضور Fe2+ منجر به تولید رادیکال هیدروکسیل می­شود. پراکسید هیدروژن اکثر آنزیم­ها را با اکسید کردن گروه تیولی آن­ها غیر فعال می­کند. از سوی دیگر رادیکال هیدروکسیل توانایی بر همکنش با تمامی ماکرومولکول­های زیستی را طی فرآیندهای انبارداری و جوانه­زنی دارد (Rane et al., 2021). بنابراین در صورت افزایش و تجمع، کاهش قوه­نامیه و قدرت نامیه بذر و در نهایت مرگ سلول را منجر خواهند شد ( Petla et al., 2016). پیش تیمار اسید سالیسیلیک روی بذر نخود (Cicer arietinum L.) (Kaur et al., 2022) و گندم (Triticum aestivum L.) (Azmat et al., 2020) سبب افزایش فعالیت آنزیم­های APX، SOD، POD و CAT شده است. پیش تیمار سالیسیلیک اسید بر روی برنج فعالیت کاتالاز، اسکوربات پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز را به بیش از دو برابر افزایش داد (Ali et al., 2021). Varier et al. (2010) گزارش کردند تیمارهای پرایمینگ سبب افزایش فعالیت آنزیم­های کاتالاز و پراکسیداز در پنبه شده است. گزارش­های مختلفی حاکی از آن است که استفاده از تیمارهای مختلف بذر، سبب افزایش در شاخص­های جوانه­زنی بذرهای فرسوده می‌شود (Alivand, 2012). پرایمینگ سبب کاهش فرسودگی و بهبود درصد و سرعت جوانه­زنی می­شود. هدف از این پژوهش، بررسی فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت گیاهچه تریتیکاله در واکنش به فرسودگی و نقش پرایمینگ بذر با هیدرو پرایمینگ، سالیسیلیک اسید، سیتوکنین، اکسین و اسپرمیدین بر روی بذور تریتیکاله است.

 

مواد و روش­ها

برای تأثیر پرایمینگ توسط ترکیبات مختلف بر آنزیم­های آنتی­اکسیدانت، فراورده­های میلارد و آمادوری و مالون دی­الدئید بذور تریتیکاله تحت تأثیر پیری تسریع شده، آزمایشی به­صورت فاکتوریل در قالب طرح کامل تصادفی در سه تکرار در سال 1402 در آزمایشگاه علوم و تکنولوژی بذر دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه محقق اردبیلی اجرا شد. تیمارهای آزمایشی شامل تیمارها شامل سه سطح فرسودگی (75%، 85% و 95% که سطح 95% به­عنوان شاهد بود)، و شش سطح پرایمینگ شاهد (بدون پرایمینگ)، هیدرو پرایمینگ، پرایمینگ با سیتوکنین، پرایمینگ با اسپرمیدین، پرایمینگ با سالیسیلیک اسید، پرایمینگ با اکسین، (هورمون­های مورد استفاده با غلظت 1 میلی­مولار بر اساس نتایج آزمون مقدماتی در نظر گرفته شدند. در آزمون مقدماتی غلظت­های 25/0، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­مولار از هر هورمون استفاده شد که مناسب­ترین غلظت 1 میلی­مولار بود) بود. بذرها برای اعمال پرایمینگ به­مدت 24 ساعت، در دمای 25 درجه سانتی‌گراد در محلول­های آب مقطر و هورمون خیسانده شدند. پس از طی شدن مدت زمان مورد نظر، بذرها از محلول‌ها خارج و چندین بار با آب مقطر شسته و در دمای آزمایشگاه خشک شدند. پس از اعمال پرایمینگ، تعداد 100 بذر درون هر پتری جهت کشت قرار گرفت (ISTA, 2012). شمارش بذرهای جوانه‌زده (خروج ریشه‌چه به اندازه حداقل دو میلی‌متر) به‌صورت روزانه در یک زمان معین انجام شدند و در صورت نیاز به محیط آب مقطر اضافه شد (Soltani et al., 2001)، زمانی که تعداد بذرهای جوانه‌زده در بستر کشت در طول سه روز متوالی هیچ تغییری نکرد و ثابت ماند، شمارش متوقف شد (ISTA, 2009). جهت ایجاد فرسودگی (فرسودگی تسریع شده) توده­های بذر در داخل آون با دمای 40 درجه سانتی‌گراد و رطوبت 100 درصد به­مدت 2 و 5 روز قرار گرفتند تا به درجه فرسودگی 85% و 75% برسند (Delouche & Baskin, 1973). این تعداد روزهای مورد نیاز برای رسیدن به فرسودگی 85% و 75% از آزمون مقدماتی که به مدت یک ماه ادامه یافت و در آن پس از یک ماه قدرت جوانه­زنی بذر به صفر رسید، بدست آمدند.

 

تعیین فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت

جهت تعیین فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در تریتیکاله، پس از باز شدن برگ­های اولیه از هر تیمار پنج گیاهچه به طور تصادفی انتخاب و پس از قرار دادن در فویل آلومینیومی، به فریزر با دمای 72- درجه منتقل شدند. برای استخراج عصاره آنزیمی، نیم گرم نمونه از هر تیمار وزن شده و در داخل هاون چینی توسط نیتروژن مایع هموژن شده و بعد از آن پنج میلی­لیتر از بافر فسفات سرد ( 5/7PH=) حاوی نیم میلی­مولار EDTA به هاون افزوده شد. سپس، هموژن­ها به اپندورف­های دو میلی­لیتری منتقل و به­مدت 15 دقیقه با دمای چهار درجه سانتی­گراد در 15000 دور بر دقیقه سانتریفوژ شدند. تمامی مراحل در روند تهیه عصاره آنزیمی در دمای یک الی چهار درجه سانتی­گراد انجام گرفت. جهت پیشگیری از انجماد و ذوب متوالی نمونه­ها، سوپرناتانت حاصل به سه قسمت تقسیم شد و تا زمان اندازه­گیری آنزیم­های آنتی­اکسیدانت در دمای 20- درجه سانتی­گراد نگهداری شدند (Sairam et al., 2002). برای اندازه­گیری سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز از روش (Aebi, 1984) تغییرات جذب در طول موج 240 نانومتر در مدت یک دقیقه ثبت شد. برای اندازه گیری فعالیت سوپر اکسید دسموتاز از روش بولر و همکاران (Bowler et al., 1991) و برای اندازه­گیری سنجش فعالیت آنزیم پلی فنل اکسیداز از روش Kar & Mishra (1976) و جهت اندازه گیری گایاکول پراکسیداز و آسکوربات پراکسیداز از روشNakano  & Asada (1981) استفاده شد. بدین صورت که 5/1 میلی مولار پیروگالول 02/0 مولار را با هم مخلوط کرده و سپس 1/0 میلی­لیتر از عصاره پروتئینی استخراج شده به آن­ها افزوده، ورتکس شده و سپس جذب با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 420 نانومتر خوانده شد.

 

اندازه گیری فراورده­های میلارد و آمادوری

برای استخراج و دیالیز پروتئین­ها برای اندازه گیری واکنش­های آمادوری و میلارد، ابتدا 5/0 گرم بافت بذری (بر مبنای وزن تازه) با شش میلی­لیتر بافر استخراج، کاملاً هموژنیزه شد. عصاره حاصل، پس از صاف شدن و سانتریفیوژ، به مدت 16 ساعت داخل لوله‌های دیالیز با کات آف 8000 تا 10000 کیلو دالتون دیالیز شد. از عصاره حاصل، برای اندازه­ گیری تولید آمادوری و میلارد استفاده شد (Sun & Leopold, 1995). اندازه گیری محصولات آمادوری از واکنش عصاره دیالیز شده پروتئین بذر تریتیکاله بر اساس روشWettlaufer & Leopold  (1991)، با معرف نیترو بلو تترازولیوم انجام شد. بدین منظور، مقدار 100 میکرولیتر عصاره دیالیز شده به یک میلی­لیتر از معرف نیتروبلوتترازولیوم 5/0 میلی­مولار در سدیم کربنات 100 میلی­مولار با PH برابر 3/10، اضافه شد. محلول بلانک، حاوی 1100 میکرولیتر معرف نیتروبلوتترازولیوم بود. تغییرات جذب هر نمونه در طول موج 550 نانومتر به مدت 10 دقیقه و هر 30 ثانیه یک بار با دستگاه اسپکتروفتومتر ثبت و فاصله زمانی صفر تا 8 دقیقه برای محاسبه میزان محصولات آمادوری استفاده شد.

میزان محصولات میلارد، توسط اندازه­گیری میزان فلوئورسانس پروتئین­های استخراج شده از بذر با دستگاه اسپکتروفلوئوریمتر (مدل F-2500، شرکت Hitachi، ژاپن) اندازه گیری شد (Sun & Leopold, 1995). بدین منظور، برای هر یک از نمونه­ها به­طور جداگانه در تکرار اول، میزان 3/0 گرم از پروتئین با طیف طول موج 320 تا 410 نانومتر اندازه­گیری شدند. پیک به­دست آمده در همه نمونه­ها، با اندکی تغییر، 440/370 به­دست آمد، سپس میزان تجمع تولیدهای میلارد در سایر تکرارهای هر نمونه، با این دامنه طول موج اندازه گیری شد.

اندازه­گیری H2O2، بر اساس روش Velikova et al. (2000) صورت گرفت. ابتدا 100 میلی­گرم از بافت تازه با 5 میلی­لیتر (تری کلرواستیک اسید) TCA با غلظت 1/0 درصد در هاون چینی بر روی یخ سائیده شد. عصاره حاصل به­مدت 15 دقیقه در 10000 (دور بر دقیقه) درون سانتریفیوژ و در دمای 4 درجه سانتی­گراد سانتریفیوژ شد. سپس 500 میکرولیتر از محلول رویی با 500 میکرولیتر بافر فسفات پتاسیم 100 میلی مولار مخلوط شد و جذب نمونه­ها در طول موج 390 نانومتر توسط کووت شیشه­ای و با دستگاه اسپکتروفتومتر مدل AE-UV1600 خوانده شدند.

برای اندازه­گیری میزان مهار رادیکال­های آزاد DPPH (دی­فنیل پیکریل هیدرازیل): ابتدا یک میلی­لیتر از عصاره متانولی با یک میلی­لیتر DPPH با غلظت 1/0 میلی­مولار مخلوط شد. برای نمونه شاهد یک میلی­لیتر متانول خالص به­جای یک میلی­لیتر عصاره متانولی قرار داده شد و برای بلانک از متانول خالص استفاده شد. بعد از 30 دقیقه تاریکی، نمونه­ها در طول موج 517 نانومتر توسط دستگاه اسپکترومتر خوانده شدند. اعداد به­دست آمده از جذب نمونه توسط رابطه 1 به درصد مهار رادیکال آزاد تبدیل شد (Miliauskas et al., 2004).

رابطه (1):    

DPPH = درصد  درصد جذب شاهد × (درصد جذب نمونه – درصد جذب شاهد

اعداد به­دست آمده برابر با درصد مهار رادیکال­های آزاد در عصاره متانولی (1/0 میلی­گرم در لیتر) نمونه­ها هستند (Bondet et al., 1997).

اندازه­گیری مالون دی­الدئید: بدین منظور مقدار 1 گرم نمونه تر در 3 میلی­لیتر محلول 20% تری­کلرواستیک اسید حاوی 5/0% تیوباربیتوریک اسید هموژنیزه شد. مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتی­گراد در بن ماری قرار داده شد و سپس سریعاً در حمام یخ سرد شد. 5/1 میلی­لیتر از محلول حاصل در 15000 (دور بر دقیقه) به مدت 10 دقیقه در دمای محیط سانتریفیوژ شد. مقدار جذب روشناور در طول موج 532 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر خوانده شد. ضمن آنکه مقدار جذب غیراختصاصی خوانده شده در طول موج 600 نانومتر از میزان جذب در 532 نانومتر کسر شد. غلظت MDA توسط ضریب خاموشی 155 (بر میلی­متر بر سانتی­متر) محاسبه شد (Heath & Packer, 1968).

 

نتایج و بحث

آنزیم­های آنتی­اکسیدانت

با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و آثار متقابل آنها بر میزان فعالیت کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، گایاکول پراکسیداز و پلی فنل­اکسیداز در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بودند (جدول 1). طبق نتایج مقایسه میانگین بیش­ترین فعالیت کاتالاز (2/33 میلی­گرم بر پروتئین)، سوپر اکسید دیسموتاز (5/77 میلی­گرم بر پروتئین)، گایاکول پراکسیداز (4/118 میلی­گرم بر پروتئین) و پلی فنل­اکسیداز (9/18 میلی­گرم بر پروتئین) درفرسودگی 75% و پرایمینگ با اکسین مشاهده شد و کم­ترین فعالیت کاتالاز (8/19 میلی­گرم بر پروتئین)، سوپر اکسید دیسموتاز (3/41 میلی­گرم بر پروتئین)، گایاکول پراکسیداز (6/97 میلی­گرم بر پروتئین) و پلی فنل­اکسیداز (1/5 میلی­گرم بر پروتئین) در 95% فرسودگی و بدون پرایمینگ مشاهده شد (جدول 3). همچنین اثر ساده تیمارهای فرسودگی و پرایمینگ بر میزان فعالیت اسکوربات پراکسیداز در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 1) و بیش­ترین میزان فعالیت اسکوربات پراکسیداز (012/0) در فرسودگی 75% و کم­ترین میزان فعالیت (0102/0) در فرسودگی 95% به­دست آمد (شکل 1). از سوی دیگر، بیش­ترین میزان فعالیت اسکوربات پراکسیداز (013/0) در پرایمینگ با اکسین و کم­ترین (01006/0) در عدم پرایمینگ به­دست آمد (شکل 2).

آنزیم­های آنتی­اکسیدانت­ها می­توانند با کاهش میزان رادیکال­های آزاد، از فرسودگی بذر جلوگیری کرده و روند آن را کند کنند (Thirajah & Kapilan,. 2015)، در واقع، تعادل گونه­های فعال اکسیژن تحت تنش شکسته شده و برای جلوگیری از آسیب اکسیداتیو سازوکار دفاعی آنتی­اکسیدانی فعال می­شود (Farooq et al., 2019)، اما کاهش فعالیت آنتی­اکسیدانت­ها پس از ادامه یافتن روند فرسودگی، می­تواند نشان­دهنده شکست سلزوکار دفاعی سیستم­های آنتی­اکسیدانت بذر در برابر این رادیکال­ها باشد. فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت بذر در روزهای اول فرسودگی افزایش یافته اما با افزایش روند فرسودگی، قابلیت دفاع را از دست می­دهند و از مقدار آن­ها کاسته می­شود (Kaewnaree et al, 2011). افزایش بیش­تر فرسودگی موجب کاهش بیان ژن آنزیم‌های آنتی­اکسیدانت شد. این کاهش نیز می­تواند به علت تخریب ساختارهای تولید کننده آنزیم­های آنتی‌اکسیدانت توسط رادیکال­های سمی یا به عبارتی عاملی برای غیر فعال شدن یا تخریب آنزیم­ها باشد (Shim et al., 2003). بر اساس پژوهش‌های Ghaderi & Aliloo (2023) کاهش معنی­دار در میزان فعالیت آنزیم­های APX، CAT وGP نشان دهنده حساسیت این آنزیم­ها به فرسودگی بذر است. عوامل زیادی در فرسودگی بذر مشارکت دارند که موجب کاهش قدرت بذر می­شوند که در بین آنها تجمع گونه­های فعال اکسیژن از مخرب‌ترین عوامل به‌شمار می­روند. تجمع این مواد سمی سبب پراکسیده شدن چربی­ها و غیر فعال شدن آنزیم­ها می­شوند (Coolbear, 2020). کاهش در میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت به احتمال قوی مربوط به حمله این مواد سمی به ساختار پروتئینی آنزیم­ها است که مطابق با یافته­های (2018) Balouchi & Ostadian  در مورد کاهش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در طی فرایند فرسودگی بذور کتان (Linum usitatissimum L.) بود. آنزیم­های آنتی­اکسیدانتی از جمله کاتالاز، پراکسیداز و گلوتاتیون ردکتاز در سم زدایی پراکسید هیدروژن با تبدیل آن به آب و اکسیژن و توقف سمیت آن است (Hasanuzzaman et al., 2021). نتایج آزمایش Nouri & Navabpour (2024)  نشان دادند هیدروپرایمینگ میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت را نسبت به شاهد افزایش داد. پرایمینگ در بذور فرسوده سبب ترمیم سیستم آنتی­اکسیدانت و بهبود ساختارهای درون سلولی و غشا می­شود (Moori & Eisvand, 2016). پرایمینگ توسط تاثیر بر سازماندهی سازوکارهای دفاعی آنتی‌اکسیدانی، افزایش برخی از تنظیم کننده­های رشد، تجمع پرولین و افزایش در شاخص­های جوانه­زنی، سبب بهبود فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت می­شود که با پژوهش‌های Dadnia (2016) مطابقت دارد. استفاده از پرایمینگ بذر موجب بهبود فعالیت­های متابولیک قبل از جوانه­زنی، فعال­سازی مسیرهای بازسازی DNA، سنتز RNA، سنتز پروتئین و سازوکارهای آنتی­اکسیدانت می­شود (Saddiq et al., 2019). پرایمینگ در بهبود بیوسنتز آنزیم­های آنتی­اکسیدانت به­عنوان عامل حیاتی در حفاظت از ساختار غشا عمل کرده و منجر به افزایش بقای گیاهان در شرایط تنش می­شود (Yasir et al., 2023). در واقع، پرایمینگ فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت را جهت از بین بردن گونه­های فعال اکسیژن تسریع کرده و توانایی تحمل تنش در گیاهچه­ها را افزایش می­دهد (Sen & Puthur, 2020). افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان نشان می­دهد سیستم­های دفاعی گیاه تحت تاثیر تیمار منتخب فعال شده است. افزایش 60 درصد وزن خشک گیاهچه هم­زمان با افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان نشان می­دهد که صدمات وارده به ساختار و عملکرد سلول­های بذری کاهش یافته و در نتیجه توان بذر در تبدیل ذخایر بذری به ساختارهای گیاهچه­ای افزایش یافته است (Ghaderi & Aliloo, 2023). در پژوهش Nourbakhshian et al. (2015) در بین تیمارهای پرایمینگ، تیمار هیدروپرایمینگ برتری معنی­داری را در مقایسه با عدم پرایمینگ برای افزایش آنزیم­های آنتی­اکسیدانتی و کاهش میزان H2O2 را داشت. در یک بررسی پرایمینگ بذرهای گندم و جو با سالیسیلیک اسید سبب افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت و افزایش تحمل گیاهچه­ها به تنش شد (Hanan, 2014). بر اساس بعضی شواهد موجود، سالیسیلیک اسید با اثر بر H2O2 توان آنتی­اکسیدانی را افزایش و از گیاه در برابر تنش­های اکسیداتیو حفاظت می­کند (Posmyk et al., (2005. افزایش آنزیم کاتالاز و پراکسیداز با آب مقطر و سالیسیلیک اسید تحت تنش گزارش شده است (Saadat et al., 2022). تیمارهای آلی همانند سالیسیلیک اسید می­توانند با افزایش و تنظیم فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و هیدرولیز کننده نشاسته در طی جوانه­زنی موجب بهبود عملکرد بالفعل بذر در شرایط متغیر محیطی شود (Coolbear, 2020). زیرا افزایش فعالیت رادیکال­های آزاد اکسیژن در اثر فرسودگی سبب بر هم خوردن تعادل درون سلولی می­شود (Jeevan Kumar et al., 2015). سالیسیلیک اسید یکی از پیچیده­ترین هورمون­های گیاهی از لحاظ نحوه عمل آن بر فیزیولوژی گیاه است به علت اینکه از طریق مسیرهای متعدد متابولیکی فعالیت گیاه را تحت تاثیر قرار می­دهد. افزایش سطح بیان آنزیم­های آنتی­اکسیدان در تیمارهای بذری توسط این هورمون گزارش شده است (Tayyab et al., 2020). به اعتقاد پژوهشگران مختلف اثر حفاظتی پلی‌آمین­ها متفاوت است و ممکن است چندگانه باشد. به­عنوان مثال، این ترکیبات علاوه بر اینکه سبب حذف رادیکال­های آزاد ثبات غشاء می­شوند، می­توانند بر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی (کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز) و نیز پرولین موثر باشند (Liu et al., 2006). همچنین افزایش فعالیت کاتالاز با کاربرد اسپرمیدین و ملاتونین نتایج مشابهی در گیاه کدو و درخت هلو گزارش شده است (Gao et al., 2016; Ganbari et al., 2018). بر اساس نتایج پژوهشگران با کاربرد ترکیبات پلی آمینی، تحمل به تنش، از طریق بالا رفتن توانایی آنتی­اکسیدانی گیاه افزایش می­یابد (Mahros et al., 2011). گیاهان در برابر آسیب اکسیداتیو سازوکارهای آنتی­اکسیدانی آنزیمی و غیر آنزیمی مختلفی را به­کار می­گیرند. از میان ROSها رادیکال­های سوپراکسید برای ساختارهای سلولی مخرب­ترین گونه هستند. سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) یک آنزیم کلیدی در دفاع سلولی، تبدیل رادیکال­های سوپراکسید به H2O2 و O2 را به­عهده دارد (Raza et al., 2007). افزایش تولید H2O2 متعاقباً توسط فعالیت سمیت­زدایی پراکسیدازها و یا کاتالاز خنثی می­شود (Foyer et al., 2003). آنزیم CAT نسبت به APX تمایل کمتری به حذف H2O2 دارد در حضور غلظت­های بالای H2O2 فعالیت می‌کند، اما APX به علّت تمایل بیشتر در غلظت­های پائین H2O2 در تعیین مقدار فعالیت هر یک از آنزیم­های آنتی­اکسیدانت و نوع آنزیم غالب موثر باشد (Mittova et al., 2002). در پژوهشGhasemi & Ehsanpour (2018) به­طور متوسط در تنش هورمون اکسین موجب افزایش فعالیت بیش­تر آنزیم­های CAT و APX شد. بنابراین بخشی از تحمل به تنش گیاه تنباکو می­تواند نتیجه عمل این آنزیم­ها در حضور اکسین باشد. نتایج پژوهش‌ها نشان دادند افزایش میزان گایاکول پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز در گیاهان سویا به­علّت اکسین است. افزایش این شاخص­ها می­تواند به­علّت افزایش بیان ژن­های این آنزیم­ها باشد ( Balestrasse et al., 2001). در پژوهش Sepehri & Rouhi (2016)، آثار منفی فرسودگی بذر و شرایط خشکی توسط پیش تیمار هورمون سیتوکنین سبب افزایش فعالیت آنزیم­های کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و به­ویژه آسکوربات پراکسیداز شد که منجر به بهبود ویژگی‌های جوانه­زنی، سرعت جوانه­زنی و بنیه بذر شد.

 

 

جدول 1- تجزیه واریانس تأثیر انفرادی و برهمکنش تیمارهای فرسودگی و انواع پرایمینگ بر آنزیم­های آنتی­اکسیدانت، مالون دی­الدئید و فرآورده­های میلارد و آمادوری تریتیکاله

Table 1- Analysis of variance (mean square) for seed vigor treatments and priming on antioxidant enzymes, MDA and Maillard and Amadori triticale

Mean square

Ascorbate-POD

MDA

Guaiacol-POD

SOD

CAT

PPO

df

Sources of variation

0.00**

1698**

29**

1871**

91.8**

162**

2

Seed vigor

0.00**

261**

14.4**

28.4**

76.9**

53.7**

5

Seed priming

0.00ns

1.68*

5.37**

41.6**

2.18ns

6.83**

10

Seed vigor × seed priming

0.00

3.78

1.07

4.36

0.462

0.51

34

Error

2.19

5.35

0.97

3.92

2.65

7.57

 

C.V. (%)
                 

ns، ** و * به­ترتیب غیرمعنی­دار ، معنی­دار در سطح احتمال یک درصد و معنی­دار در سطح احتمال 5%

Ns, * and ** ns and ** are respectively non- significant and significant at 5% and 1% probability level

 

جدول 2- تجزیه واریانس تأثیر انفرادی و برهمکنش تیمارهای فرسودگی و انواع پرایمینگ بر آنزیم­های آنتی­اکسیدانت، مالون دی­الدئید و فرآورده­های میلارد و آمادوری تریتیکاله

Table 2- Analysis of variance (mean square) for seed vigor treatments and priming on antioxidant enzymes, MDA and Maillard and Amadori triticale

 

Mean square

DPPH

O2-

H2O2

Amadori

Mailard

df

Sources of variation

45.1**

2523**

104**

0.0003**

0.72**

2

Seed vigor

4.69ns

640**

303**

0.00017**

0.17**

5

Seed priming

0.07ns

16.7*

67.9*

0.00**

0.003ns

10

Seed vigor × seed priming

11.13

6.6

28.8

0.00

0.0018

34

Error

1.8

4.56

3.61

4.12

5.13

 

C.V. (%)

ns، ** و * به­ترتیب غیرمعنی­دار ، معنی­دار در سطح احتمال یک درصد و معنی­دار در سطح احتمال 5%

ns, * and ** ns and ** are respectively non- significant and significant at 5% and 1% probability level

 

 

جدول 3- مقایسه میانگین اثر متقابل فرسودگی و پرایمینگ بر آنزیم­های آنتی­اکسیدانت، مالون دی­الدئید و فراورده­های آمادوری تریتیکاله

 Table 3- Mean comparison for the effect of seed vigor and priming on antioxidant enzymes, MDA and Amadori triticale.

O2- (U*1000)

H2O2 (nmol/g FW)

Amadori (A550)

MDA (nmol/g FW)

Guaiacol-POD (U/min g FW)

SOD (U/min g FW)

CAT (micromol H2O2/min g FW)

PPO (U/mg Protein)

Treatment combination

52ghi

149ef

0.026hi

36.4e

97.6h

41.3h

19.8j

5.1l

V1×P1

49ij

132h

0.025ij

30.2gh

100.4g

43.6gh

21.5i

5.5kl

V1×P2

45jk

120i

0.023kl

27.4hi

102.8f

45.8fg

23.6gh

6.2jkl

V1×P3

41k

115i

0.022lm

23.6jk

103.6f

45.9fg

25.1ef

7.6hi

V1×P4

43k

117i

0.023kl

24.7ij

102.5f

45.1g

23.9g

6.4jk

V1×P5

35l

103j

0.017n

21.1k

106.3e

45.9ef

26.3d

8.3fgh

V1×P6

69c

176c

0.032c

41.7d

99.4g

44.3gh

21.6i

6.7ij

V2×P1

66c

163d

0.03de

37.3e

102.8f

45.8fg

23.7gh

7.8ghi

V2×P2

58ef

155de

0.027gh

35.1ef

105.7e

49.6e

26.4d

9.2ef

V2×P3

51hi

143fg

0.024jk

33.1fg

108.9d

50.7e

27.1d

10.5d

V2×P4

54fgh

145fg

0.025ij

34.6ef

106.3e

51.1e

26.2de

10.1de

V2×P5

42k

131h

0.021m

28.9h

111.7b

58.3d

28.8bc

12.6c

V2×P6

82a

204a

0.039a

54.6a

103.5f

51.8e

22.6hi

7.6hi

V3×P1

75b

189b

0.036b

60.2b

106.9e

55.8d

24.3fg

8.9fg

V3×P2

68c

173c

0.031cd

48.2bc

109.7cd

64.2c

28.7c

11.7c

V3×P3

61de

157de

0.028fg

45.9c

110.7bc

68.7d

29.9b

13.9b

V3×P4

65cd

161d

0.029ef

46.2c

112.1b

70.1b

28.6c

14.1b

V3×P5

56fg

139gh

0.022lm

34.2ef

118.4a

77.5a

33.2a

18.9a

V3×P6

4.26

8.91

0.0018

3.22

1.72

3.46

1.12

1.19

LSD

 V1؛ V2 وV3   به­ترتیب فرسودگی 95%، 85% و 75%. P1، P2، P3 ،P4 ،P5 و P6 به­ترتیب عدم پرایمینگ، پرایمینگ با آب مقطر، پرایمینگ با سیتوکینین، پرایمینگ با اسپرمیدین، پرایمینگ با اسید سالیسیلیک و اکسین. میانگین­های با حروف مشابه در هر ستون اختلاف آماری معنی­داری بر اساس آزمون دانکن با هم ندارند.

V1, V2 and V3 are 95%, 85% and 75% of viability, respectively. P1, P2, P3, P4, P5, and P6 are without priming, priming with distilled water, priming with cytokinin, priming with spermidine, priming with salicylic acid and auxin, respectively. Means with similar letters in each column are not statistically different based on Duncan's test.

شکل 1- مقایسه اثر فرسودگی بر میزان فعالیت آنزیم اسکوربات پراکسیداز در گیاهچه تریتیکاله (داده­ها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد است)

Figure 1- Comparison of the effect of deterioration on Ascorbat-POD activity in triticale seedling (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)

 

شکل 2- مقایسه اثر پرایمینگ بر میزان فعالیت آنزیم اسکوربات پراکسیداز در گیاهچه تریتیکاله (داده­ها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد است)

Figure 2- Comparison of the effect of priming on Ascorbat-POD activity in triticale seedling (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)

 

 

ظرفیت آنتی­اکسیدانی کل (DPPH)

با توجه به نتایج تجزیه واریانس، فقط اثر ساده تیمارهای فرسودگی بر ظرفیت آنتی­اکسیدانی کل در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 2). بیش­ترین میزان ظرفیت آنتی­اکسیدانی کل (05/18) در فرسودگی 95% و کم‌ترین میزان (91/14) در فرسودگی 75% به­دست آمد (شکل 3). سیستم­های دفاع آنتی­اکسیدانی نقش مهمی در پاسخ گیاه به شرایط تنش­زا مانند فرسودگی بازی می­کند و گیاهان را در مقابل آسیب­های اکسیداتیو محافظت می­کند. مهار فعالیت رادیکال ­DPPH برای ارزیابی ظرفیت آنتی­اکسیدانی کل استفاده می­شود ( Kaur et al., 2022).

 

شکل 3- مقایسه اثر فرسودگی بر DPPH بذرهای تریتیکاله (داده­ها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد است)

Figure 3- Comparison of the effect of priming on DPPH in triticale seeds (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)

 

 

پراکسید هیدروژن (H2O2) و سوپراکسید (O2-)  

با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و آثار متقابل آن­ها بر میزان پراکسید هیدروژن و سوپراکسید در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار بودند (جدول 2). طبق نتایج مقایسه میانگین بیش­ترین میزان پراکسید هیدروژن (204) و سوپر اکسید (82) درفرسودگی 75% و بدون پرایمینگ به­دست آمد و کم­ترین میزان پراکسید هیدروژن (103) و سوپر اکسید (35) در 95% فرسودگی و پرایمینگ با اکسین به­دست آمد (جدول 3). بر اساس نتایج Ghaderi- Far et al. (2014) در مدت فرسودگی بذر، رادیکال­های آزاد با اثر خود بر پراکسیداسیون لیپید تسریع پدیده فرسودگی را سبب می­شوند. سوپراکسید دسموتاز اولین سیستم دفاعی آنزیمی است که یون­های سوپراکسید را به هیدروژن پراکسید و آب تبدیل می­کند و بعد از آن کاتالاز تولید شده می‌تواند پراکسید هیدروژن را تجزیه کند (Petridis et al., 2012)، استفاده از سالیسیلیک اسید در فرآیند پرایمینگ بذر روی میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت موثر بود (Eftekhar et al., 2019). در پژوهش Sourazar et al. (2022) مشخص شد که کاربرد سالیسیلیک اسید و آب در فرآیند پرایمینگ بذر منجر­به افزایش میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت از قبیل کاتالاز، پلی فنول اکسیداز و پراکسید شد و همچنین میزان پراکسید هیدروژن در­نتیجه­ی افزایش پراکسیداسیون لیپید با افزایش غلظت سالیسیلیک اسید، شدت فرسودگی مصنوعی و مدت زمان انبارداری طبیعی افزایش یافت. گزارش­های مختلفی حاکی از آن است که H2O2 به­عنوان مولکول پیام رسان عمل می­کند و آبشار واکنش­های حفاظتی را در گیاهان در مقابله با تنش به راه می‌اندازد (Wang et al., 2007). از سوی دیگر، پراکسید هیدروژن موجب فعال شدن کانال­های کلسیمی می­شود. یکی از سازوکارهای عمل سالیسیلیک اسید، افزایش پراکسید هیدروژن می­باشد که به­دنبال آن دیگر مسیرهای پاسخ به تنش به راه می­افتند (Hayat & Ahmad, 2007). در بررسی Shooryabi et al. (2012) در رقم MCC414، کاربرد سالیسیلیک اسید (1 میلی­مولار) در شرایط 25% ظرفیت زراعی، مقدار H2O2 را به طور مشخصی افزایش داد. بر اساس نتایج حاصل از بررسی Nouri & Navabpour (2024) مشخص شد که تولید پراکسید هیدروژن با افزایش غلظت کاربرد سالیسیلیک اسید در فرآیند پرایمینگ بذر افزایش یافت. بر اساس پژوهش‌های انجام گرفته دریافتند کاربرد برون­زاد پلی­آمین منجر به کاهش رادیکال سوپراکسید و مقدار H2O2 می­شود و در نهایت تنش اکسیداتیو گیاه را کاهش می­دهد (Orabi et al., 2010). پرایمینگ سیگنال IAA، سم‌زدایی اولیه‌ی ROS را در نهال‌های ذرت کنترل می‌کند. گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) مانند پراکسید هیدروژن (H2O2)، رادیکال سوپراکسید (O2)، رادیکال هیدروکسیل (-OH) و اکسیژن تکی (¹O₂) در صورت تولید بیش از حد می‌توانند مضر باشند (Kohli et al., 2019). با این حال، ROS به طور فزاینده‌ای به­عنوان مولکول‌های سیگنالینگ حیاتی در نظر گرفته می‌شوند که نقش‌های تنظیمی در رشد، توسعه و افزایش تحمل به تنش گیاه ایفا می‌کنند ( Ellouzi et al., 2024). پژوهش دیگری نقش H2O2 را در تحریک جاذبه‌گرایی تنظیم ‌شده توسط اکسین در ریشه‌های ذرت نشان داد (Xia et al., 2015). Ivanchenko et al. (2013) نشان دادند اکسین تجمع H2O2 را در ریشه‌های Solanum lycopersicum افزایش داده و منجر­به طویل شدن سلول‌های ریشه می‌شود. این گزارش‌ها حاکی از آن است که علی­رغم ماهیت سمی آن، H2O2 ممکن است به­عنوان واحدهای سیگنالینگ مرکزی در طول پرایمینگ جوانه‌زنی بذر عمل کند. پژوهش‌های قبلی نقش نشانگرهای استرس اکسیداتیو را در فرآیند پرایمینگ برجسته کرده است (Ellouzi et al., 2021 Ellouzi et al., 2024)، که می‌تواند تا حدی رشد افزایش یافته مشاهده شده در ریشه‌های حاصل از بذرهای پرایم شده با IAA را روشن کند. پژوهش‌های متعددی نشان داده‌اند که IAA اعمال شده به­صورت خارجی یا القا شده توسط پرایمینگ، محتوای کلروفیل، سرعت فتوسنتز، تجمع قند و هدایت روزنه را افزایش می‌دهد. در مجموع، این موارد ممکن است به­عنوان جاذب ROS و محافظ غشاء عمل کنند (Li et al., 2019). پراکسید هیدروژن اثرات مخربی در رشد و نمو گیاه دارد و اکسین تا حدود زیادی سبب مهار آن شده است (Ghasemi & Ehsanpour, 2018). CAT به­عنوان یک آنزیمی آنتی­اکسیدانت به سرعت H2O2 را از بین می­برد و این در شرایطی است که افزایش غلظت اکسین می­تواند توسط اثر بر غلظت ABA در بافت گیاهی موثر باشد (Zand et al., 2010). پرایمینگ بذرهای فرسوده با هورمون سیتوکنین و جیبرلین سبب افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی پراکسیداز و کاتالاز شد. فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در کاهش نقش تخریبی رادیکال­های آزاد اکسیژن و حفظ غلظت آن­ها در حد بهینه اهمیت زیادی دارد (Rashidi et al., 2019). پرایمینگ بذر موجب کاهش خسارت غشای سلولی شده و تولید رادیکال­های آزاد اکسیژن را کاهش می­دهد و از این روش می­تواند موجب افزایش جوانه­زنی شود. آنتی­اکسیدانت­ها می­توانند با کم کردن میزان رادیکال­های آزاد از فرسودگی بذر جلوگیری و روند آن را کند کنند (Thiayarajeh & Kapilon, 2015).

 

مالون­دی­الدئید

با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و اثر متقابل آن­ها بر میزان مالون دی­الدئید در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بودند (جدول 1). طبق نتایج مقایسه میانگین بیش­ترین میزان مالون دی­الدئید (2/60) در فرسودگی 75% و پرایمینگ با سیتوکنین به­دست آمد، و کم­ترین میزان مالون دی­الدئید (1/21) در فرسودگی 95% و پرایمینگ با اکسین مشاهده شد (جدول 3). مالون­دی­آلدئید شاخصی از پراکسیداسیون غشای سلولی بوده و با نشت مواد از غشاء همبستگی مثبت دارد، هر چه میزان این شاخص افزایش یابد پراکسیداسیون غشاء و نشت الکترولیت­ها از غشاء بیشتر و در نتیجه خسارات احتمالی بیشتر است. بر اساس نتایج Jyoti & Malik (2013) در بذرهای فرسوده کاهش معنی­داری در پروتئین، کل قندها و محتوای چربی دیده می­شود، به­طوری که اسیدهای چرب آزاد، پراکسید هیدروژن و گونه­های فعال اکسیژن افزایش می­یابند. در­نتیجه این وقایع، اسیدهای چرب غیر اشباع موجود در غشای سلولی به رادیکال­های آزاد و گونه­های فعال اکسیژن حساس شده و ترکیبات ناشی از پراکسیداسیون چربی مانند لیپیدهای ترکیبی و مالون­دی­الدئید تولید می­شوند. رادیکال­های هیدروکسیل و سوپراکسید تولید شده در جریان تنش اکسیداتیو به محض حضور در سلول می­توانند واکنش­های زنجیره­ای اکسیداتیو را به­صورت اتواکسیداسیونی و یا لیپید هیدروپراکسیدها شروع نمایند که منجر­به تولید لیپید هیدروپراکسیدها می­شود. لیپید هیدروپراکسیدها بسیار واکنش­پذیر بوده و احتمال واکنش با ترکیبات ثانویه سمی حاصل از پراکسیداسیون مانند مالون­دی­الدئید را دارند. مالون­­دی­الدئید محصول پراکسیداسیون اسید لینولئیک است و توانایی آسیب رساندن به پروتئین­های غشاء را از روش cross-linking دارد (Varier et al., 2010). افزایش پراکسیداسیون لیپیدی و نیز افزایش میزان MDA با افزایش فرسودگی در سویا گزارش شده است (Xia et al., 2015). نتایج پژوهش‌های  Sepehri & Rouhi (2016) نشان داد کم­ترین مقادیر مالون­دی­الدئید به بذرهای پیش­تیمار شده با سیتوکنین (به­ویژه در 150 قسمت در میلیون) و بیش­ترین مقادیر به بذور شاهد تعلق دارد. در شرایط پرایمینگ با آب و سالیسیلیک اسید میزان تولید مالون­دی­آلدئید و پراکسید هیدروژن افزایش یافت. افزایش تولید گونه­های فعالی اکسیژن در زمان شروع فرآیند جوانه­زنی بذر به علّت نقش فعال گونه­های فعال اکسیژن در فرآیند شکست خواب و القای جوانه­زنی در بذر است (Yousif Abdullah Al Hijab et al., 2024). در فرآیند پرایمینگ بذر که به شروع مقدمات برای جوانه­زنی بذر همراه است، میزان تولید گونه­های فعال اکسیژن از قبیل پراکسید هیدروژن افزایش یافته که به دنبال آن با پراکسیداسیون بیش­تر غشای سلولی میزان نشت الکترولیت­ها و همچنین میزان تولید مالون­دی­الدئید که بیانگر افزایش پراکسیداسیون غشای سلول است افزایش می­یابد (Liu et al., 2022). همچنین در پژوهش Nouri & Navabpour (2024) افزایش تولید مالون­دی­الدئید و پراکسید هیدروژن با افزایش غلظت سالیسیلیک اسید به­علّت نقش القایی این ماده در شروع فرآیند جوانه­زنی بذر و در­نتیجه افزایش پراکسیداسیون لیپیدی بوده که منجر­به افزایش تولید مالون­دی­الدئید و پراکسید هیدروژن شده است. (2023) Wani et al. نشان ادند افزایش بیش از اندازه تولید مالون­دی­الدئید در بذر نشانه شروع کاهش قابلیت حیات در آنها است و این تولید نیز با افزایش محتوای رطوبتی افزایش می­یابد. بر اساس نتایج Sheikhnawaz Jahed et al. (2014) کم­ترین میزان مالون­دی­الدئید در شرایط بدون تنش و در پرایمینگ با اسپرمیدین به­دست آمد، اعمال پرایمینگ با اسپرمیدین میزان مالون­دی­الدئید را 47/8 درصد نسبت به شاهد کاهش داد که بیان شده است علت کاهش آثار مخرب رادیکال­های آزاد و حفاظت از غشاء توسط پرایمینگ است و بدین وسیله از صدمه اسیدهای چرب غیر اشباع و کاهش نفوذپذیری غشا جلوگیری می­کنند (Qi et al., 2010). بنابراین علت کاهش پراکسیداسیون لیپیدها را می­توان در­نتیجه عملکرد پلی­آمین­ها در از بین بردن رادیکال­های آزاد دانست.

 

فراورده­های میلارد و آمادوری

با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و آثار متقابل آن­ها بر میزان فرآورده‌های آمادوری در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بودند (جدول 2). طبق نتایج مقایسه میانگین بیش­ترین میزان آمادوری (039/0) درفرسودگی 75% و بدون پرایمینگ و کم­ترین میزان آمادوری (017/0) در فرسودگی 95% و پرایمینگ با اکسین به­دست آمد (جدول 3). همچنین اثر ساده تیمارهای فرسودگی و پرایمینگ بر مقدار فرآورده­های میلارد در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 2). فرسودگی مقدار فرآورده­های میلارد را افزایش داد، به­طوری که کم­ترین مقدار میلارد (638/0) در فرسودگی 95% و بیش­ترین مقدار (04/1) در فرسودگی 75% به­دست آمد (شکل 4)، و پرایمینگ مقدار فرآورده­های میلارد را کاهش داد، به­طوری که بیش‌ترین مقدار فرآورده­های میلارد (023/1) در عدم پرایمینگ و کم­ترین (63/0) در پرایمینگ با اکسین به دست آمد (شکل 5). فرآیند پراکسیداسیون لیپید با تولید آلدئیدها، کتون­ها، الکل­ها و فرآیند هیدرولیز قندها با تولید قندهای احیایی، از دلایل اصلی فرسودگی بذر با راه اندازی واکنش­های غیر­آنزیمی آمادوری و میلارد هستند (Shaaban et al., 2017). این فرآیندها در هر دو شرایط فرسودگی مصنوعی و انبارداری طبیعی اتفاق می­افتند (Murthy & Sun, 2000). واکنش­های آمادوری و میلارد یک سری از واکنش­های پیچیده هستند که به­دنبال واکنش کربونیل­آمین اولیه انجام می­شوند. بررسی­ها نشان داده­اند که فرسودگی تسریع شده، کاهش قابلیت حیات بذرهای گندم را سبب شده که همگام با تجمع تولیدات میلارد بوده است ( Shaaban et al., 2017). نتایج پژوهش‌های Strelec et al. (2008)  نشان داد در مدت فرسودگی بذر، گلیکوزیلاسیون غیر­آنزیمی پروتئین­های بذر گندم، به شکل­گیری گلیکوزیل­آمین در واکنش آمادوری منجر می­شود. آن­ها بیان کردند که شکل­گیری تولیدات آمادوری به شرایط نگه­داری بذر بستگی دارد. وقوع واکنش میلارد خسارت به آنزیم­ها و کاهش فعالیت آنزیمی را سبب شد (Gamer et al., 1987). Murthy et al. (2003) بیان کردند که در بذرهای ماش، آنزیم­های آنتی­اکسیدان از قبیل کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز به واکنش­های میلارد حساس هستند و همچنین نشان دادند قابلیت حیات بذرها به تجمع تولیدات میلارد حساس است و وقوع این واکنش، کاهش قابلیت حیات بذر را موجب می­شود. همچنین آن­ها بیان کردند تجمع تولیدهای میلارد، حتی پس از ازبین رفتن کامل قابلیت حیات بذر و تبدیل آن به بذر مرده، ادامه دارد. افزایش مدت انبارداری و همچنین افزایش شدت فرسودگی مصنوعی، منجر به افزایش تولید و تجمع محصولات آمادوری شد. همچنین فرسودگی مصنوعی و انبارداری طبیعی، میزان میلارد را افزایش داد (Shaaban et al., 2017). بر اساس نتایج Hanan & Salava (2014) با افزایش تجمع تولیدهای آمادوری، تغییرات پس از ترجمه در برخی از پروتئین­های سیستم آنتی‌اکسیدانی آنزیمی ایجاد می­شود که کاهش کارایی این سیستم و ضعف در جوانه­زنی را سبب می­شود. نتایج پژوهش  Shaaban et al. (2017)افزایش میزان تجمع تولیدهای آمادوری و میلارد را با افزایش شدت فرسودگی مصنوعی و همچنین افزایش مدت انبارداری طبیعی نشان داد. قندهای احیایی، نیروی محرکه اولیه برای شروع اجباری واکنش­های آمادوری و میلارد هستند و از این نظر ضروری هستند (Colville et al., 2012). در ادامه واکنش و با افزایش میزان قندهای احیایی یا آلدئیدها و کتون­ها، واکنش­های آمادوری و میلارد افزایش می­یابند. هیدروپرایمینگ تاثیر معنی­داری بر کاهش محصولات آمادوری و میلارد در مقایسه با شاهد داشت ( Yari et al., 2019). یکی از دلایل کاهش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی، اضافه شدن قندهای احیا شده به پروتئین­هاست که به واکنش میلارد معروف است و در شرایط پیری و فرسودگی بذر اتفاق می­افتد (Murthy et al., 2003). همچنین حمله رادیکال­های آزاد به آنزیم­های آنتی­اکسیدانی و تخریب ساختار آن­ها نیز موجب کاهش فعالیت این آنزیم­ها می­شود (Kurek et al., 2019). آثار مثبت پرایمینگ بذور فرسوده بر افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی در گزارش­های متعدد آمده است (Ansari et al., 2012; Moori & Eisvand, 2017). پرایمینگ بذور با افزایش RNA و متابولیسم پروتئین­ها و همچنین افزایش فعالیت آنزیم­های هیدرولیز کننده مواد غذایی موجب افزایش سنتز و فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی مانند کاتالاز می­شود، مشخص شده که استفاده از سالیسیلیک اسید با تامین نیتروژن مورد نیاز برای سنتز پروتئین­ها، موجب افزایش سنتز و فعالیت آنزیم­ها می­شود (Mansouri & Omidi, 2022). همچنین پرایمینگ بذور با سیتوکنین سبب افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدانت پراکسیداز و کاتالاز می­شود (Rashidy, 2019). این نتایج نشان داده اند پرایمینگ موجب کاهش واکنش­های میلارد و آمادوری می­شود. بر اساس پژوهش‌های Yari et al. (2019)همه تیمارهای پلی‌آمین سبب کاهش معنی­داری در میزان محصولات آمادوری و میلارد داشتند، تیمار اسپرمین دارای بیش­ترین تأثیر مثبت بر کاهش میزان محصولات آمادوری و میلارد بود، و حداقل واکنش آمادوری و میلارد در بذرهای تیمار شده با اسپرمیدین مشاهده شد.

 

شکل 4- مقایسه اثر فرسودگی بر میزان فرآورده­های میلارد در بذرهای تریتیکاله (داده­ها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد است)

Figure 4- Comparison of the effect of deterioration on Mailard products in triticale seeds (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)

 

شکل 5- مقایسه اثر پرایمینگ بر میزان فرآورده­های میلارد در بذرهای تریتیکاله (داده­ها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنی­دار آماری در سطح احتمال 5 درصد است)

Figure 5- Comparison of the effect of priming on Mailard products in triticale seeds (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)

References

Aebi, H. (1984). Catalase in vitro. Methods in Enzymology, 105, 121-126 https://doi.org/10.1016/s0076-6879(84)05016-3
Ali, L. G., Nulit, R., Ibrahim, M. H., & Yien, C. Y. S. (2021). Efficacy of KNO3, SiO2 and SA priming for improving emergence, seedling growth and antioxidant enzymes of rice (Oryza sativa), under drought. Scientific Reports, 11, 1-11. http://doi.org/10.1038/s41598-021-83434-3
Alivand, R. (2012). The study of deterioration in oil seed crops under different storage conditions [Unpublished master Thesis]. University of Tehran.
Ansari, O., Chogazardi, H. R., Sharifzadeh, F., & Nazarli, H. (2012). Seed reserve utilization and seedling growth of treated seeds of mountain rye (Secale montanum) as affected by drought stress. Cercetari Agronomice in Moldova, 2, 43-48. https://repository.iuls.ro/xmlui/handle/20.500.12811/2297
Anwar, M. P., Khalid, M. A. I., Islam, A. M., Yeasmin, S., Sharif, A., Hadifa, A., Ismail, I. A., Hossain, A., & El Sabagh, A. (2021). Potentiality of different seed priming agents to mitigate cold stress of winter rice seedling. Phyton, 90(5), 1491. https://doi.org/10.32604/phyton.2021.015822
Azmat, A., Yasmin, H., Hassan, M. N., Nosheen, A., Naz, R., Sajjad, M., Ilyas, N., & Akhtar, M. N. (2020). Coapplication of bio-fertilizer and salicylic acid improves growth, photosynthetic pigments and stress tolerance in wheat under drought stress. Plant Biology, 8, e9960. https://doi.org/10.7717/peerj.9960
Balestrasse, K. B., Gardey, L., Gallego, S. M., & Temaro, M. L. (2001). Response of antioxidant defense system in soybean nodules and roots subjected to cadmium stress. Australian Journal of Plant Physiology, 28(6), 497-504.            https;//doi.org/10.1071/PP00158
Balouchi, H., & Ostadian Bidgoly, R. (2018). Effect of seed deterioration on germination and antioxidant enzymes activity of oil flax (Linum usitatissimum L.) Red Bazrak genotype. Journal of Plant Process and Function, 7(23), 205-218. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-953-fa.html [In Persian]
Bondet, V., Brand-Williams, W., & Berset, C. (1997). Kinetics and mechanisms of antioxidant activity using the DPPH.free radical method. LWT -Food Science and Technology, 30(6), 609-615. https://doi.org/10.1006/fstl.1997.0240
Bowler, C., Slooten, L., Vandenbranden, S., De Rycke, R., Botterman, J., Sybesma, C., Van Montagu, M., & Inzé, D. (1991). Manganese superoxide dismutase can reduce cellular damage mediated by oxygen radicals in transgenic plants. The EMBO Journal, 10, 1723-1732. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1991.tb07696.x
Chaichi, M., Nemati, A., Dadrasi, A., Heydari, M., Hassanisaadi, M., Yousefi, A. R., & Mastinu, A. (2022). Germination of Triticum aestivum L.: Effects of soil–seed interaction on the growth of seedlings. Soil Systems, 6(2), 37.            https://doi.org/10.3390/soilsystems6020037
Colville, L., Emma, L. B., Antony, S. L., Hugh, W. P., Laurence, C., & Ilse, K. (2012). Volatile fingerprints of seeds of four species indicate the involvement of alcoholic fermentation, lipid peroxidation, and maillard reactions in seed deterioration during ageing and desiccation stress. Journal of Experimental Botany, 63(18), 6519–6530. https://doi.org/10.1093/jxb/ers307
Coolbear, P. (2020). Mechanisms of seed deterioration. In Seed Quality. CRC Press. https://doi.org/10.1201/9781003075226
Dadnia, M. R. (2016) Effect of humic acid on activity of antioxidant enzymes and yield of castor bean (Ricinus commonis) under water deficit condition. Journal of Crop Ecophysiology, 11(41), 85-98.      https://sanad.iau.ir/Journal/jcep/Article/956470 [In Persian]
Darabi, F., Valipour, M., Naseri, R., & Moradi, M. (2017). The effects of accelerated aging test on germination and activity of antioxidant enzymes of maize (Zea mays) hybrid varieties seeds. Iranian Journal of Seed Research, 4(1), 45-59.      http://dx.doi.org/10.29252/yujs.4.1.45 [In Persian]
Delouche, J. C., & Baskin., C. C. (1973). Accelerated aging techniques for predicting the relative storability of seed lots. Seed Technology Papers, 1, 427-452. https://scholarsjunction.msstate.edu/seedtechpapers/10.
Ding, F., Wang, R., & Chen, B. (2019). Effect of exogenous ammonium gluconate on growth, ion flux and antioxidant enzymes of maize (Zea Mays L.) seedlings under NaCl stress. Plant Biology, 21(4), 643– 651. https://doi.org/10.1111/plb.12963
Eftekhar, N., Fallah, S., Abbasi Sooraki, A., Khodaverdiloo, H., & Rahimi, A. (2019). Effect of salicylic acid and potassium nitrate pretreatment on enhancing the sunflower tolerance in contaminated soils with cadmium. Iranian Journal of Seed Sciences and Research, 6(2), 161-175. https://doi.org/10.22124/jms.2019.3595 [In Persian]
Ellouzi, H., Oueslati, S., Hessini, K., Rabhi, M., & Abdelly, C. (2021). Seed-priming with H2O2 alleviates subsequent salt stress by preventing ROS production and amplifying antioxidant defense in cauliflower seeds and seedlings. Scientia Horticulturae, 288, 110360.     https://doi.org/10.1016/j.scienta.2021.110360
Ellouzi, H., Slimene-Debez, I. B., Amraoui, S., Rabhi, M., Hanana, M., Alyami, n. m., Debez, A., Abdelly, C. H., & Zorrig, W. (2024). Effect of seed priming with auxin on ROS detoxification and carbohydrate metabolism and their relationship with germination and early seedling establishment in salt stressed maize. BMC Plant Biology, 24(704), 2283.  https://doi.org/10.1186/s12870-024-05413-w
Fallahi, H. A., Ramezanpour, M. R., Andarkhor, A. A., & Kamel, M. (2019). Triticale agriculture. Mazandaran. Agricultural Extension Management. [In Persian]  
Farooq, M. A., Niazi, A. K., Akhtar, J., Saifullah, M., Farooq, Z., Souri, N., & Rengel, Z. (2019). Acquiring control: the evolution of ROS-induced oxidative stress and redox signaling pathways in plant stress responses. Plant Physiology and Biochemistry, 141, 353-369.      https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2019.04.039
Feghhenabi, F., Hadi, H., Khodaverdiloo, H., & Van Genuchten, M. T. (2020). Seed priming alleviated salinity stress during germination and emergence of wheat (Triticum aestivum L.). Agricultural Water Management, 231, 106022. http://dx.doi.org/10.1016/j.agwat.2020.106022
Foyer, CH., & Noctor, G. (2003). Redox sensing and signalling associated with reactive oxygen in chloroplasts, peroxisomes and mitochondria. Physiologia Plantarum, 119(3), 355-64. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2003.00223.x
Gamer, M. H., Wang, G. M., & Spector, A. (1987). Stimulation of glucosylated lens epithelial Na, KATPase by an aldose reductase inhibitor. Experiment Eye Research, 45(2), 339-345.   https://doi.org/10.1016/s0014-4835(87)80155-0
Ganbari, M., Farzaneh, M., & Eftekharian Jahromi, A. (2018). Effect of spermidine and irrigation period on some physiological characteristics of cucurbit (Cucurbita pepo L.). Agricultural Plant Breed, 14(3), 75-87.       https://sanad.iau.ir/Journal/iapb/Article/1095926 [In Persian]
Gao, H., Zhang, Z. K., Chai, H., Cheng, K., Yang, N., Wang, Y., Yang, D.N., & Cao. W. (2016). Melatonin treatment delays postharvest senescence and regulates reactive oxygen species metabolism in peach fruit. Postharvest Biology Biotechnology, 118, 103-110.    http://doi.org/10.1016/j.postharvbio.2016.03.006
Ghaderi, M., & Aliloo, A. A. (2023). Improving activity of antioxidant enzymes and vigor in rapeseed by salicylic acid and gum arabic seed priming. Plant Process and Function, 12(54), 123-138.       https://jispp.iut.ac.ir/article-1-1763-fa.html [In Persian]
Ghaderi-Far, F., Soltani, A., & Sadeghipour, H. R. (2014). Biochemical changes in pumpkin seeds during ageing: lipid peroxidation and membrane damages. Iranian Journal of Plant Biology, 6(20), 69-112. https://ijpb.ui.ac.ir/article_18925.html [In Persian]
Ghasemi, S., & Ehsanpour, A. A. (2018). The effect of IAA on stress resistance of tobacco seedlings (Nicotiana plumbaginifolia) under in vitro culture conditions. Journal of Cell and Tissue (JCT) Spring, 9(1). http://doi.org//10.52547/JCT.9.1.86  [In Persian]
Hajiabbasi, M., Tavakkol Afshari, R., Abbasi, A., & Kamaei, R. (2021). Effects of salicylic acid and ethylene on the germination and gene expression of alpha and beta amylase in deteriorated soybean seeds (Glycine max). Iranians Journal of Seed Science and Technology, 10(1), 156-141. https://doi.org/10.22092/ijsst.2019.125038.1257 [In Persian]
Hanan, M. A., & Salwa. A. A. (2014). Effects of gamma irradiation on biochemical and antioxidant defense system in wheat (Triticum aestivum L.) seedlings. International Journal of Advanced Research, 2(8), 287-300.
Hasanuzzaman, M., Inafuku, M., Nahar, K., Fujita, M., & Oku, H. (2021). Nitric oxide regulates plant growth, physiology, antioxidant defense, and ion homeostasis to confer salt tolerance in the mangrove species. Kandelia obovata. Antioxidants, 10, 611.   https://doi.org/10.3390/antiox10040611
Hayat, S., & Ahmad, A. (2007) Salicylic acid: a plant hormone. Springer.
Heath, R. L., & Packer, L. (1968). Photo peroxidation in isolated chloroplasts 1 kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125, 189-198. https://doi.org/10.1016/0003-9861(68)90654-1
Iqbal, H., Yaning, C., Rehman, H., Waqas, M., Ahmed, Z., Raza, S. T., & Shareef, M. (2020). Improving heat stress tolerance in late planted spring maize by using different exogenous elicitors. Chilean Journal of Agricultural Research, 80, 30-40. http://dx.doi.org/10.4067/S0718-58392020000100030
ISTA. (2009) International rules for seed testing. The International Seed Testing Association. Zurich. Switzerland.
ISTA. (2012) International rules for seed testing. The International Seed Testing Association (ISTA).
Ivanchenko, M. G., den, Os. D., Monshausen, G. B., Dubrovsky, J. G., Bednářová, A., & Krishnan N. (2013). Auxin increases the hydrogen peroxide (H2O2) concentration in tomato (Solanum lycopersicum) root tips while inhibiting root growth. Annals of Botany, 112, 1107-1116. https://doi.org/10.1093/aob/mct181
Jeevan Kumar, S., Rajendra Prasad, S., Banerjee, R., & Thammineni, C. (2015). Seed birth to death: dual functions of reactive oxygen species in seed physiology. Annals of Botany, 116, 663-668. https://doi.org/10.1093/aob/mcv098
Jyoti, U., & Malik, C. P. (2013). Seed deterioration: A review. International Journal of Life Science Botany and Pharmacy Research, 2, 374-85. http://ijlbpr.com/jlbpradmin/upload/ijlbpr_51dd852cb1918.pdf
Kaewnaree, P., Vichitphan, S., Klanrit, P., Siri, B., & Vichitphan, K. (2011). Effect of accelerated aging process on seed quality and biochemical changes in sweet pepper (Capsicum annuum L.). Seeds Biotechnology, 10(2), 175-182.  https://doi.org/10.3923/biotech.2011.175.182
Kar, M., & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57(2), 315-319. https://doi.org/10.1104/pp.57.2.315
Kaur, H., Hussain, S. J., Kaur, G., Poor, P., Alamri, S., Siddiqui, M. H., & Khan, M. I. R. (2022). Salicylic acid improves nitrogen fixation, growth, yield and antioxidant defence mechanisms in chickpea genotypes under salt stress. Journal of Plant Growth Regulation, 1-14. https://doi.org/10.1007/s00344-022-10592-7
Kaya, C., Senbayram, M., Akram, N. A., Ashraf, M., Alyemeni, M. N., & Ahmad, P. (2020). Sulfur-enriched leonardite and humic acid soil amendments enhance tolerance to drought and phosphorus deficiency stress in maize (Zea mays L.). Scientific Reports, 10, 1-13. https://doi.org/10.1038/s41598-020-62669-6
Kohli, S. K., Khanna, K., Bhardwaj, R., Abd Allah, E. F., Ahmad, P., & Corpas, F. J. (2019). Assessment of subcellular ROS and NO metabolism in higher plants: multifunctional signaling molecules. Antioxidants, 8, 641. https://doi.org/10.3390/antiox8120641
Kurek, K., Plitta -Michalak, B., & Ratajczak, E. (2019). Reactive oxygen species as potential drivers of the seed aging process. Plants, 8, 193 -174. https://doi.org/10.3390/plants8060174
Lehner, A., Mamadou, N., Poels, P., Come, D., Bailly, C., & Corbineau, F. (2008). Changes in soluble carbohydrates, lipid peroxidation and antioxidant enzyme activities in the embryo during ageing in wheat grains. Journal of Cereal Science, 47(3), 555-565. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2007.06.017
Li, J., Guan, Y., Yuan, L., Hou, J., Wang, C., Liu, F., et al. (2019) Effects of exogenous IAA in regulating photosynthetic capacity, carbohydrate metabolism and yield of Zizania latifolia. Scientia Horticulturae, 253, 276–85.      http://dx.doi.org/10.1016/j.scienta.2019.04.058
Liu, J. H., Nada, k., Hond, C., Kitashiba, H., Wen, X. P., Pang, X. M., & Moriguchi, T. (2006). Polyamine biosynthesis of apple callus under salt stress: importance of arginine decarboxylase pathway respons. Journal of Experimental Botany, 57, 2589-2599. https://doi.org/10.1093/jxb/erl018
Liu, X., Quan, W., & Bartels, D. (2022). Stress memory responses and seed priming correlate with drought tolerance in plants: An overview. Plantas, 255, 45. https://doi.org/10.1007/s00425-022-03828-z
Ma, H. Y., Zhao, D. D., Ning, Q. R., Wei, J. P., Li, Y., Wang, M. M., & Liang, Z. W. (2018). A multi-year beneficial effect of seed priming with gibberellic acid-3 (GA3) on plant growth and production in a perennial grass, Leymus chinensis. Scientific Reports, 8(1), 1-9. https://doi.org/10.1038/s41598-018-31471-w
Mahros, K. M., Badawy, E. M., Mahgoub, M. H., Habib, A. M., & El-Sayed, I. M. (2011). Effect of putrescine and uniconazole treatments on flower characters and photosynthetic pigments of Chrysanthemum indicum L. Plant. Agricultural Journal of Science, 7, 399-408. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20113217568
Mansouri, A., & Omidi, H. (2022). Effect of priming and seed age on germination, photosynthetic pigments, and biochemical content of Quinoa seedling. Plant Process and Function, 11 (50), 15. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-1813-fa.html [In Persian]
Migahid, M. M., Elghobashy, R. M., Bidak, L. M., & Amin. A. W. (2019). Priming of Silybum marianum (L.) Gaertn seeds with H2O2 and magnetic field ameliorates seawater stress. Heliyon, 5(6), e01886. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e01886
Miliauskas, G., Venskutonis, P. R., & Van Beek, T. A. (2004). Screening of radical scavenging activity of some medicinal and aromatic plant extracts. Food Chemistry, 85(2), 231-237.     https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2003.05.007
Mittova, V., Guy, M., Tal, M., & Volokita, M. (2002). Response of the cultivated tomato and its wild salt-tolerant relative Lycopersicon pennellii to salt-dependent oxidative stress: increased activities of antioxidant enzymes in root plastids. Free Radical Research, 36(2), 195-202. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2001.1120405.x
Moori, S., & Eisvand, H. R. (2017). Plant growth regulators and ascorbic acid affect physiological quality of wheat seedlings obtained from deteriorated seeds. Pakistan Journal of Botany, 49(5), 1811 -1819. https://www.pakbs.org/pjbot/papers/1507286193.pdf­
Moori, S., & Eisvand, R. (2016). The effect of priming with salicylic acid and ascorbic acid on germination indices and biochemical traits in wheat seed deterioration. Iranian Journal of Seed Science and Research, 6(3), 381-398. https://jms.guilan.ac.ir/article_3835.html [In Persian]
Moussou, N., Corzo-Martinez, M., LuzSanz, M., Zaidi, F., Montilla, A., & Villamiel, M. (2017). Assessment of maillard reaction evolution, prebiotic carbohdrates, antioxidant activity and αamylase inhibition in pulse flours. Journal of Food Science and Technology, 54(4), 890–900. https://doi.org/10.1007/s13197-016-2298-5
Murthy, U. M. N., & Sun, W. Q. (2000). Protein modification by Amadori and Maillard reactions during seed storage: roles of sugar hydrolysis and lipid peroxidation. Journal of Experimental Botany, 348, 1221-1228. https://doi.org/10.1093/jxb/51.348.1221
Murthy, U. M. N., Kumar, P. P., & Sun, W. Q. (2003). Mechanisms of seed ageing under different storage conditions for Vigna radiate (L.) Wilczek: lipid peroxidation, sugar hydrolysis, Maillard reactions and their relationship to glass state transition. Journal of Exprimental Botany, 54, 10571067. https://doi.org/10.1093/jxb/erg092
Nakano, Y., & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22, 867-880.     https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a076232
Nourbakhshian, J., Nabipour, M., Maskerbashi, M., & Amoagaei, R. (2015). Evaluation of dry matter and antioxidant enzyme activity in spruce seedlings under the influence of priming and seed size under drought stress conditions. Plant Process and Function, 4(14), 125-138. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-263-fa.html [In Persian]
Nouri, H., & Navabpour, S. (2024). The effect of hydropriming and hormone-priming on the antioxidant systems of chickpea seeds. Iranian Plant and Biotechnology Quarterly Journal, 19(2), 30-47. https://doi.org/10.71829/Biology-2024-1130616 [In Persian]
Orabi, S. A., Salman, S. R., & Shalaby, M. A. (2010). Increasing resistance to oxidative damage in cucumber (Cucumis sativus L.) plants by exogenous application of salicylic acid and paclobutrazol. World Journal of Agricultural Sciences, 6(3), 252-259. https://B2n.ir/uu3691
Petla, B. P., Kamble, N. U., Kumar, M., Verma, P., Ghosh, S., Singh, A., Rao, V., Salvi, P., Kaur, H., & Saxena, S. C. (2016). Rice protein l‐isoaspartyl methyltransferase isoforms differentially accumulate during seed maturation to restrict deleterious isoAsp and reactive oxygen species accumulation and are implicated in seed vigor and longevity. New Phytologist, 211, 627-645.         https://doi.org/10.1111/nph.13923
Petridis, A., Therios, I., Samouris, G., Koundouras, S., & Giannakoula, A. (2012). Effect of water deficit on leaf phenolic composition, gas exchange, oxidative damage and antioxidant activity of four Greek olive (Olea europaea L.) cultivars. Journal Plant Biochemistry and Physiology, 60, 1-11.  https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2012.07.014
Posmyk, M. M., Bailly, C., Szafranska, K., Janas, K. M., & Corbineau, F. (2005). Antioxidant enzymes and isoflavonoids in chilled soybean (Glycine max L. Merr.) seedlings. Plant Physiology, 162, 403-412. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2004.08.004
Qi, F. G., Wang, H., & Liu, X. (2010). Effect of MeJA on contents of endogenous hormones in wheat seedling under cold stress. Plant Physiology Communications, 46, 1155 -1158.         https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20113242657
Rane, J., Singh, A. K., Tiwari, M., Prasad, P. V., & Jagadish, S. K. (2021). Effective use of water in crop plants in dryland agriculture: Implications of reactive oxygen species and antioxidative system. Frontiers in Plant Science, 12. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.778270
Rashidi, S., Abbasdokht, H., Gholami, A., & TavakkolAfshari, R. (2019). Effect of hormone priming and deterioration of seed germination characteristics and antioxidant enzymes activity in corn cultivars seed (Zea mays L.). Iranian Journal of Seed Science and Research, 6(2), 229-243.    https://doi.org/10.22124/jms.2019.3602 [In Persian].
Rashidy, S. (2019). The study of the effects of cytokinin and gibberellin on germination characteristics and antioxidant enzymes activity in deteriorated seeds of corn cultivars (Zea mays L.). Journal of Plant Environmental Physiology, 295, 110-125. http://ecophysiologi.gorganiau.ac.ir/article_671942.html [In Persian].
Raza, S. H., Athar, H. R., Ashraf, M., & Hameed, A. (2007). Glycinebetaine-induced modulation of antioxidant enzymes activities and ion accumulation in two wheat cultivars differing in salt tolerance. Environmental and Experimental Botany, 60(3), 368-76   http://dx.doi.org/10.1016/j.envexpbot.2006.12.009
Rhaman, M. S., Imran, S., Rauf, F., Khatun, M., Baskin, C. C., Murata, Y., & Hasanuzzaman, M. (2021). Seed priming with phytohormones: An effective approach for the mitigation of abiotic stress. Plants, 10, 37.     https://doi.org/10.3390/plants10010037
Saadat, T., Alidoost, H., & Sedghi, M. (2022). The effect of priming on the activity and gene expression of antioxidant enzymes in rice. Journal of Seed Research, 11(4), 46-54. https://doi.org/10.30495/jsr.2022.1928952.1210  [In Persian]
Sachdev, S., Ansari, S. A., Ansari, M. I., Fujita, M., & Hasanuzzaman, M. (2021). Abiotic stress and reactive oxygen species: Generation, signaling, and defense mechanisms. Antioxidants, 10, 277. https://doi.org/10.3390/antiox10020277
Saddiq, M. S., Iqbal, S., Afzal, I., Ibrahim, A. M., Bakhtavar, M. A., Hafeez, M. B., Jahanzai, B., & Maqbool, M. M. (2019). Mitigation of salinity stress in wheat (Triticum aestivum L.) seedlings through physiological seed enhancements. Journal of Plant Nutrition, 42(10), 192-204. http://dx.doi.org/10.1080/01904167.2019.1609509
Sairam, R. K., Rao, K. V., & Srivastava, G. C. (2002). Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science, 163, 1037-1046.   https://doi.org/10.1016/S0168-9452(02)00278-9
Sen, A., & Puthur, J. T. (2020). Influence of different seed priming techniques on oxidative and antioxidative responses during the germination of Oryza sativa varieties. Physiology and Molecular Biology of Plants, 26(3), 551-565. https://doi.org/10.1007/s12298-019-00750-9
Sepehri, A., & Rouhi, H. R. (2016). Effect of cytokinin on morphological and physiological characteristics and antioxidant enzymes activity of aged groundnut (Arachis hypogaea L.) seeds under drought stress. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 5(2), 181-198. http://ijsst.areo.ir/article_108248_en.html [In Persian]
Shaaban, M., Ghaderifar, F., Sadeghipour, h., & Yamchi, A. (2017). Mechanism of deterioration in chickpea seeds, relationship between sugar hydrolysis and lipid peroxidation with Amadori and Maillard reactions. Iranian Journal of Plant Biology, 31.     https://doi.org/10.22108/ijpb.2017.21534 [In Persian]
Sheikhnawaz-Jahed, P., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R., & Sefalian, O. (2014). The effect of priming on germination characteristics of spent seeds of paper-skin pumpkin (Cucurbita pepo) under salt stress conditions. Plant Process and Function, 11(50), 309-326. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-1802-fa.html [In Persian]
Shim, I. S., Momose, Y., Yamamoto, A., Kim, D. W., & Usui, K. (2003). Inhibition of catalase activity by oxidative stress and its relationship to salicylic acid accumulation in plants. Plant Growth Regulation, 39(3), 285-292. http://dx.doi.org/10.1023/A:1022861312375
Shooryabi, M., Ganjeali, A., & Abrishamci, P. (2012). Investigating the effect of salicylic acid on enzymes activity and antioxidant compounds of chickpea (Cicer arietinum L.) cultivars under drought stress. Environmental Stresses in Crop Sciences, 5(1), 41-54. https://doi.org/10.22077/escs.2012.113  [In Persian].
Soltani, A., Galeshi, S., Zeinali, E., & Latifi, N. (2001). Genetic variation for and interrelationships among seed vigor traits in wheat from the Caspian Sea voasts of Iran. Seed Science and Technology, 29(3), 653-662. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20013151205
Sourazar, K., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. (2022). The effect of priming on physiological and biochemical traits of French bean (Phaseolus vulgaris) under cobalt chloride stress. Iranian Journal of Seeds Research, 9(1), 7. http://yujs.yu.ac.ir/jisr/article-1-524-fa.html [In Persian].
Strelec, I., Hardi, Z. U., & Hlevnjak, M. (2008). Accumulation of Amadori and Maillard products in wheat seeds aged under different storage conditions. Croatica Chemica Acta, 81(1), 131-137. https://hrcak.srce.hr/23436
Subramanyam, K., Laing, G. D., & Van Damme, E. J. M. (2019). Sodium selenate treatment using a combination of seed priming and foliar spray alleviates salinity stress in rice. Frontiers in Plant Science, 10, 1-17.       https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00116
Sun, W. Q., & Leopold, A. C. (1995). The Maillard reaction and oxidative stress during aging of soybean seeds. Plant Physiology, 94, 94–104. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1995.tb00789.x
Tayyab, N., Naz, R., Yasmin, H., Nosheen, A., Keyani, R., Sajjad, M., Hassan, M. N., & Roberts, T. H. (2020). Combined seed and foliar pre-treatments with exogenous methyl jasmonate and salicylic acid mitigate droughtinduced stress in maize. Plos One, 15, e0232269.         https://doi.org/10.1371/journal.pone.0232269
Thirajah, M., & Kapilan, R. (2015). Effect of aging on the germination characteristics and enzyme activity of sunflower seeds. International Journal of Research and Innovations in Earth Science, 2(6), 147-150. https://www.researchgate.net/publication/291357524
Varier, A., Kuriakose, A., & Dadlani, M. (2010). The subcellular basis of seed priming. Current Science, 99 (4), 450-456. http://www.jstor.org/stable/24109568
Velikova, V., Yordanov, I., & Edreva, A. (2000). Oxidaive stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Protective role of exogenous polyamines. Plant Science, 151, 59-66.        https://doi.org/10.1016/S0168-9452(99)00197-1
Veselovsky, V. A., & Veselova, T. V. (2012). Lipid peroxidation, carbohydrate hydrolysis, and amadori maillard reaction at early stages of dry seed aging. Russian Journal of Plant Physiology, 59(6), 811817. https://doi.org/10.1134/S1021443712030181
Wang, Y., Liu, C., Li, K., Sun, F., Hu, H., Li, X., Zhao, Y., Han, C., Zhang, W., Duan, Y., Liu, M., & Li, X. (2007). Arabidopsis EIN2 modulates stress response through abscisic acid response pathway. Plant Molecular Biology, 64, 633–644. https://doi.org/10.1007/s11103-007-9182-7
Wani, A. S., Ahmad, A., Hayat, S., & Tahir, I. (2023). Epibrassinolide and proline alleviate the photosynthetic and yield inhibition under salt stress by acting on antioxidant system in mustard. Plant Physiology and Biochemistry, 135, 385–394. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2019.01.002
Wettlaufer, S. H., & Leopold, A. C. (1991). Relevance of Amadori and Maillard products to seed deterioration. Plant Physiology, 97, 165-169.           https://doi.org/10.1104/pp.97.1.165
Xia, X-J., Zhou, Y. H., Shi, K., Zhou, J., Foyer, C. H., & Yu, J. Q. (2015). Interplay between reactive oxygen species and hormones in the control of plant development and stress tolerance. Journal Experimental Botany, 66 (28), 39–56.            https://doi.org/10.1093/jxb/erv089
Yari, L., Sedghi, M., Hamidi, A., & Seyed Sharifi, R. (2019). Effect of seed treatments on Amadori and Maillard products change and seed vigour in barley (Hordeum vulgare L.) After 8 month storage. Iranian Journal of Seed Science and Research, 6(2), 189-201.    https://doi.org/10.22124/jms.2019.3599 [In Persian]
Yasir, T. A., Muhammad Ateeq, M., Wasaya, A., Hussain, M., Sarwar, N., Khura Mubeen, K., Aziz, M., Iqbal, M. A., Ogbaga, C., Al-Ashkar, I., Md Atikur, R., & El Sabagh, A. (2023). Seed priming and foliar supplementation with β-aminobutyric acid alleviates drought stress through mitigation of oxidative stress and enhancement of antioxidant defense in linseed (Linum usitatissimum L.). Phyton, 92(11), 3114-3131. https://doi.org/10.32604/phyton.2023.029502
Yousif Abdullah Al Hijab, L., Al-Hazmi, N. E., & Naguib, D. M. (2024). Rhizobacteria priming improves common bean seeds germination under different abiotic stresses through improving hydrolysis and antioxidant enzymes kinetics parameters. Rhizosphere, 29, 100842.    https://doi.org/10.1016/j.rhisph.2023.100842
Zand, B., Soroosh zadeh, A., Ghanati, F., & Moradi, F. (2010). Effect of zinc and auxin foliar application on some anti-oxidant enzymes activity in corn leaf. Journal of Plant Biological Sciences, 2(3), 35-48.  https://civilica.com/doc/1376688 [In Persian].
Journal of Plant Biological Sciences
Volume 16, Issue 3 - Serial Number 61
September 2024
Pages 21-48

Files

History

  • Receive Date: 22 May 2025
  • Revise Date: 03 August 2025
  • Accept Date: 05 August 2025

Share

How to cite

Statistics