تأثیر متیل جاسمونات بر رشد و تولید ترکیبات فنلی در کالوس گیاهDracocephalum polychaetum Bornm.

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

گروه زیست‌شناسی گیاهی و جانوری، دانشکده علوم و فناوری‌های زیستی، دانشگاه اصفهان، اصفهان، ایران

چکیده

گیاه مفرو یا Dracocephalum polychaetum Bornm. یکی از گیاهان دارویی متعلق به خانواده نعنائیان و بومی ایران است. این پژوهش با هدف بررسی اثر غلظت‌های مختلف متیل جاسمونات بر رشد، تولید ترکیبات فنلی و فعالیت آنزیم‎های بیوسنتز کننده آن، فنیل آلانین آمونیالیاز (PAL) و تایروزین آمونیالیاز (TAL) در کالوس گیاه مفرو در شرایط کشت درون شیشه­ای انجام شد. بدین منظور پس از القاء کالوس از هیپوکوتیل در محیط MS+4mg/L BAP+1.5mg/L NAA و چند مرحله واکشت کردن، کالوس­ها به مدت 14 روز تحت تیمار با غلظت‌های 0، 10 ، 25، 50، 100 و 150 میکرومولار متیل جاسمونات قرار گرفتند. متیل جاسمونات سبب افزایش وزن تر، سرعت رشد، محتوای ترکیبات فنلی، فلاونوئید، فلاونول و فعالیت آنزیم­های PAL وTAL در کالوس این گیاه در مقایسه با شاهد شد. بر اساس نتایج، بالاترین میزان رشد کالوس، محتوای ترکیبات فنلی و فعالیت آنزیم­های PAL و TAL در کالوس تحت تیمار با 50 میکرومولار متیل جاسمونات مشاهده شد. علاوه بر این، کالوس­های تیمار شده با 25 میکرومولار متیل جاسمونات بالاترین وزن تر کالوس را نشان دادند. این نتایج نشان دادند متیل جاسمونات در غلظت بهینه 25 و 50 میکرومولار می­تواند بدون اینکه بر رشد کالوس اثر منفی بگذارد، به طور موثر تولید ترکیبات فنلی را تحریک کند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

The effect of Methyl jasmonate on growth and phenolic compound production in callus cultures of Dracocephalum polychaetum Bornm

نویسندگان [English]

  • Zeinab Khosravi Khouzani
  • Marzieh Taghizadeh
Department of Plant and Animal Biology, Faculty of Biological Science and Technology, University of Isfahan, Isfahan, Iran
چکیده [English]

Dracocephalum polychaetum Bornm. a species in the Lamiaceae family is a medicinal herb native to Iran. This study aims to investigate the impact of various concentrations of methyl jasmonate on the growth, and production of phenolic compounds, as well as the activity of phenylalanine ammonia-lyase (PAL) and tyrosine ammonia-lyase (TAL) in D. polychaetum callus under in vitro conditions. For callus induction, hypocotyl sections were cultured in MS medium supplemented with 4 mg/L BAP+1.5 mg/L NAA. Following several subcultures, the callus was exposed to concentrations of 0, 10, 25, 50, 100, and 150 µM methyl jasmonate for 14 days. The application of methyl jasmonate increased fresh weight, callus growth rate, content of phenolic compounds, flavonoids, flavonols, and the activity of PAL, and TAL enzymes in the treated callus compared to the control. The highest callus growth rate, total phenolic compounds, PAL, and TAL enzyme activity were observed in callus treated with 50 µM of methyl jasmonate. Furthermore, callus treated with 25 µM of methyl jasmonate exhibited the highest fresh weight. These findings suggested that methyl jasmonate at optimal concentrations of 25 and 50 µM can effectively stimulate the production of phenolic compounds without adverse impact on callus growth.
.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Callus
  • Medicinal plants
  • Methyl jasmonate
  • Phenolic compounds

تنوع و پراکنش بالای گیاهان خانواده نعناء Lamiaceae در ایران، این گیاهان را به یکی از مهم­ترین خانواده­های گیاهی در فلور ایران تبدیل کرده است (Jamzad, 2013) گیاه Dracocephalum polychaetum Bornm. یا مفرو یکی از گیاهان دارویی از اعضای خانواده Lamiaceae و بومی ایران بوده و تنها در ارتفاعات کوه­های هزار واقع در جنوب استان کرمان می­روید (Boroomand et al., 2018; Khodami et al., 2011). خواب پیچیده‌ی بذر، رشد در ارتفاعات زیاد و هوای سرد از جمله عوامل محدودیت رویش و پراکنش این گونه‌ی گیاهی در منطقه جغرافیایی خاص است. همچنین تغییرات اقلیمی، کاهش بارندگی و برداشت بی‌رویه انسان سبب کاهش روز افزون جمعیت این گیاه در زیستگاه خود شده است (Mehrabani et al., 2005). حضور متابولیت‌های ثانویه ارزشمندی همچون مونوترپن‌ها مانند پریل آلدهید و لیمونن و ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی مانند آپیژین، لوتئولین، نارینجین، کوئرستین، روتین، رزمارینیک اسید، تیمول و کاروکرول سبب خواص درمانی و اهمیت دارویی این گیاه شده است (Mehrabani et al., 2005; Taghizadeh et al., 2019). متابولیت­های ثانویه طیف وسیعی از ترکیبات تولید شده توسط گیاهان هستند که عملکرد­های مختلفی در گیاهان دارند. این ترکیبات در ارتباطات گیاه با محیط اطراف خود، دفاع گیاهان و مقابله با شرایط تنش نقش دارند (Hartmann, 2007; Jan et al., 2021). بیش از 2140000 متابولیت ثانویه در گیاهان شناخته شده (Durairaj et al., 2018) و ترکیبات فنلی بزرگ‌ترین گروه متابولیت‌های ثانویه به شمار می‌روند. ترکیبات فنلی به­عنوان آنتی‌اکسیدان‌های قوی گیاهی به خنثی­سازی تنش اکسیداتیو ناشی از تنش‌های زیستی و غیرزیستی و دفاع از گیاه در برابر آفات و انگل­ها می‌پردازند (Wuyts et al., 2006) و یکی از عوامل ایجاد رنگ و بو در گیاهان هستند (Zhang et al., 2022). همانطور که ترکیبات فنلی به عنوان آنتی‌اکسیدان با خاموش‌سازی گونه‌های فعال اکسیژن از آسیب به گیاه در برابر تنش‌ اکسیداتیو جلوگیری می‌کنند، حضور این ترکیبات در رژیم غذایی انسان به واسطه خواص آنتی‌اکسیدان، ضد التهاب، ضد ویروس، ضد تومور و آنتی‌آلرژیک نیز نقش بسزایی در بهبود سلامت انسان دارند (Vergara-Martínez et al., 2021; Zhang et al., 2022). گروه‌های متعدد ترکیبات فنلی از جمله فنولیک اسیدها، فلاونوئیدها، استیلبن‌ها، کومارین‌ها، تانن‌ها، لیگنین‌ها و غیره همگی از مشتقات مسیر بیوسنتزی فنیل پروپانوئید هستند که طی این مسیر بیوسنتزی، آمینواسیدهای فنیل‌آلانین و تیروزین به عنوان پیش ماده با فعالیت آبشاری آنزیم‌ها به سنتز فنیل پروپانوئیدها می‌پردازند (Marchiosi et al., 2020; Vogt, 2010). آنزیم‌های PAL یا PTAL، آنزیم­های آغاز کننده سنتز ترکیبات فنلی و کلیدی در تنظیم بین مسیر شیکیمات و مسیر بیوسنتز فنیل پروپانوئیدها هستند که جریان کربن بین متابولیسم اولیه و ثانویه را تنظیم می­کنند (Barros & Dixon, 2020).

اگرچه استفاده از متابولیت‌های ثانویه در صنایع دارویی، غذایی، آرایشی و عطرسازی اهمیت اقتصادی فراوانی دارد، اما سنتز این ترکیبات در گیاهان به کندی انجام شده و کمتر از 1% از وزن خشک گیاهان را به خود اختصاص می‌دهند (Namdeo, 2007). از طرفی برداشت بی­رویه گیاهان دارویی از زیستگاه‌های طبیعی خود سبب تخریب زیستگاه و کاهش شدید در جمعیت طبیعی این گیاهان و رویارویی این گیاهان با خطر انقراض شده است. از این رو جهت بهره برداری پایدار از این منابع ارزشمند گیاهی، روش‌های مختلفی از جمله زراعی سازی این گیاهان، سنتز شیمیایی این ترکیبات و استفاده از روش‌های بیوتکنولوژی پیشنهاد شده که استفاده از روش‌های بیوتکنولوژی یکی از مناسب‌ترین راه‌ها جهت افزایش تولید متابولیت‌های ثانویه است ( Halder et al., 2019; Iannicelli et al., 2020). به کمک روش­های بیوتکنولوی با کشت سلول، بافت و اندام گیاهی و یا ریزازدیادی گیاهان و به کارگیری راهبرد­های مختلفی مانند انتخاب لاین سلولی با توانایی تولید محصول بیشتر، اصلاح محیط کشت و استفاده از محرک­ها (Elicitation)، کشت ریشه موئین، کشت سلول در مقیاس بزرگ در راکتورهای زیستی، بیوترانسفورماسیون (Biotransformation) وplant cell immobilization  (تثبیت سلول‌های گیاهی) می­توان تولید متابولیت­های ثانویه را بدون تخریب زیستگاه و با حفظ تنوع زیستی افزایش داد (M. Halder et al., 2019; Madani et al., 2021; Namdeo, 2007). براساس مطالعات پیشین در میان انواعی از روش‌های کشت سلول و بافت گیاهی، کشت کالوس، سوسپانسیون سلولی و ریشه‌های موئین پتانسیل بالاتری در تولید متابولیت‌های ثانویه در مقیاس صنعتی دارند. معمولاً در محل زخم در گیاه، توده‌ی سلولی تمایز نیافته‌ای تحت عنوان کالوس تجمع می‌یابد. جهت به کارگیری کالوس در بیوتکنولوژی می‌توان این توده سلولی تمایز نیافته را از تمامی بخش‌های گیاه با استفاده از هورمون‌های رشد گیاهی (اکسین و سیتوکینین) در کشت درون شیشه‌ای (in-vitro) به دست آورد. سلول‌های کالوس در بسیاری از صفات مشابه با سلول‌های تمایز نیافته مریستمی هستند و قابلیت تمایز یابی به انواع بافت، اندام و گیاه کامل را دارند. استفاده از کالوس جهت تولید متابولیت‌های ثانویه در مقیاس بالا، تولید آنتی‌بادی و پروتئین‌های نوترکیب درمانی و باززایی گیاهان زراعی و باغبانی از کالوس را می‌توان مواردی از کابرد‌های کشت کالوس برشمرد (Efferth, 2019). تا امروز تعداد کمی از متابولیت­های ثانویه برای مصارف دارویی، عطرسازی، آرایشی و صنایع غذایی در مقیاس صنعتی تولید شده­اند که شامل کشت سوسپانسون سلولی Lithospermum erythrorhizon برای تولید شیکونین و Captis japanica برای تولید بربرین، کشت سلول در Coleus blumei برای تولید رزمارینیک اسید، Papaver somniferum برای تولید سانگواینارین و  Taxus bervifoliaبرای تولید پاکلی تاکسل است (Madani et al., 2021). استفاده از روش کشت کالوس در افزایش تولید رزمارینیک اسید در گیاه Salvia miltiorrhiza (Morimoto et al., 2004). و کوئرستین از کالوس گیاه Chrysanthemum cinerariefolium (Purwianingsih et al., 2016) مؤثر بوده است.

یکی از روش‌های مؤثر در افزایش تجمع متابولیت‌های ثانویه در گیاهان استفاده از محرک‌ها (Elicitation) است. محرک‌ها مولکول­های سیگنال با منبع زیستی و غیر زیستی هستند که سبب فعال شدن پاسخ­های تنش و سیستم دفاعی در سلول شده و منجر به افزایش سنتز و تجمع متابولیت­های ثانویه در سلول می­شوند (Halder et al., 2019; Thakur et al., 2019) جاسمونیک اسید و مشتقات آن مانند متیل­جاسمونات، گروهی از هورمون­های رشد گیاهی هستند که یکی از مهم­ترین نقش­های آن­ها القاء پاسخ­های دفاعی در برابر انواعی از تنش‌های زیستی و غیرزیستی است (Yu et al., 2018)، همین ویژگی، جاسمونات­ها بویژه متیل جاسمونات (MJ) را به یکی از مهم­ترین محرک­ها جهت افزایش تولید و تجمع متابولیت­های ثانویه تبدیل کرده است (Ruan et al., 2019). هنگام حضور متیل­جاسمونات در محیط کشت سلول­های گیاهی، MJ به گیرنده‌های سطح غشاء سلول متصل شده و سبب فعال‌سازی مسیر سیگنالینگ و پراکسیداسون لیپید­های غشایی شده و تولید ROS (Reactive oxygen species) در سلول افزایش می­یابد. ROS در غلظت­های کم، مولکول­های پیام‌رسان ثانویه هستند که تولید مولکول­های سیگنال مانند جاسمونیک­اسید، سالیسیلیک­­اسید، اتیلن و نیتریک­اکسید را در گیاه تحریک می­کند و سبب بیان ژن­های پاسخ به تنش در سلول از جمله بیان ژن‌های مرتبط با مسیرهای بیوسنتز متابولیت‌های ثانویه می­شود (Ho et al., 2020; Hu et al., 2009). همچنین MJ به عنوان یک مولکول سیگنال، سبب تحریک فعالیت آنزیم­های تولیدکننده­ ROS (NADPH اکسیداز) و تولید ROS بیشتر می­شود. تولید بیش از حد رادیکال­های آزاد، سلول را دچار تنش اکسیداتیو می­کند. حضور غلظت بالایی از رادیکال­های آزاد در سلول، سلول را دچار آسیب می­کند. برای جلوگیری از آسیب به سلول، سیستم آنتی‌اکسیدانی آنزیمی و غیر آنزیمی سلول از جمله متابولیت‌های ثانویه از جمله فنل­ها وارد عمل می­شود که به پاک‌سازی و مقابله با رادیکال های آزاد می­پردازد (Ho et al., 2020). بنابراین، با توجه به اهمیت گیاه مفرو از نظر دارویی و پژوهش­های بسیار اندک انجام شده بر روی این گیاه، هدف از انجام این پژوهش بررسی اثر غلظت‌های مختلف متیل­جاسمونات به عنوان یک محرک زیستی بر رشد و تولید ترکیبات فنلی به عنوان بخشی از سیستم دفاع آنتی­اکسیدانی غیر آنزیمی و تأثیر بر فعالیت آنزیم PAL و TAL در مسیر بیوسنتز این ترکیبات در کالوس گیاه D. polychaetum Bornm. است.

 

مواد و روش‌ها

القاء کالوس و تیمار متیل جاسمونات

بذرهای گیاه D. poltchaetum پس از استریل شدن جهت رشد هیپوکوتیل، به مدت 28 روز در محیط MS+10 mg/l GA3    کشت و سپس در تاریکی و دمای 2±23 سانتی­گراد قرار داده شدند. سپس هیپوکوتیل به دست آمده به عنوان ریز نمونه جهت القاء کالوس در محیط کشت MS+4mg/L BAP+1.5mg/L NAA به همراه 20 گرم در لیتر ساکاروز و آگار 6/0%  قرار داده شد (Taghizadeh et al., 2020). جهت تیماردهی، پس از چند مرحله واکشت، کالوس­ها به محیط کشت حاوی غلظت‌های0، 10، 25، 50، 100 و 150 میکرومولار متیل جاسمونات منتقل شدند. پس از گذشت 14 روز از تیماردهی، کالوس­ها برداشت و جهت اندازه‌گیری پارامترهای رشد و فیزیولوژیکی، در دمایºC70 - نگهداری شدند.

 

 

سرعت رشد کالوس

جهت بررسی اثر غلظت‌های مختلف تیمار متیل جاسمونات بر رشد کالوس، اختلاف وزن تر سلول‌ها در روز صفر و روز 14 (انتهای مدّت تیماردهی) و میانگین سرعت رشد کالوس (CGR) (Callus Growth Rate) با اندازه‌گیری اختلاف قطر کالوس در روز‌های صفر، 7 و 14 مورد بررسی قرار گرفت (Golkar et al., 2017).

 

محتوای فنل کل، فلاونوئید و فلاونول‌ها

500 میلی­گرم از وزن تر کالوس برداشت شده در روز 14 به همراه 2 میلی‌لیتر متانول 80% سائیده شد و هموژنات حاصل به مدّت 15 دقیقه و با دور rpm 3000 شد و محلول رویی جهت اندازه‌گیری محتوای فنل کل، فلاونوئید کل و فلاونول مورد استفاده قرار گرفت. جهت اندازه گیری محتوای فنل کل از روش Folin-ciocalteau، به 250 میکرولیتر از عصاره متانولی، 750 میکرولیتر معرف  Folin-ciocalteu ( 10 %) اضافه و ورتکس شد. سپس 500 میکرولیتر سدیم کربنات 5/7 % اضافه شد و نمونه­ها به مدت 75 دقیقه در دمای محیط و تاریکی انکوبه شدند. مقدار جذب نمونه­ها در طول موج 765 نانومتر در مقابل بلانک خوانده و سپس محاسبه محتوای فنل کل توسط منحنی استاندارد گالیک اسید انجام شد. نتایج حاصل بر حسب میلی­گرم گالیک اسید بر حسب گرم وزن تر سلول گزارش شد (Singleton et al., 1999).

جهت اندازه‌گیری محتوای فلاونوئید از روش آلومینیوم کلراید (Chang et al., 2002) استفاده شد. ابتدا به 100 میکرولیتر عصاره، 200 میکرولیتر متانول 80% ،200 میکرولیتر آلومینیوم کلراید (10%) و 200 میکرولیتر محلول سدیم استات یک مولار اضافه شد و پس از اندکی ورتکس کردن به مدت 30 دقیقه در تاریکی و دمای اتاق نگهداری شد. مقدار جذب نمونه­ها در طول موج 415 نانومتر اندازه‌گیری و نتایج حاصل با منحنی استاندارد کوئرستین و برحسب میلی­گرم کوئرستین بر گرم وزن تر سلول­ها گزارش شد.

برای اندازه‌گیری محتوای فلاونول، 250 میکرولیتر عصاره به همراه 250 میکرولیتر محلول آلومینیوم کلرید 2% و 5/1 میلی‌لیتر محلول سدیم استات 5% ترکیب شده و به مدت 5/2 ساعت در تاریکی و در دمای اتاق قرار گرفت. جذب کمپلکس زرد رنگ تشکیل شده در طول موج 440 نانومتر خوانده شد. مقدار فلاونول موجود در هر نمونه به کمک منحنی استاندارد کوئرستین و برحسب میلی­گرم کوئرستین بر گرم وزن تر سلول‌ها گزارش شد.

 

فعالیت آنزیم‌های PAL و TAL

برای استخراج و سنجش فعالیت آنزیم­های PAL بر اساس روش Beaudoin و همکاران (Beaudoin-Eagan & Thorpe, 1985) 300 میلی­گرم از کالوس تازه با 5/1 میلی­لیتر بافر تریس – کلریدریک اسید50 میلی مولار (8=pH) حاوی 2-مرکاپتو اتانول 4/14 میلی مولار و 5% PVP (Polyvinylpyrrolidone) درون هاون چینی روی یخ (دمای ºC4) هموژنایزر شد. سپس مخلوط حاصل به مدت 20 دقیقه و با دور rpm 10000  در دمای ºC4 سانتریفیوژ و محلول رویی جداسازی و به لوله­های جدید منتقل شد.

برای سنجش فعالیت آنزیم PAL به 8/1 میلی‌لیتر بافر واکنش تریس- هیدروکلریک اسید 500 میکرو مولار (8=pH) حاوی 6 میکرومول فنیل آلانین به عنوان سوبسترای آنزیمPAL  و جهت انجام واکنش بین آنزیم و سوبسترا، نمونه­ها به مدّت 60 دقیقه در بن ماری با دمای 37 درجه سانتی­گراد قرار گرفت و در انتها با افزودن 50 میکرولیتر محلول هیدروکلریک اسید 5 نرمال به مخلوط واکنش، واکنش آنزیمی متوقف شد و مقدار ترانس-سینامیک اسید تشکیل شده، محصول آنزیم PAL، با خواندن شدت جذب در طول موج 290 نانومتر با اسپکتروفتومتر انجام شد. فعالیت ویژه آنزیم PAL با در نظر گرفتن ضریب خاموشی آن­ محاسبه و برحسب نانو مول تولید محصول در میلی‌گرم پروتئین کل بر گرم وزن تر کالوس گزارش شد.

جهت سنجش میزان فعالیت آنزیم TAL، به 8/1 میلی­لیتر بافر تریس- کلریدریک اسید 500 میکرومولار (8=pH) حاوی 5/5 میکرو مول تیروزین به عنوان سوبسترا، 200میکرولیتر عصاره­ی آنزیمی اضافه شد و جهت انجام واکنش بین آنزیم و سوبسترا، نمونه­ها به مدت 60 دقیقه در بن ماری با دمای 37 درجه سانتی گراد قرار گرفت و در انتها با افزودن 50 میکرولیتر محلول هیدروکلریک اسید 5 نرمال به مخلوط واکنش، واکنش آنزیمی متوقف شد. مقدار p-کوماریک اسید تشکیل شده، حاصل فعالیت آنزیم TAL، با اندازه­گیری شدت جذب در طول موج 333 نانومتر به کمک دستگاه اسپکتروفتومتر بررسی و فعالیت ویژه­ی آنزیم بر حسب نانومول p-کوماریک اسید تولید شده در میلی­گرم پروتئین کل بر گرم وزن تر کالوس گزارش شد (Beaudoin-Eagan & Thorpe, 1985).

ﺗﺠﺰﯾـﻪوﺗﺤﻠﯿـﻞ آﻣﺎری دادهﻫﺎ ﺑﺎ ﻧـﺮم اﻓـﺰار آﻣـﺎری SPSS نسخه 26 اﻧﺠـﺎم ﺷـــﺪ.  ﻣﻘﺎﯾﺴــﻪ میانگین داده­ها با آزمون دانکن در ﺳـﻄﺢ اﺣﺘﻤﺎل5درﺻﺪ اﻧﺠﺎم ﺷﺪ. ﺑـﺮای رﺳـﻢ ﻧﻤﻮدارﻫـﺎ از ﻧﺮم اﻓﺰار Excel اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ.

 

نتایج

اثر متیل جاسمونات بر رشد کالوس

جهت بررسی تأثیر متیل جاسمونات بر رشد سلول‌ها، اختلاف وزن تر سلول‎ها در ابتد (روز صفر) و انتهای تیمار (روز 14) و همچنین میانگین سرعت رشد کالوس در روزهای 0، 7 و 14 مورد بررسی قرار گرفت. همانطور که در شکل 1-a مشاهده می‌شود، غلظت‌های 10، 25 و 50 میکرومولار متیل جاسمونات سبب افزایش وزن تر کالوس نسبت به شاهد شدند. این افزایش در تیمار 10 و 50 میکرومولار متیل جاسمونات نسبت به شاهد معنی­دار بود. بیشترین افزایش در وزن تر در تیمار 50 میکرومولار (67/1 برابر بیشتر نسبت به شاهد) مشاهده شد. با افزایش غلظت تیمار به 100 و 150 میکرومولار، متیل جاسمونات سبب کاهش معنی­دار در وزن تر و رشد کالوس‌ها شد. در سلول‌های تیمار شده با بیشترین غلظت متیل جاسمونات کاهش رشد 53 درصدی در وزن تر کالوس نسبت به شاهد مشاهده شد. همچنین میانگین سرعت رشد کالوس در این پژوهش روندی مشابه با اختلاف وزن تر سلول‌ها نشان داد. متوسط نرخ رشد در کالوس‌های تحت تیمار با غلظت‌های پائین متیل جاسمونات نسبت به شاهد افزایش معنی­دار و با افزایش غلظت تیمار روند کاهشی در نرخ رشد مشاهده شد. غلظت­های 10 و 25 میکرومولار متیل جاسمونات سبب افزایش معنی­داری (به ترتیب 46/1 و 66/1 برابری) در میانگین سرعت رشد کالوس در مقایسه با شاهد شد. نرخ سرعت رشد در غلظت 50 و 100 میکرومولار تفاوت معنی­داری نسبت به نمونه شاهد نشان نداد و در کالوس­های تیمار شده با غلظت 150 میکرومولار، کاهش 48/31 درصدی نسبت به نمونه شاهد مشاهده شد (شکل 1-b).

شکل 1- اثر غلظت‌های مختلف متیل جاسمونات بر وزن تر (a) و نرخ رشد (b) در کالوس گیاه D. polychaetum. ∆: تفاوت وزن تر کالوس در روز صفر و 14. مقادیر براساس میانگین سه تکرار  SE نشان داده شده و حروف نامشابه معرف معنی­دار بودن براساس آزمون دانکن (P≤0.05) است.

Figure 1- Effect of the methyl jasmonate (MJ) concentrations (0, 10, 25, 50, 100 and 150 μM) on the (a) Fresh weight, and (b) Callus growth rate (CGR) in D. polychaetum callus. ∆: The weight difference of the callus from Day 0 to Day 14. Data are mean values of three replicates ± SE. Dissimilar letters indicate significant differences based on Duncan’s test (P≤0.05).

 

اثر متیل جاسمونات بر محتوای فنل کل، فلاونوئید و فلاونول‌ها

در این پژوهش محتوای فنل کل، فلاونوئید و فلاونول‌ها تحت تأثیر غلظت‌های مختلف متیل جاسمونات مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد غلظت‌های 25 و 50 میکرومولار متیل جاسمونات محتوای فنل کل را به طور معنی­دار و به ترتیب 56/1 و 68/1 برابر نسبت به نمونه شاهد افزایش داد در حالی­که سایر غلظت‌های تیمار سبب ایجاد تفاوت معنی­داری در محتوای فنل کل نسبت به نمونه شاهد نشدند (شکل 2-a). کالوس‌های تحت تیمار با غلظت‌های 25، 50، 100 و 150 میکرومولار متیل جاسمونات همگی افزایش معنی­داری در محتوای فلاونوئید کل نسبت به شاهد نشان دادند. اگرچه بین این غلظت‌های تیمار اختلاف معنی­داری وجود نداشت، با این حال با افزایش غلظت تیمار، محتوای فلاونوئیدی روند افزایشی از خود نشان داد. در کالوس‌های تیمار شده با غلظت 10 میکرومولار متیل جاسمونات کاهش معنی­داری در محتوای فلاونوئیدی مشاهده شد (شکل2-b). محتوای فلاونول در کالوس‌های تحت تیمار با تمامی غلظت‌‌های متیل جاسمونات به غیر از غلظت 25 میکرومولار نسبت به نمونه شاهد به طور معنی­داری افزایش یافت. این افزایش در کالوس تحت تیمار با غلظت 100 میکرومولار به حداکثر مقدار خود رسیده و محتوای فلاونول در این غلظت از تیمار حدود 4/2 برابر نسبت به سلول‌های شاهد بیشتر بود (شکل 2-c).

شکل 2- تأثیر غلظت‌های مختلف متیل جاسمونات بر محتوای فنل کل (a)، فلاونوئید (b) و فلاونول (c) در کالوس گیاه D. polychaetum. مقادیر براساس میانگین سه تکرار  SE نشان داده شده و حروف نامشابه معرف معنی دار بودن براساس آزمون دانکن (P≤0.05) است.

Figure 2: Effect of the methyl jasmonate (MJ) concentrations (0, 10, 25, 50, 100 and 150 μM) on the (a) total phenol content; (b) flavonoid content and (c) flavonol content in D. polychaetum callus. Data are mean values of three replicates ± SE. Dissimilar letters indicate significant differences based on Duncan’s test (P≤0.05).

اثر متیل جاسمونات بر فعالیت آنزیم PAL و TAL

براساس نتایج شکل3، تیمار کالوس با غلظت‌های مختلف متیل جاسمونات سبب افزایش معنی­دار فعالیت آنزیم‌های فنیل آلانین آمونیالیاز (PAL) و تیروزین آمونیالیاز (TAL)، آنزیم‌های کلیدی و آغازگر مسیر بیوسنتز فنیل پروپانوئیدها، شد. غلظت­های 10، 25، 50 و 100 میکرومولار متیل جاسمونات به طور معنی­داری سبب افزایش فعالیت آنزیم TAL نسبت به شاهد شد. بیشترین فعالیت آنزیم TAL مربوط به تیمار 50 میکرومولار بود که افزایشی02/3 برابری نسبت به شاهد نشان داد (شکل 3-a). کالوس‌های تحت تیمار با غلظت 25 و 50 میکرومولار متیل جاسمونات نیز افزایش معنی‌داری در فعالیت آنزیم PAL نسبت به شاهد نشان دادند. مشابه با آنزیم TAL، بیشترین افزایش در فعالیت آنزیم PAL نیز در کالوس تحت تیمار 50 میکرومولار متیل جاسمونات مشاهده شد، که این افزایش حدود 36/2 برابر بیشتر نسبت به نمونه شاهد بود (شکل 3-b).

 

شکل 3- اثر غلظت‌های مختلف متیل جاسمونات بر فعالیت آنزیم‌های  (a) تیروزین آمونیالیاز (TAL) و (b) فنیل‌آلانین آمونیالیاز (PAL) در کالوس گیاه D. polychaetum. مقادیر براساس میانگین سه تکرار  SE نشان داده شده و حروف نامشابه معرف معنی دار بودن براساس آزمون دانکن (P≤0.05) است.

Figure 3. Effect of the methyl jasmonate (MJ) concentrations (0, 10, 25, 50, 100 and 150 μM) on the (a) TAL activity and (b) PAL activity in D. polychaetum callus. Data are mean values of three replicates ± SE. Dissimilar letters indicate significant differences based on Duncan’s test (P≤0.05).

همبستگی بین صفات مختلف

همبستگی بین صفات بررسی شده در جدول 1 قابل مشاهده است. بین صفات بررسی شده فلاونوئید و فلاونول نسبت به افزایش غلظت تیمار همبستگی مثبت و معنی­دار نشان دادند و سایر صفات با نسبت به افزایش غلظت تیمار همبستگی منفی نشان دادند. بین وزن تر کالوس با صفات اندازه‌گیری شده مانند نرخ رشد کالوس، محتوای فنل کل و فعالیت آنزیم‎های PAL و TAL همبستگی مثبت و معنی­داری مشاهده شد. در حالی‌که بین این صفت و محتوای فلاونوئید و فلاونول همبستگی منفی مشاهده شد که این همبستگی تنها در محتوای فلاونوئیدی معنی­دار بود. نرخ رشد کالوس علاوه بر وزن تر تنها با محتوای فلاونوئیدی همبستگی مثبت و معنی­داری نشان داد و همبستگی بین نرخ رشد و سایر صفات معنی­دار نبود. محتوای فلاونوئیدی و فلاونولی بررسی شده با یکدیگر همبستگی مثبت و معنی­داری نشان دادند. محتوای فنل کل همبستگی مثبت، معنی­دار و قابل توجهی با فعالیت آنزیم PAL و TAL نشان داد. همچنین همبستگی میان فعالیت آنزیم PAL و فعالیت آنزیم TAL نیز مثبت و معنی­دار بود.

 

 

 

جدول 1- ضرایب همبستگی بین صفات مختلف در کالوس گیاه D. polychaetum تحت غلظت­های مختلف متیل جاسمونات. MJ: متیل جاسمونات، CGR: نرخ رشد کالوس، FW: وزن تر، TPC: محتوای فنل کل، TFD: محتوای فلاونوئید، TFL: محتوای فلاونول، PAL: آنزیم فنیل‌آلانین آمونیالیاز و TAL: آنزیم تیروزین آمونیالیاز.

Table 1- Trait correlation between different traits of D. polychaetum callus under methyl jasmonate treatment. MJ: Methyl jasmonate, CGR: Callus growth rate. FW: fresh weight, TPC: total phenolic compound, TFD: total flavonoid content, TFL: total flavonol content, TAL: tyrosine ammonia lyase, PAL: phenylalanine ammonia-lyase.

 

MJ

FW

CGR

TPC

TFD

TFL

PAL

TAL

MJ

1

 

 

 

 

 

 

 

FW

-0.668**

1

 

 

 

 

 

 

CGR

-0.665**

0.589**

1

 

 

 

 

 

TPC

-0.233

0.547**

0.415*

1

 

 

 

 

TFD

0.706**

-0.495*

-0.398

0.092

1

 

 

 

TFL

0.567**

-0.146

-0.296

0.074

0.489*

1

 

 

PAL

-0.197

0.634**

0.197

0.801**

0.039

0.210

1

 

TAL

-0.135

0.545**

0.130

0.664**

0.008

0.425*

0.865**

1

** معنی­داری در سطح 1% و * معنی داری در سطح 5%

* and ** significant at P≤ 0.05 and P≤0.01 respectively

 

 

 

تجزیه مولفه­های اصلی (PCA)

نتایج حاصل از تجزیه و تحلیل اجزای اصلی (PCA) دسته­بندی بین کالوس­های شاهد و تحت تیمار با غلظت­های مختلف متیل جاسمونات را تأئید کرد و روابط بین صفات مورد پژوهش را نشان داد (شکل 3). اجزای اصلی (PC1) و (PC2) به ترتیب 67/97 و 32/3 درصد از کل واریانس در سلول­های تیمار شده و شاهد را تشکیل می­دهند. بر این اساس، سلول های تحت تیمار با متیل­جاسمونات به چهار گروه تقسیم­بندی شدند. گروه اول شامل کالوس‌‌های شاهد بود. کالوس­های تیمار شده با غلظت­های 10 و 25 میکرومولار متیل­جاسمونات گروه دوم را تشکیل دادند که به دلیل مقدار وزن تر و سرعت رشد نسبی بیشتر در یک گروه قرار گرفتند. طبق تجزیه و تحلیل PCA، غلظت 50 میکرومولار متیل جاسمونات سبب افزایش مقدار فنل کل، فلاونول، آنزیم PAL و TAL شد که گروه سوم کالوس­های تحت تیمار با متیل جاسمونات را تشکیل دادند. همچنین، سلول­های تحت تیمار با غلظت­های بالاتر، 100 و 150 میکرومولار متیل جاسمونات گروه چهارم را تشکیل دادند که سطح قابل توجهی از فلاونوئید را نشان دادند.

 

 

 

 

شکل 4- ﻧﻤﺎﯾﺶدوﺑﻌﺪی تجزیه مولفه های اصلی (PCA) ﺻﻔﺎت مورد بررسی تحت تیمار متیل جاسمونات (0، 10، 25، 50، 100 و 150 میکرومولار). CGR: نرخ رشد کالوس، FW: وزن تر، TPC: محتوای فنل کل، TFC: محتوای فلاونوئید، PAL: آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز و TAL: آنزیم تیروزین آمونیالیاز.

Figure 4- PCA biplot of the analyzed responses of D. polychaetum callus to methyl jasmonate (0, 10, 25, 50, 100 and 150 μM) treatments. CGR: Callus growth rate. FW: fresh weight, TPC: total phenolic compound, TFC: total flavonoid content, TAL: tyrosine ammonia lyase, PAL: phenylalanine ammonia-lyase.

 

 

بحث

جاسمونات­ها گروهی از هورمون­های گیاهی هستند که در کنار سایر هورمون­های درون گیاه متناسب با سیگنال­های درون و برون سلولی رشد، نمو و دفاع گیاهان را تنظیم می­کنند (Sohn et al., 2022). به کارگیری محرک‌ها در افزایش سنتز متابولیت‌های ثانویه، می‌تواند همراه با تغییرات زی‌توده نیز باشد. بر اساس نتایج به­دست آمده از شکل 1 و نتایج حاصل از PCA، غلظت‌های پائین متیل جاسمونات رشد را تحریک و غلظت‌های بالا سبب مهار رشد شد. نتایج حاصل از ضریب همبستگی تأیید­کننده این ارتباط است که بین رشد و غلظت­های مختلف متیل جاسمونات رابطه عکس وجود دارد (جدول 1). احتمالاً غلظت‌های پائین متیل جاسمونات سبب تحریک رشد و تقسیم سلولی شده و مهار رشد در غلظت‌های بالای متیل جاسمونات را می‌توان به نقش فیزیولوژیک آن در بروز پاسخ‌های پیری، تخریب کلروفیل و کاهش سیتوکینین‌های فعال نسبت داد (Andi et al., 2019; Sohn et al., 2022). همچنین ممکن است تنش اکسیداتیو و تولید بیش از حد رادیکال‌های آزاد درون سلول‌های تحت تیمار با غلظت‌های بالای متیل جاسمونات دلیلی بر مهار رشد باشد (Yazdanian et al., 2021). مشابه با نتایج به دست آمده در این پژوهش، کالوس گیاه Carum carvi نیز تحت تیمار با غلظت پائین متیل جاسمونات (25 میکرومولار) بیشترین نرخ رشد را نشان داد و با افزایش غلظت تیمار مهار رشد مشاهده شد (Rahmati et al., 2023). همچنین بر اساس پژوهشی، غلظت 25 میکرومولار متیل جاسمونات سبب افزایش رشد در سوسپانسیون سلولی دو گونه‌ی O. basilicum و O. sanctum شد، که با افزایش غلظت متیل جاسمونات رشد کاهش یافت (Mathew & Sankar, 2012). در کالوس گیاه Allium jesdianum تحت تیمار با غلظت‌های 0، 25، 50 و 100 میکرومولار متیل جاسمونات، با افزایش غلظت تیمار، کاهش نرخ رشد و وزن تر مشاهده شد (Yazdanian et al., 2021). احتمالا غلظت بالای متیل جاسمونات بطور مستقیم و غیر مستقیم از طریق ایجاد تنش اکسیداتیو و تولید بیش از حد رادیکال‌های آزاد درون سلولی سبب آسیب به سلول، کاهش رشد و کاهش تولید ترکیبات فنلی با اثر گذاری بر مسیر بیوسنتز این ترکیبات شده است.

ترکیبات فنلی بخشی از سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی غیرآنزیمی هستند و متیل­جاسمونات به عنوان مولکول سیگنال، با اثر بر بیان ژن­های پاسخ­های دفاعی، بیان عوامل تنظیمی ( فعال‌کننده و یا مهار­کننده­ها) ژن­های کدکننده­ آنزیم­های مسیر بیوسنتز متابولیت­های ثانویه، به تنظیم مسیر­های بیوسنتز کننده آن­ها و تجمع این ترکیبات در سلول و خنثی­سازی رادیکال­های آزاد و مقابله با تنش اکسیداتیو می­پردازند (Gharechahi et al., 2013; Li et al., 2022). این ترکیبات به علت حضور گروه‌های هیدروکسیل و متوکسی فراوان در ساختمان خود، به الکترون و هیدروژن دهندگان قوی تبدیل شده­اند که پتانسیل بالایی در به دام انداختن و خنثی­سازی رادیکال‌های آزاد دارند (Dumanović et al., 2021). این آنتی‌اکسیدان‌های قوی با روش­های متعددی مانند جاروب کردن رادیکال­های آزاد، انتقال هیدروژن، خاموش کردن اکسیژن یکتایی، کلات کردن یون‌های فلزی و همکاری با پراکسیدازها جهت پاکسازی H2O2 به خنثی سازی عوامل اکسید کننده و رادیکال­های آزاد در سلول می­پردازند. فنل­ها در واکنش آنتی­اکسیدانی خود به رادیکال­های فنوکسیل تبدیل شده و با واکنش با آسکوربات احیاء شده و به حالت اولیه­ی خود باز می­گردند (Khanpour-Ardestani, 2015). بر اساس نتایج حاصل، افزایش متیل جاسمونات سبب افزایش محتوای ترکیبات فنلی، فلاونوئید و فلاونول شد. در تأئید این موضوع، بررسی ضریب همبستگی بین صفات مختلف نشان داد که بین غلظت متیل جاسمونات با فلاونول و فلاونوئید همبستگی مثبت و معنی­داری وجود دارد که نشان می­دهد با افزایش غلظت متیل جاسمونات و احتمالا افزایش تنش ایجاد شده در سلول، تولید و تجمع این ترکیبات در جهت تقویت سیستم دفاعی سلول افزایش یافته است. بر اساس پژوهش­های پیشین، نقش محرک‌ها در افزایش تولید و تجمع متابولیت‌های ثانویه در کشت درون شیشه‌ای بارها گزارش شده­است (Ram et al., 2013). متیل­جاسمونات با فعالیت سیگنالینگ خود به فعال­سازی سیستم دفاع آنتی­اکسیدانی گیاه و بیوسنتز ترکیبات فنلی پرداخته است. احتمالا سلول جهت مقابله با اثرات مخرب رادیکال­های تولید شده، تجمع ترکیبات فنلی، فلاونوئید­ها و فلاونول­ها را افزایش داده است. با این حال در غلظت‌های بالای تیمار اندکی کاهش در محتوای فنلی کل مشاهده می‌شود که احتمالا ناشی از تولید بیش از حد رادیکال‌های آزاد از جمله ROS (گونه‌های فعال اکسیژن) در غلظت‌های بالای تیمار و آسیب به غشاءهای زیستی و قرارگیری ترکیبات فنلی در معرض آنزیم‌های اکسیدکننده خود، پلی فنل اکسیدازها، باشد (Hashemyan et al., 2020). همچنین ممکن است رادیکال‌های آزاد اضافی وارد واکنش با اجزای درون سلول از جمله پروتئین‌ها، آنزیم‌ها و یا اسیدهای نوکلئیک شده و سبب تغییر در بیان ژن‌ها و آنزیم‌های موثر در مسیر بیوسنتز ترکیبات فنلی شده باشد. مشابه با نتایج به دست آمده در این پژوهش، محتوای فنلی در کالوس گیاه Carum carvi نیز در غلظت‌های 25 و 50 میکرومولار متیل جاسمونات بیشترین مقدار را به خود اختصاص داده است و غلظت بالای تیمار سطوح پائین­تری از ترکیبات فنلی را شامل شده است (Rahmati et al., 2022). همچنین نتایج بررسی اثر تیمار غلظت‌های 25، 50 و 100 میکرومولار متیل جاسمونات بر کالوس Allium jesdianum نشان داد، تمامی غلظت‌های تیمار سبب افزایش در محتوای فنل کل، فلاونوئید کل و فلاونول‌های کالوس این گیاه نسبت به نمونه شاهد شدند و تیمار 50 میکرومولار متیل جاسمونات سبب بیشترین افزایش در محتوای فنلی این گیاه شد (Yazdanian et al., 2021). پژوهش­های دیگر انجام شده بر سوسپانسیون سلولی Thevetia peruviana (Mendoza et al., 2018)، کالوس گیاه Teucrium polium (Hashemyan et al., 2020). و سوسپانسیون سلولی Hypericum perforatum (Wang et al., 2015). همگی تائید کننده نقش متیل جاسمونات بر افزایش محتوای فنلی و فلاونوئیدی گیاهان تحت تیمار است.

تحریک فعالیت آنزیم‌های کلیدی مسیر بیوسنتز ترکیبات فنلی منجر به تولید تجمع ترکیبات فنیل پروپانوئیدی در سلول می شود. در این پژوهش همگام با افزایش فعالیت آنزیم‌های PAL و TAL به عنوان آنزیم‌های کلیدی و تنظیم‌کننده مسیر فنیل پروپانوئید، تجمع ترکیبات فنلی، فلاونوئیدی و فلاونولی در کالوس‌های تحت تیمار با متیل جاسمونات افزایش یافت. این دو آنزیم یکی از مهم‌ترین شاخص‌های حساس به تغییرات محیطی وهمچنین یکی از نشانگرهای بیوشیمیایی دفاعی گیاه در برابر تنش­های محیطی مطرح می­شود (Ferrer et al., 2008). تنش به سرعت بر بیان ژن PAL و TAL اثر گذاشته و تولید ترکیبات فنلی را در گیاه برای مقابله با شرایط تنش افزایش می‌دهد. تیماردهی سلول‌های گیاهی با محرک‌هایی مانند متیل جاسمونات با ایجاد شرایط تنش، سلول گیاهی را به سمت بروز پاسخ‌های دفاعی از جمله سنتز آنتی اکسیدان‌های فنلی که لازمه آن اثر بر بیان ژن‌های کد کننده و یا فعالیت آنزیم‌های کلیدی مسیر بیوسنتز آن است، می برد (Bavi et al., 2021; Ehsanpour &,Maleki, 2018; Zhang & Liu, 2015). از این رو می­توان افزایش محتوای فنلی، فلاونوئیدی و فلاونولی در این پژوهش را می‌توان ناشی از فعالیت آنزیم‌های PAL و TAL دانست. وجود همبستگی مثبت و معنی­دار بین این آنزیم­ها با محتوای ترکیبات فنلی می­تواند تائید کننده این موضوع باشد. همچنین وجود همبستگی مثبت معنی­دار بین ترکیبات فنلی، فعالیت آنزیم­های PAL وTAL با وزن تر نشان دهنده نقش مثبت این ترکیبات و مسیر بیوسنتز آن­ها در حفظ رشد و حفاظت از سلول در برابر غلظت­های متیل جاسمونات است. در پژوهش انجام شده توسط Ben Romdhane و همکاران (2022). هم­راستا با افزایش فعالیت آنزیم PAL و TAL در اثر تیمار با متیل­جاسمونات محتوای فنل و فلاونوئید کل در گیاه Phoenix dactylifera افزایش یافت. در پژوهش دیگری نیز به همبستگی میان افزایش در فعالیت آنزیم PAL و محتوای ترکیبات فنلی اشاره شده­است (Rubio et al., 2021). همچنین تیمار با جاسمونیک­اسید فعالیت آنزیم PAL و TAL و محتوای کل ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی را در برگ­های گیاه ریحان نسبت به شاهد افزایش داد (Złotek et al., 2016). در این پژوهش بیشترین افزایش در فعالیت آنزیم‌های PAL و TAL هم راستا با بیشترین مقدار ترکیبات فنلی در کالوس‌های تیمار شده با غلظت 50 میکرومولار متیل جاسمونات بود.

 

جمع­بندی

در این پژوهش به بررسی اثر غلظت­های مختلف متیل جاسمونات بر رشد و تولید ترکیبات فنلی در کالوس گیاه D. polychaetum پرداخته شد. بر اساس نتایج، متیل­جاسمونات به عنوان یک تنظیم کننده­ی رشد در غلظت­های کم با اثرات مثبت القایی سبب افزایش رشد شد. همچنین این محرک از طریق ایجاد گونه­های فعال اکسیژن سبب تحریک فعالیت آنزیم‌های PAL و TAL و افزایش تولید ترکیبات فنلی، فلاونوئیدها و فلاونول‌ها در کالوس گیاه D. polychaetum. شد. در این پژوهش غلظت­های 25 و50 میکرومولار متیل جاسمونات سبب بیشترین افزایش در محتوای ترکیبات فنلی همراه با اثر مثبت بر رشد کالوس شد، که این غلظت­های تیمار می­تواند به عنوان یک القا کننده رشد و تولید ترکیبات فنلی در نظر گرفته شد. نتایج حاصل از بررسی ضریب همبستگی بین تولید ترکیبات فنلی، رشد و فعالیت آنزیم­های PAL و TAL با تیمار MJ تائید کننده این موضوع است.

 

سپاسگزاری

نویسندگان این مقاله مراتب قدرانی خود را از دانشگاه اصفهان به منظور حمایت از انجام این پژوهش ابراز می­کنند.

Andi, S. A., Gholami, M., Ford, C. M., & Maskani, F. (2019). The effect of light, phenylalanine and methyl jasmonate, alone or in combination, on growth and secondary metabolism in cell suspension cultures of Vitis vinifera. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 199, 111625. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.111625
Barros, J., & Dixon, R. A. (2020). Plant Phenylalanine/Tyrosine Ammonia-lyases. Trends in Plant Science, 25(1), 66-79. https://doi.org/10,106/j.tplants.2019.09.011
Bavi, K., Khavari-Nejad, R. A., Najafi, F., & Ghanati, F. (2021). Stimulation of phenolic compounds production in Zataria multiflora Boiss. cell suspension culture through salicylic acid elicitation. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 34(4), 806-817. https://plant.ijbio.ir/article_2098_8a7913b5e2350d1be590a2b61690bc3a.pdf
Beaudoin-Eagan, L. D., & Thorpe, T. A. (1985). Tyrosine and Phenylalanine Ammonia Lyase Activities during Shoot Initiation in Tobacco Callus Cultures. Plant Physiology, 78(3), 438-441. https://doi.org/10.1104/pp.78.3.438
Ben Romdhane, A., Chtourou, Y., Sebii, H., Baklouti, E., Nasri, A., Drira, R., Maalej, M., Drira, N., Rival, A., & Fki, L. (2022). Methyl jasmonate induces oxidative/nitrosative stress and the accumulation of antioxidant metabolites in Phoenix dactylifera L. Biotechnology Letters, 44(11), 1323-1336.
Boroomand, N., Sadat-Hosseini, M., Moghbeli, M., & Farajpour, M. (2018). Phytochemical components, total phenol and mineral contents and antioxidant activity of six major medicinal plants from Rayen, Iran. Natural Product Research, 32(5), 564-567. https://doi.org/10.1080/14786419.2017.1315579
Chang, C.-C., Yang, M.-H., Wen, H.-M., & Chern, J.-C. (2002). Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. Journal of Food and Drug Analysis, 10.(3). https://doi.org/10.38212/2224-6614.2748
Dumanović, J., Nepovimova, E., Natić, M., Kuča, K., & Jaćević, V. (2021). The Significance of Reactive Oxygen Species and Antioxidant Defense System in Plants: A Concise Overview [Review]. Frontiers in Plant Science, 11. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.552969
Durairaj, T., Alagappan, C., Suresh, S. S. R., & Ramasamy, V. (2018). An Introductory Chapter: Secondary Metabolites. In V. Ramasamy & S. S. R. Suresh (Eds.), Secondary Metabolites (pp. Ch. 1). IntechOpen. https://doi.org/10.5772/intechopen.79766
Efferth, T. (2019). Biotechnology Applications of Plant Callus Cultures. Engineering, 5(1), 50-59. https://doi.org/10.1016/j.eng.2018.11.006
Ehsanpour, A. A., & Maleki, M. S. (2018). Effect of salicylic acid on total phenol, flavonoid, anthocyanin and PAL and TAL enzymes in tomato (Solanum lycopersicum Mill) plants. Iranian Journal of Plant Biology, 9(4), 55-68. https://doi.org/10.22108/ijpb.2018.103092.1013
Ferrer, J. L., Austin, M. B., Stewart, C., Jr., & Noel, J. P. (2008). Structure and function of enzymes involved in the biosynthesis of phenylpropanoids. Plant Physiology and Biochemistry, 46(3), 356-370. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2007.12.009
Gharechahi, J., Khalili, M., Hasanloo, T., & Salekdeh, G. H. (2013). An integrated proteomic approach to decipher the effect of methyl jasmonate elicitation on the proteome of Silybum marianum L. hairy roots. Plant Physiology and Biochemistry, 70, 115-122. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2013.05.031
Golkar, P., Amooshahi, F., & Arzani, A. (2017). The effects of salt stress on physio-biochemical traits, total phenolic and mucilage content of Plantago ovata Forsk under in vitro conditions. Journal of Applied Botany and Food Quality, 90.  https://doi.org/10.5073/JABFQ.2017.090.028
Halder, M., Sarkar, S., & Jha, S. (2019). Elicitation: A biotechnological tool for enhanced production of secondary metabolites in hairy root cultures. Engineering in Life Sciences, 19(12), 880-895. https://doi.org/10.1002/elsc.201900058
Hartmann, T. (2007). From waste products to ecochemicals: Fifty years research of plant secondary metabolism. Phytochemistry, 68(22), 2831-2846. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2007.09.017
Hashemyan, M., Ganjeali, A., & Cheniany, M. (2020). Effect of Methyl Jasmonate and Salicylic Acid Elicitors on the Production of Secondary Metabolites and Antioxidant Capacity of Teucrium polium L. in-vitro. Iranian Journal of Plant Biology, 12(2), 61-76. [In Persian]
Ho, T.-T., Murthy, H. N., & Park, S.-Y. (2020). Methyl Jasmonate Induced Oxidative Stress and Accumulation of Secondary Metabolites in Plant Cell and Organ Cultures. International Journal of Molecular Sciences, 21 (3), 716. https://www.mdpi.com/1422-0067/21/3/716
Hu, X., Li, W., Chen, Q., & Yang, Y. (2009). Early signal transduction linking the synthesis of jasmonic acid in plant. Plant Signaling and Behavior, 4(8), 696-697. https://doi.org/10.4161/psb.4.8.9181
Iannicelli, J., Guariniello, J., Tossi, V. E., Regalado, J. J., Di Ciaccio, L., van Baren, C. M., Pitta Álvarez, S. I., & Escandón, A. S. (2020). The “polyploid effect” in the breeding of aromatic and medicinal species. Scientia Horticulturae, 260, 108854. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2019.108854
Jamzad, Z. (2013). A survey of Lamiaceae in the flora of Iran. Rostaniha, 14(1), 59-67. https://doi.org/10.22092/botany.2013.101317
Jan, R., Asaf, S., Numan, M., Lubna, & Kim, K.-M. (2021). Plant Secondary Metabolite Biosynthesis and Transcriptional Regulation in Response to Biotic and Abiotic Stress Conditions. Agronomy, 11(5), 968. https://www.mdpi.com/2073-4395/11/5/968
Khanpour-Ardestani, N. (2015). Effect of methyl jasmonate on antioxidant enzyme activities, phenolic and flavonoid compounds in Scrophularia striata cell culture. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 27(5), 840-853. https://doi.org/27508
Khodami, M., Abbasnejad, M., Sheibani, V., Mobasher, M., Mehrabani, M., Anaie Goodary, A., & Salari, S. (2011). Evaluation of the analgesic and anxiolytic effects of Dracocephalum polychaetum. Physiology and Pharmacology, 15(3), 444-454.
Li, C., Xu, M., Cai, X., Han, Z., Si, J., & Chen, D. (2022). Jasmonate Signaling Pathway Modulates Plant Defense, Growth, and Their Trade-Offs. International Journal of Molecular Sciences, 23(7), 3945. https://www.mdpi.com/1422-0067/23/7/3945
Madani, H., Escrich, A., Hosseini, B., Sanchez-Muñoz, R., Khojasteh, A., & Palazon, J. (2021). Effect of Polyploidy Induction on Natural Metabolite Production in Medicinal Plants. Biomolecules, 11(6), 899. https://www.mdpi.com/2218-273X/11/6/899
Marchiosi, R., dos Santos, W. D., Constantin, R. P., de Lima, R. B., Soares, A. R., Finger-Teixeira, A., Mota, T. R., de Oliveira, D. M., Foletto-Felipe, M. d. P., Abrahão, J., & Ferrarese-Filho, O. (2020). Biosynthesis and metabolic actions of simple phenolic acids in plants. Phytochemistry Reviews, 19(4), 865-906. https://doi.org/10.1007/s11101-020-09689-2
Mathew, R., & Sankar, P. D. (2012). Effect of methyl jasmonate and chitosan on growth characteristics of Ocimum basilicum L., Ocimum sanctum L. and Ocimum gratissimum L. cell suspension cultures. African Journal of Biotechnology, 11(21), 4759.
Mehrabani, M., Roholahi, S., & Foruomadi, A. (2005). Phytochemical studies of Dracocephalum polychaetum Bornm. Journal of Medicinal Plants, 4(16), 36-42.
Mendoza, D., Cuaspud, O., Arias, J. P., Ruiz, O., & Arias, M. (2018). Effect of salicylic acid and methyl jasmonate in the production of phenolic compounds in plant cell suspension cultures of Thevetia peruviana. Biotechnology Reports, 19, e00273. https://doi.org/10.1016/j.btre.2018.e00273
Morimoto, S., Goto, Y., & Shoyama, Y. (2004). Production of Lithospermic Acid B and Rosmarinic Acid in Callus Tissue and Regenerated Plantlets of Salvia miltiorrhiza. Journal of Natural Products - J NAT PROD, 57. https://doi.org/10.1021/np50108a020
Namdeo, A. (2007). Plant cell elicitation for production of secondary metabolites: a review. Pharmacognosy Reviews, 1(1), 69-79.
Purwianingsih, W., Febri, S., & Kusdianti. (2016). Formation flavonoid secondary metabolites in callus culture of Chrysanthemum cinerariefolium as alternative provision medicine. AIP Conference Proceedings, 1708(1). https://doi.org/10.1063/1.4941150
Rahmati, E., Khoshtaghaza, M. H., Banakar, A., & Ebadi, M. T. (2022). Decontamination technologies for medicinal and aromatic plants: A review. Food Science and Nutrition, 10(3), 784-799. https://doi.org/10.1002/fsn3.2707
Rahmati, M., Golkar, P., & Tarkesh, M. (2023). Effects of methyl jasmonate elicitation on the carvone and limonene contents, phenolic compounds and antioxidant activity in caraway (Carum carvi L.) callus cultures. Natural Product Research. https://doi.org/10.1080/14786419.2023.2169862
Ram, M., Prasad, K. V., Singh, S. K., Hada, B. S., & Kumar, S. (2013). Influence of salicylic acid and methyl jasmonate elicitation on anthocyanin production in callus cultures of Rosa hybrida L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 113(3), 459-467. https://doi.org/10.1007/s11240-013-0287-1
Ruan, J., Zhou, Y., Zhou, M., Yan, J., Khurshid, M., Weng, W., Cheng, J., & Zhang, K. (2019). Jasmonic acid signaling pathway in plants. International Journal of Molecular Sciences, 20(10), 2479. https://www.mdpi.com/1422-0067/20/10/2479
Rubio, E., vera reyes, I., Sepúlveda, E., Ramos-Valdivia, A., & Trejo-Tapia, G. (2021). Secondary metabolite production and related biosynthetic genes expression in response to methyl jasmonate in Castilleja tenuiflora Benth. in vitro plants. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 144, 1-14. https://doi.org/10.1007/s11240-020-01975-3
Singleton, V. L., Orthofer, R., & Lamuela-Raventós, R. M. (1999). Analysis of total phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of folin-ciocalteu reagent. In Methods in Enzymology, 299, 152-178). https://doi.org/10.1016/S0076-6879(99)99017-1
Sohn, S. I., Pandian, S., Rakkammal, K., Largia, M. J. V., Thamilarasan, S. K., Balaji, S., Zoclanclounon, Y. A. B., Shilpha, J., & Ramesh, M. (2022). Jasmonates in plant growth and development and elicitation of secondary metabolites: An updated overview. Frontiers in Plant Science, 13, 942789. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.942789
Taghizadeh, M., Nasibi, F., Kalantari, K. M., & Benakashani, F. (2020). Callogenesis optimization and cell suspension culture establishment of Dracocephalum polychaetum Bornm. and Dracocephalum kotschyi Boiss.: An in vitro approach for secondary metabolite production. South African Journal of Botany, 132, 79-86. https://doi.org/10.1016/j.sajb.2020.04.015
Taghizadeh, M., Nasibi, F., Kalantari, K. M., & Ghanati, F. (2019). Evaluation of secondary metabolites and antioxidant activity in Dracocephalum polychaetum Bornm. cell suspension culture under magnetite nanoparticles and static magnetic field elicitation. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 136(3), 489-498. https://doi.org/10.1007/s11240-018-01530-1
Thakur, M., Bhattacharya, S., Khosla, P. K., & Puri, S. (2019). Improving production of plant secondary metabolites through biotic and abiotic elicitation. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 12, 1-12. https://doi.org/10.1016/j.jarmap.2018.11.004
Vergara-Martínez, V. M., Estrada-Soto, S. E., Valencia-Díaz, S., Garcia-Sosa, K., Peña-Rodríguez, L. M., de Jesús Arellano-García, J., & Perea-Arango, I. (2021). Methyl jasmonate enhances ursolic, oleanolic and rosmarinic acid production and sucrose induced biomass accumulation, in hairy roots of Lepechinia caulescens. PeerJ, 9. https://doi.org/10.7717/peerj.11279
Vogt, T. (2010). Phenylpropanoid Biosynthesis. Molecular Plant, 3(1), 2-20. https://doi.org/10.1093/mp/ssp106
Wang, J., Qian, J., Yao, L., & Lu, Y. (2015). Enhanced production of flavonoids by methyl jasmonate elicitation in cell suspension culture of Hypericum perforatum. Bioresources and Bioprocessing, 2(1), 5. https://doi.org10- 1186/s40643-014-0033-5
Wuyts, N., De Waele, D., & Swennen, R. (2006). Extraction and partial characterization of polyphenol oxidase from banana (Musa acuminata Grande naine) roots. Plant Physiology and Biochemistry, 44(5), 308-314. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2006.06.005
Yazdanian, E., Golkar, P., Vahabi, M., & Taghizadeh, M. (2022). Elicitation effects on some secondary metabolites and antioxidant activity in callus cultures of Allium jesdianum Boiss. & Buhse.: methyl jasmonate and putrescine. Applied Biochemistry and Biotechnology, 194, 601-619. https://doi.org/10.1007/s12010-021-03643-4
Yu, X., Zhang, W., Zhang, Y., Zhang, X., Lang, D., & Zhang, X. (2018). The roles of methyl jasmonate to stress in plants. Functional Plant Biology, 46(3), 197-212. https://doi.org/10.1071/FP18106
Zhang, X., & Liu, C.-J. (2015). Multifaceted Regulations of Gateway Enzyme Phenylalanine Ammonia-Lyase in the Biosynthesis of Phenylpropanoids. Molecular Plant, 8(1), 17-27. https://doi.org/10.1016/j.molp.2014.11.001
Zhang, Y., Cai, P., Cheng, G., & Zhang, Y. (2022). A Brief Review of Phenolic Compounds Identified from Plants: Their Extraction, Analysis, and Biological Activity. Natural Product Communications, 17(1). https://doi.org/10.1177/1934578x211069721
Złotek, U., Szymanowska, U., Karaś, M., & Świeca, M. (2016). Antioxidative and anti-inflammatory potential of phenolics from purple basil (Ocimum basilicum L.) leaves induced by jasmonic, arachidonic and β-aminobutyric acid elicitation. International Journal of Food Science & Technology, 51(1), 163-170. https://doi.org/10.1111/ijfs.12970