تأثیر پلاسمای سرد اتمسفری و تنش کادمیوم بر شاخص‌های جوانه‌زنی و بیوشیمیایی ژنوتیپ‌های مختلف کینوا

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

گروه تولید و ژنتیک گیاهی- دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران

چکیده

جهت بررسی تأثیر پیش­تیمار پلاسمای سرد اتمسفری و تنش کادمیوم بر شاخص­های جوانه­زنی و بیوشیمیایی ژنوتیپ­های مختلف کینوا، آزمایشی به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه کامل تصادفی در سه تکرار در دانشگاه محقق اردبیلی اجرا شد. تیمارهای آزمایش شامل غلظت‌های کادمیوم در سه سطح (صفر (شاهد)، 50 و 150 میلی­گرم در لیتر)، پیش­تیمار مدت زمان پلاسمای سرد در سه سطح (صفر (شاهد)، 10 و 30 ثانیه) و ژنوتیپ­های کینوا در سه سطح (Titicaca،Q26  و Giza) بود. نتایج نشان دادند با افزایش شدت تنش کادمیوم، میانگین درصد، سرعت جوانه­زنی، وزن خشک و طول گیاهچه‌های کینوا کاهش یافت، اما پیش­تیمار پلاسمای سرد منجر به افزایش این شاخص­ها شد. در شرایط بدون تنش کادمیوم، درصد و سرعت جوانه­زنی و وزن خشک گیاهچه­های حاصل از بذرهای پیش­تیمارشده با پلاسمای سرد  به مدت 30 ثانیه در رقم  Q26 به­طور معنی­داری بیشتر از بذرهای شاهد بود. همچنین در شرایط تنش 150 میلی­گرم در لیتر کادمیوم پیش­تیمار مدت زمان پلاسمای سرد، فعالیت آنزیم­های کاتالاز، پراکسیداز و پلی فنل اکسیداز، ساپونین و محتوای پرولین را افزایش داد اما میانگین مدت جوانه­زنی و زمان تا 90 درصد جوانه­زنی را کاهش داد. پیش­تیمار بذرها به مدت 30 ثانیه پلاسمای سرد، طول گیاهچه را 79/53 درصد نسبت به تیمار شاهد افزایش داد. بیشترین تأثیر پیش­تیمار پلاسمای سرد بر شاخص­های جوانه­زنی و بیوشیمیایی در شرایط تنش 150 میلی­گرم در لیتر کادمیوم در تیمار 30 ثانیه مشاهده شد. در تمام صفات مورد بررسی رقم Q26 نسبت به دو رقم Titicaca و Giza برتری داشت. در مجموع، به‌نظر می­رسد در بین ارقام مورد بررسی، رقمQ26  نتایج بهتری در مقایسه با رقم­های دیگر نشان داد و همچنین تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد، در سطوح مختلف تنش کادمیوم از راه افزایش توان بذر و گیاهچه و افزایش فعالیت آنزیم­های پاد اکسیدانی بیشترین اثر مثبت را بر جوانه­زنی و رشد گیاهچه­های ارقام کینوا داشت.  

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

The effect of atmospheric cold plasma and cadmium stress on germination and biochemical indices of different quinoa genotypes

نویسندگان [English]

  • Salim Farzaneh
  • Fatemeh Mahmoudi
1 Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agriculture and Natural Resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran.
چکیده [English]

One of the technologies used to improve seed germination is the use of cold plasma. To investigate the effect of atmospheric cold plasma and cadmium stress on the germination and biochemical indices of different quinoa genotypes, a factorial experiment was conducted in a completely randomized design with three replications at the University of Mohaghegh Ardabili. The experimental treatments included cadmium concentrations at three levels (zero (control), 50, and 150 mg/L), cold plasma duration at three levels (0 (control), 10, and 30 seconds), and quinoa genotypes at three levels (Titicaca, Q26, and Giza). The results showed that as stress intensity increased, the average germination percentage and rate, as well as the dry weight and length of quinoa seedlings, decreased. Overall, it appears that among the studied cultivars, the Q26 cultivar yielded better results compared to the other cultivars. Additionally, 30 seconds of cold plasma treatment had the most positive effect on the germination and seedling growth of quinoa cultivars under different levels of cadmium stress, increasing seed and seedling vigor, and enhancing the activity of antioxidant enzymes.
 
Introduction
Heavy metal stress is one of the most critical abiotic factors that has garnered considerable attention over the last 30 years. Heavy metal is any element that exhibits a high density and exerts its lethal effects even when present in small amounts. Quinoa is a multipurpose plant that has recently been incorporated into the human diet as a substitute for animal products, serving as a source of protein. With the increasing world population, there is a need to provide more food. On the other hand, the role of new technologies in increasing health and production has a significant contribution. Plasma is often referred to as the fourth state of matter. The energy level rises from solid to liquid and gas, and finally to the ionized state of plasma. Cold atmospheric pressure plasma (CAP) has garnered increasing attention in recent years for its applications in biomedical, environmental, and agricultural fields. A wide range of effects of cold plasma treatment is observed in agricultural applications, including its impact on seed germination and seedling growth. Considering the importance of quinoa and the problems in the field of germination and seedling growth (due to the sensitivity and criticality of these stages), the use of the cold plasma technique in quinoa can be considered one of the solutions that can directly and indirectly improve germination and seedling establishment under heavy metal stress conditions. Therefore, this study aimed to investigate the effect of atmospheric cold plasma and cadmium stress on germination and biochemical indices of different quinoa genotypes.
 
Materials and Methods
The experimental treatments included cadmium concentrations at three levels (zero (control), 50, and 150 mg/L), cold plasma duration at three levels (zero (control), 10, and 30 seconds), and quinoa genotypes at three levels (Titicaca, Q26, and Giza). The quinoa seeds used in this study were the varieties T-T Kaka, Q26, and Giza (with a seed purity of 99%, a germination rate of 95%, and a thousand-seed weight of 2.6 g), purchased from Pakan Seed Company, Isfahan. Before applying the treatments, the seeds were disinfected with 2% sodium hypochlorite for one minute and then washed with distilled water. For the atmospheric cold plasma treatment, the seeds were exposed to cold argon (Ar) plasma for 10 and 30 seconds. Cold plasma device (DBD): The distance between the dielectrics was 3 mm. Argon was used as a functional gas between the dielectrics. After cold plasma treatment, the seeds were transferred to Petri dishes for germination testing. To perform the germination test, 50 quinoa seeds were randomly placed in three replicates in the Petri dishes using the top of paper method, and based on the desired treatments, cadmium solutions at concentrations of 50 and 150 mg/L were added to the Petri dishes (distilled water was used for the control treatment). The samples were then transferred to a germination chamber at 20°C and kept in this condition for 10 days.
The method of Chang & Koa (1988) was used to prepare the enzyme extract. The activity of the catalase enzyme was measured according to the method of Aebi (1984), and the peroxidase enzyme was measured according to the method of Chanec Maehly & (1955), based on the formation of tetraguaiacol from guaiacol in the presence of hydrogen peroxide and guaiacol enzyme. The activity of the polyphenol oxidase enzyme was measured by the method of Kar & Mishra (1955). Statistical analysis of data was done using SAS 9.4 statistical software. The normality of data distribution was evaluated using the Kolmogorov-Smirnov test. The comparison of means was done using Duncan's multiple range test at the 5% probability level. Excel software was used to draw graphs.
 
Results and Discussion
The results showed that as stress intensity increased, the average germination percentage and rate, as well as the dry weight and length of quinoa seedlings, decreased. In non-stressed conditions, the germination percentage and rate, and dry weight of seedlings obtained from seeds pretreated with cold plasma in the Q26 cultivar were significantly higher than those of the control seeds. Additionally, the duration of cold plasma treatment increased the traits of germination percentage, germination rate, average germination percentage, seedling length, and dry weight, as well as catalase, peroxidase, and polyphenol oxidase enzyme activities, saponin, and proline content. However, it decreased the average germination duration and time to 90% germination. Treatment of seeds with cold plasma for 30 seconds increased the seedling length by 53.79% compared to the control treatment. In all the traits studied, the Q26 cultivar was superior to the Titicaca and Giza cultivars.
 
Conclusion
Overall, it appears that among the studied cultivars, the Q26 cultivar yielded better results compared to the other cultivars. Additionally, 30 seconds of cold plasma treatment had the most positive effect on the germination and seedling growth of quinoa cultivars under different levels of cadmium stress, increasing seed and seedling vigor, and enhancing the activity of antioxidant enzymes.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Catalase
  • Germination percentage
  • Heavy metals
  • Oxidative stress
  • Peroxidase

مقدمه

کینوا (Chenopodium quinoa Willd.) گیاهی علفی، یکساله و از تیره اسفناج و چغندرقند است. کینوا می­تواند به خوبی با محیط­های مختلف سازگار شود که در آن امکان زیست سایر محصولات زراعی بسیار دشوار است. به همین دلایل، فائو سال 2013 را به عنوان سال بین المللی کینوا اعلام کرد. گیاه کینوا دارای تنوع ژنتیکی گسترده‌ای است که به آن اجازه می‌دهد در برابر سرما، شوری و شرایط خشکی بسیار مقاوم باشد (Hussain et al., 2021; Saeidi et al., 2021). کینوا یک گیاه چند منظوره است که امروزه در رژیم غذایی انسان، به‌عنوان جایگزینی برای محصولات حیوانی به عنوان منبع پروتئین استفاده می­شود. کینوا حاوی مقدار بالایی از پروتئین (12-18 درصد)، ترکیبات فعال زیستی (ساپونین و پلی­فنول)،  اسیدهای آمینه ضروری حاوی ۹ اسیدآمینه ضروری، اسیدهای چرب مانند اسید لینولئیک (غیراشباع)، اسید اولئیک (غیراشباع)، اسید آلفا-لینولنیک (غیراشباع)، اسید پالمیتیک (اشباع) و اسید استئاریک (اشباع) و مواد معدنی نظیر آهن، روی، منیزیم و کلسیم و ویتامین‌هایی مانند E و گروه B است (Mahmoudi et al., 2023). از دانه­ها و برگ­های کینوا به عنوان غذا استفاده می­شود، در حالی که زیست توده آن در خوراک دام نیز استفاده می­شود. علاوه بر این، محتویات بالای ساپونین­ها و رنگ­ها، آن را برای مصارف صنعتی و دارویی مفید می­کند. کینوا منبعی غنی از پروتئین با کیفیت بالا است که حاوی تمامی ۹ اسیدآمینه ضروری است، همچنین این گیاه دارای فیبر غذایی است. علاوه بر این، کینوا فاقد گلوتن بوده و گزینه‌ای مناسب برای افراد مبتلا به بیماری سلیاک یا عدم تحمل گلوتن به شمار می‌رود. بیشترین سطح زیر کشت این گیاه در بولیوی (100هزار هکتار)، بیشتر در جنوب کشور و نزدیک نمکزارها است (Oustani et al., 2023).

کادمیوم توسط آسیب رساندن به عملکرد اجزای مختلف سلولی از جمله غشای تیلاکوئید در کلروپلاست‌ها، لیپیدها و پروتئین‌ها، سبب اختلال در فرآیندهای زیستی گیاه و در نتیجه محدودیت رشد آن می‌شوند. همچنین، کادمیوم با القای تنش اکسیداتیو، منجر به افزایش تولید رادیکال‌های آزاد می‌شود. این اختلالات ساختاری و عملکردی موجب کاهش رشد و توسعه گیاه و کاهش بازده محصول می‌شوند.کادمیوم به علّت دخالت گسترده آن در آلودگی زنجیره غذایی اهمیت فوق العاده­ای یافته است، زیرا به راحتی توسط ریشه گیاهان جذب و در اندام­های هوایی گونه­های مختلف گیاهی منتشر می­شود. کادمیوم به آسانی در آب حل می­شود، بنابراین توسط یک سازوکار انتقال فعال (Huang et al., 2024) (جذب و انتقال کادمیوم می‌تواند توسط همزیستی مسیر آپوپلاست تحت سلطه انتشار آزاد که تعرق بر آن غالب است و مسیر سلولی که جذب فعال بر آن غالب است، حاصل شود و مسیر سلولی فعال که انرژی زیادی مصرف می‌کند، نقش غالب را ایفا می‌کند) وارد غشای نیمه تراوا سلول­های ریشه می­شود و مسیر مشابهی را دنبال می­کند که برای انتقال استفاده می­شود. با وجود این، گیاهان دارای سازوکار‌های دفاعی متعددی برای مقابله با آثار منفی کادمیوم هستند که از جمله مهم‌ترین آن‌ها می‌توان به فعال‌سازی سیستم آنتی‌اکسیدانی اشاره کرد. با توجه به پیشرفت‌های بخش کشاورزی و صنعتی، توجه جدی به مسائل مربوط به سمیت کادمیوم در چند دهه گذشته مورد بررسی قرار گرفته است ( Jawad Hassan et al., 2020). کادمیوم سبب کاهش شاخص­های جوانه­زنی بذر و رشدی گیاهچه‌ها در گاوزبان (Borago officinalis L.) (Mahmoudi et al., 2019; Sheikhzadeh et al., 2021)، سورگوم (Sorghum) (Jawad Hassan et al., 2020)، رازیانه (Foeniculum vulgare) (Zhao et al., 2021) و نخود (Cicer arietinum) (Singhal et al., 2022) شده است. بر اساس برآورد پژوهشگران، حدود یک‌ششم از زمین‌های کشاورزی جهان با فلزات سنگین سمی آلوده شده‌اند و حدود 4/1 میلیارد نفر در سراسر جهان در مناطق پرخطر زندگی می‌کنند. تقریباً ۱۴ تا ۱۷ درصد از زمین‌های کشاورزی در سراسر جهان (معادل حدود ۲۴۲ میلیون هکتار) حداقل به یکی از فلزات سمی مانند آرسنیک، کادمیم، کبالت، کروم، مس، نیکل یا سرب آلوده هستند و میزان این آلودگی از حد مجاز فراتر رفته است (Rezaei et al., 2022).

 از آنجایی که تنش کادمیوم، موجب کاهش جوانه­زنی و شاخص‌های رشدی گیاهچه‌ها مانند طول ریشه­چه و ساقه­چه می‌شود، بنابراین به­کار بردن روش­هایی که بتواند منجر به کاهش تأثیر منفی تنش­ فلزهای سنگین از جمله کادمیوم شده، اهمیت بسیاری دارد. کاهش سرعت جوانه زنی بذر توسط کادمیوم در گیاهان شنبلیله (Zayneb et al., 2015) و زیره سبز (Salarizadeh et al., 2016) نشان داده شده است. همچنین، کاهش جوانه‌زنی بذر ممکن است به آثار منفی کادمیوم بر جذب و حرکت آب یا تجزیه و یا تغییر در ویژگی‌های نفوذپذیری غشای سلولی مرتبط باشد ( Zayneb et al., 2015; Salarizadeh et al., 2016).

کاهش درصد جوانه­زنی روزانه در اثر سمیت مس در کاهو گزارش شده است (Shams et al., 2018). جوانه­زنی از مهمترین و حساسترین مراحل رشدی محصولات زراعی است. یکنواختی و درصد سبز شدن بذر می‌تواند تأثیر زیادی بر عملکرد و کیفیت محصول داشته باشد Najafi et al., 2015)). در پژوهشی که بر روی بذرهای کلزا و زنیان انجام شده بود، تیمار پلاسمای سرد 50 وات و به مدت 20 دقیقه، در مجموع منجر به افزایش 16 درصدی جوانه­زنی نسبت به نمونه شاهد شد و همچنین سرعت جوانه­زنی را از 07/5 به مقدار 01/8  بذر در روز رساند (Gholami et al., 2016). بدین ترتیب با توجه به نوع گونه گیاهی و ساختار بذر آن، شدت و مدت زمان مناسب پلاسمای سرد باید در نظر گرفته شود. بر این اساس، در پژوهشی از روش پلاسمای سرد هلیوم برای بررسی جوانه زنی، رشد و عملکرد گندم استفاده شد. نتایج نشان دادند تیمار 12 وات می‌تواند جوانه­زنی بذر را 07/6 درصد نسبت به گروه شاهد افزایش دهد (Jiafeng et al., 2014). با توجه به افزایش جمعیت جهان، نیاز به تأمین مواد غذایی بیشتر وجود دارد. از طرف دیگر، نقش فناوری­های جدید در افزایش سلامت و تولید سهم قابل توجهی دارد. از پلاسما اغلب به عنوان حالت چهارم ماده یاد می­شود. سطح انرژی از جامد به مایع و گاز، و در نهایت به حالت یونیزه پلاسما افزایش می­یابد (Ling et al., 2015). در سال‌های اخیر، پلاسمای فشار اتمسفر سرد (CAP) توجه بیشتری را برای کاربردهای زیست پزشکی، زیست ‌محیطی و کشاورزی به خود جلب کرده است. طیف وسیعی ازآثار تیمار با پلاسمای سرد در کاربردهای کشاورزی، مانند تأثیر بر روی جوانه­زنی بذر و رشد گیاهچه مشاهده می­شود (Bozhanova et al., 2024). تیمار با پلاسمای سرد روشی پیشرفته و جدید است که برای افزایش درصد و سرعت جوانه­زنی بذرها، ماندگاری در برابر آفات و همچنین سترون کردن در حوزه­های مختلف ازجمله کشاورزی، پزشکی و صنایع غذایی به کار گرفته می­شود. از روش­های دیگر برای دستیابی به اهداف یاد شده می­توان به تیمار نمونه­ی مورد نظر با تابش اشعه گاما، پرتوهای الکترونی، اشعه ماوراءبنفش، میدان الکتریکی پالسی و فشار هیدرواستاتیک بالا اشاره کرد (Adhikari et al., 2020). در برخی از روش­های بیان شده، از جمله در روش فشار هیدرواستاتیک بالا، هرچند مواد غذایی از نظر شیمیایی سالم هستند، اما نیازمند سرمایه اولیه بسیار بالایی هستند. از بین روش­های یاد شده، روش تیمار با پلاسمای سرد، نه تنها روشی سریع و اقتصادی، بلکه، روشی بدون آلودگی نیز است (Billah et al., 2020). خواص پلاسما و آثار مربوطه به شدت به نوع منبع پلاسما مورد استفاده و شرایط عملیاتی بستگی دارد. برای یک منبع پلاسما معین، زمان تیمار باید بهینه شود و می­تواند به طور گسترده­ای برای منابع مختلف پلاسما متفاوت باشد (Kocira et al., 2022). از مزایای پلاسما این است که تنها بر سطح بذر و بهبود جوانه­زنی اثر می­گذارد و برخلاف پرتو گاما و اشعه ایکس به­درون سیتوپلاسم بذر نفوذ نمی­کند و تغییری در ارزش مواد غذایی و ژنتیک بذر ایجاد نمی­کند (Rezaei et al., 2021). فناوری پلاسمای سرد اثر قابل توجهی را در ارتقاء انعطاف پذیری گیاه در برابر تنش­های غیرزیستی مختلف مانند خشکی، شوری، سرما و سمیت فلزات سنگین نشان داده است (Kumar, 2022). به عنوان مثال، پیش­تیمار دانه‌های کلزا و جو در مرحله جوانه‌زنی، تحمل به خشکی را با افزایش فعالیت آنزیم‌های پاد اکسیدانی (SOD و CAT) و افزایش تجمع محافظت کننده اسمزی بهبود می‌بخشد (Li et al., 2015, Perea-Brenes et al., 2023). همچنین تیمار پلاسمای سرد موجب افزایش جوانه­زنی گندم در شرایط تنش کادمیوم (Ghasemzadeh et al., 2024) و کلزا در شرایط تنش خشکی (Ling et al., 2025) شد.

Fereydoni & Alizaheh (2022) گزارش کردند درصد جوانه­زنی نخود در تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد نسبت به تیمار شاهد افزایش یافت. (Noormohammadi et al. (2019 افزایش شاخص­های جوانه­زنی گیاه پریوش (Catharanthus roseus L.) در تیمار 50 ثانیه پلاسمای سرد را گزارش کردند.همچنین (Goudarzi et al. (2021 افزایش شاخص­های جوانه­زنی کنجد را در تیمار 10 ثانیه پلاسمای سرد گزارش کردند.

Tabakovic et al. (2020) علل جوانه­زنی بهتر و سریع تر در رقم­های متفاوت را داشتن اندازه و اندوخته غذایی بیشتر در بذرها گزارش کردند. محیط های نامناسب با تغییرات در ویژگی­های ساختاری و شیمیایی پوشش بذر در گونه­های Chenopodium  بر شاخص­های جوانه­زنی و خواب بذر تأثیرگذار است (Ceccato et al., 2019). Imbert (2002) پیشنهاد کرد تفاوت ساختاری بین انواع بذرها در برخی از گونه­هایAsteraceae  با تفاوت بین تمایز ساختاری اندام پریکارپ و جنین آن مرتبط است که به نوبه­ی خود سرعت جوانه­زنی آن را تعیین می­کندکه با یافته­های (Toderich et al., 2023) مطابقت دارد.

 (2017) Li et al. در گندم و Švubová et al. (2021) در سویا افزایش سرعت جوانه­زنی را گزارش کردند که احتمالاً به علّت تأثیر مثبت پلاسما بر فعالیت آنزیم­هایی مانند آلفاآمیلاز است که در مراحل اولیه جوانه­زنی ضروری هستند. همچنین سایر پژوهشگران بیان کردند که افزایش شاخص­های جوانه­زنی ممکن است به علّت تأثیر پلاسما بر روی پوسته بذر و اختلال در ماکرومولکول­های تشکیل شده در سطح بذر باشد که سبب افزایش آزاد سازی گروه­های عاملی نیترات توسط پوشش بذر به داخل دانه می­شود (Gómez-Ramírez et al., 2017).

پلاسمای سرد با ایجاد تغییراتی در سطح بذر از جمله افزایش نفوذ پذیری پوسته بذر، تحریک مسیرهای هورمونی و زیستی و افزایش فعالیت آلفا آمیلاز به جوانه­زنی و رشد گیاهچه کمک می‌کند (Fereydoni & Alizaheh, 2022).

 پلاسمای سرد اتمسفری سبب افزایش درصد جوانه­زنی و رشد گیاهچه در زیره سبز (Cuminum cyminum) (Mahdizadeh et al., 2023)، قدومه شیرازی (Alyssum homalocarpum) (Yadegari et al., 2022)، سویا (Glycine max) (Sayahi et al., 2022)، کاملینا (Camelina sativa)، کرفس کوهی (Kelussia odoratissima Mozaff)، گلپر (Heracleum persicum) (Rezaei et al., 2021) و گندم ((Ghasemzadeh et al., 2024; Bozhanova et al., 2024  شده است.

با توجه به اینکه کادمیوم یک عنصر آسیب­رسان برای انسان و دام است، اگر در دانه و اندام­های هوایی انباشته شود و بیش از حد استاندارد باشد، قابلیت مصرف تغذیه­ای نخواهد داشت و تجمع آن در اندام‌های هوایی و دانه گیاهان زراعی می‌تواند موجب بروز عوارض جدی برای سلامت مصرف‌کنندگان شود، به همین علّت، استفاده از پلاسمای سرد می‌تواند راهکار مؤثری برای کاهش آثار زیان‌بار کادمیوم و بهبود عملکرد گیاه باشد. از این رو، این پژوهش با هدف بررسی تأثیر پیش­تیمار پلاسمای سرد اتمسفری و تنش کادمیوم بر شاخص­های جوانه­زنی و بیوشیمیایی ژنوتیپ­های مختلف کینوا انجام شد.

مواد و روش­ها  

برای بررسی تأثیر پلاسمای سرد اتمسفری و تنش کادمیوم بر شاخص­های جوانه­زنی و بیوشیمیایی ژنوتیپ­های مختلف کینوا، آزمایشی به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح پایه کامل تصادفی در سه تکرار در سال 1403 دانشگاه محقق اردبیلی انجام شد. تیمارهای آزمایش شامل غلظت‌های کادمیوم در سه سطح (صفر (شاهد)، 50 و 150 میلی­گرم در لیتر)، مدت زمان پلاسمای سرد در سه سطح (صفر (شاهد)، 10 و 30 ثانیه) و ژنوتیپ­های کینوا در سه سطح (Titicaca، Q26  و Giza) بود. کادمیوم کلراید (CdCl2 H2O) (شرکت سازنده مرک آلمان) برای اعمال تیمارها تهیه شدند. بذر کینوای مورد استفاده در این پژوهش (درصد خلوص بذر 99 درصد و قوه نامیه 95 درصد با وزن هزار دانه 6/2 گرم) بود که از شرکت پاکان بذر اصفهان تهیه شد. قبل از اعمال تیمار‌ها، بذرها با هیپو‌کلرید سدیم دو درصد (حجمی-حجمی، 2 درصد هیپوکلرید سدیم، 98 درصد آب مقطر) به مدت یک دقیقه ضدعفونی و سپس با آب مقطر شستشو داده شدند (Sheikhzadeh et al., 2021). برای اعمال پیش­تیمار با پلاسمای سرد اتمسفری، بذرها به مدت 10 و 30 ثانیه در معرض پلاسمای سرد آرگون (Ar) قرار گرفتند. پیش­تیمار با پلاسمای سرد اتمسفری در دستگاه پلاسمای سرد (DBD) (مدل ED-DBD PLASMA 3MED ساخت ایران) انجام شد که سرعت ورود گاز به دستگاه 2 لیتر با فرکانس13 هرتز بود. پلاسمای سرد(CP) در فشار اتمسفر بین دو صفحه شیشه­ای به­عنوان موانع دی­الکتریک تولید می­شود که الکترودهای مسی (شعاع  = 5/5 سانتی­متر) دو صفحه دایره­ای را می­پوشاند. فاصله بین دی­الکتریکها 3 میلی­متر بود. آرگون به عنوان یک گاز عملکردی بین دی­الکتریک­ها استفاده شد. هنگامی که پتانسیل در سراسر فضا به ولتاژ شکست رسید و سبب ایجاد تعداد زیادی ریز تخلیه شد، دی­الکتریک به عنوان یک ماده پایدار عمل کرد. منبع تغذیه جریان متناوب ولتاژ بالا (AC) بهبود یافته برای تولید CP استفاده شد. بعد از اعمال پیش­تیمار پلاسمای سرد بذوها برای آزمون جوانه­زنی به پتری ­ها منتقل شدند. جهت انجام آزمون جوانه­زنی،50 عدد بذر کینوا به‌طور تصادفی و در سه تکرار بر روی کاغذ صافی واتمن در داخل پتری‌‌­ها قرار داده شد و بر اساس تیمارهای موردنظر، محلول کادمیوم در غلظت­های 50 و 150 میلی­گرم در لیتر به پتری ­ها اضافه شدند (برای تیمار شاهد از آب مقطر استفاده شد). نمونه‌ها سپس به ژرمیناتوری با دمای 20 درجه سلسیوس انتقال داده شده و به مدت 10 روز در این شرایط قرار گرفتند. تعداد بذرهای جوانه­زده هر 12 ساعت شمارش و یادداشت شدند. ظهور ریشه­چه به‌اندازه‌ی 2 میلی‌متر معیاری برای جوانه­زنی بذرها در نظر گرفته شد (ISTA, 2017). پس از اتمام 10 روز مدت جوانه­زنی، تعداد جوانه­های طبیعی شمارش و درصد جوانه­زنی، میانگین مدت جوانه‌زنی (Ellis & Roberts, 1981)، سرعت جوانه­زنی (Salehzade et al., 2006)، زمان تا 90 درصد جوانه‌زنی (Yari et al., 2012) و متوسط جوانه­زنی روزانه (Hunter et al., 1984) تعیین شد. همچنین طول گیاهچه با استفاده از خط کش مدرج و وزن خشک گیاهچه با استفاده از ترازو اندازه‌گیری شد و شاخص­های جوانه­زنی از روابط (روابط 1 تا 5) زیر محاسبه گردید:

رابطه 1: درصد جوانه­زنی(Germination percentage) (ISTA, 2017):                                      GP=N/n1×100

رابطه 2: میانگین سرعت جوانه­زنی(Mean Germination Time) (Ellis & Roberts, 1981):            MGT=

رابطه 3: میانگین جوانه­زنی روزانه (Mean Daily Germination) (Hunter et al., 1984):          MDG=

رابطه 4: زمان تا 90 درصد جوانه­زنی (D90) (Yari et al., 2012):                            D90 =ti+   

رابطه 5: سرعت جوانه­زنی (Germination rate) (Salehzade et al., 2009):                    GR=

 

که در رابطه­های بالا N تعداد کل بذر،:Si تعداد بذرهای جوانه زده در هر شمارش، :Di تعداد روز تا شمارش n ام، :n دفعات شمارش، :D تعداد روزهای سپری شده از شروع آزمایش، n تعداد بذرهای جوانه زده در روز، GP درصد جوانه‌زنی، :St تنوع زمان جوانه­زنی، t: زمان جوانه­زنی، K: تعداد کل فواصل زمانی است.

جهت اندازه­گیری صفات بیوشیمیایی گیاهچه­ها، نمونه­هایی از گیاهچه­های طبیعی (کل گیاهچه) 10 روزه به­صورت تصادفی انتخاب و همزمان نمونه­های جمع­آوری شده بلافاصله در فلاسک حاوی ازت مایع قرار داده و سپس تا هنگام سنجش در فریزر با دمای 80- درجه سلسیوس نگهداری شدند. برای تهیه عصاره آنزیمی از روش (1988) Chang & Koa استفاده شد. میزان فعالیت آنزیم‌ کاتالاز از روش Aebi (1984) استفاده شد که بر پایه تجزیه پراکسید هیدروژن توسط این آنزیم استوار است. مخلوط واکنش شامل سه میلی لیتر بافر فسفات 50 میلی مولار (7pH=)، 10 میکرولیتر پر اکسید هیدروژن 15 میلی مولار و 50 میکرولیتر عصاره بود. پس از اضافه کردن عصاره، کاهش جذب در طول موج 240 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه­گیری و همچنین از محلول بلانک برای صفر کردن دستگاه اسپکتروفتومتر استفاده شد. محلول جذب زمینه شامل تمام مواد واکنش به جز عصاره آنزیمی استخراج شده بود. برای سنجش میزان فعالیت این آنزیم در اثر اعمال تیمارهای محرک، از رابطه 6 استفاده شد:

رابطه 6:   Unit/ ml enzyme extract =

در این فرمول، df بیان کننده فاکتور رقیق‌سازی، عدد 3 نشان دهنده حجم محلول مورد سنجش بر حسب میلی‌لیتر، 05/0 نشان دهنده حجم عصاره آنزیمی، عدد 40 بیان کننده ضریب خاموشی پراکسید هیدروژن و 240A∆ بیان کننده عدد خوانده شده توسط اسپکتروفتومتری در طول موج 240 نانومتر است. عدد به­دست آمده بیان کننده میزان فعالیت آنزیم بر حسب هر واحد از آنزیم است.

آنزیم پراکسیداز از روش (1976) Kar & Mishra بر پایه تشکیل تتراگایاکول از گایاکول در حضور پراکسید هیدروژن و گایاکول اندازه گیری شد. اندازه­گیری فعالیت این آنزیم بر پایه تشکیل تتراگایاکول از گایاکول (guaiacol) در حضور پراکسید هیدروژن و آنزیم گایاکول است. مخلوط واکنش شامل سه میلی‌لیتر بافر پتاسیم فسفات 50 میلی‌مولار (7pH=)، 50 میکرولیتر گایاکول 20 میلی مولار، 50 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 15 میلی مولار و 50 میکرولیتر عصاره سلولی بود. پس از اضافه کردن عصاره سلولی، کاهش جذب در طول موج 470 نانومتر به مدت یک دقیقه توسط دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه­گیری شد. فعالیت آنزیم با استفاده از ضریب خاموشی (Ɛ=26.6 mM-1cm-1) برای تتراگایاکول برحسب واحد در میلی­لیتر عصاره آنزیمی محاسبه شد (رابطه 7) (Mahmoudi et al., 2023, 2019).

رابطه 7:        Unit/ ml enzyme =

که در آن، ΔA470 میزان جذب خوانده شده از هر نمونه توسط اسپکتروفتومتر، 3 مقدار حجم واکنش، df ضریب رقت که از طریق تقسیم حجم نهایی واکنش مورد استفاده یعنی سه میلی لیتر (3000 میکرو لیتر) بر حجم اولیه عصاره آنزیمی مورد استفاده یعنی 50 میکرولیتر محاسبه می­شود، 6/26 ضریب خاموشی تتراگایاکول و 05/0 هم حجم عصاره آنزیمی مورد استفاده برحسب میلی‌لیتر است.

 همچنین فعالیت آنزیم‌ پلی فنل اکسیداز توسط روش (1976)  Kar & Mishra اندازه­گیری شد. استخراج پرولین از جوان­ترین برگ­ها توسط روش Bates et al. (1973)  صورت گرفت. برای اندازه­گیری میزان ساپونین از روش Koziol (1991) استفاده شد. مقدار نیم گرم از بذرهای هوا خشک (بذرهایی که در معرض هوا خشک شدند) وزن و آسیاب شد. سپس در لوله‌های درپوش­دار با طول 160 میلی­متر و قطر 16 میلی‌متر قرار گرفته و 5 میلی­لیتر آب مقطر به­آن­ها اضافه، سپس لوله­ها به­مدت 30 ثانیه به­شدت تکان داده شد (با فرکانس 4 تکان در ثانیه) و ارتفاع کف ایجاد شده بر روی سطح آب اندازه­گیری و محتوی ساپونین با استفاده از رابطه 8 محاسبه شد:

رابطه 8:                     

(008/0×وزن بذر (گرم)) +(423/0×ارتفاع کف (سانتیمتر))=میزان ساپونین (میلی­گرم)

تجزیه و تحلیل آماری داده­ها توسط نرم افزار آماری  SAS 9.4انجام شد. همچنین نرمال بودن توزیع داده­ها توسط آزمون کولموگروف-اسمیرنوف ارزیابی شد. مقایسه میانگین­ها نیز توسط آزمون چنددامنه­ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد انجام شد. برای رسم نمودارها از نرم­افزار Excel استفاده شد.

نتایج

درصد جوانه­زنی: نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 1) نشان دادند درصد جوانه­زنی تحت تأثیر آثار ساده، تأثیر متقابل دو جانبه و آثار سه جانبه مدت زمان تیمار پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم قرار گرفت.

بیشترین درصد جوانه­زنی (33/99 درصد) در تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم   Q26 در شرایط عدم تنش کادمیوم بدست آمد که اختلاف معنی­داری با رقم Titicaca در شرایط بدون تنش کادمیوم و تنش 50 میلی‌گرم در لیتر را نداشت. تنش کادمیوم سبب کاهش معنی‌دار درصد جوانه­زنی بذرهای کینوا شد. مقایسه میانگین داده­ها نشان دادند درصد جوانه‌زنی بذرهای کینوا با افزایش غلظت کادمیوم کاهش یافته است، اما پیش­تیمار پلاسمای سرد در تمام سطوح تنش کادمیوم درصد جوانه­زنی را در تمام ارقام کینوا افزایش داده است (شکل 1). در بین تیمار‌های مورد بررسی، کمترین درصد جوانه‌زنی با کاربرد غلظت 150 میلی‌گرم در لیتر کادمیوم در شرایط عدم پیش­تیمار پلاسمای سرد در رقم Giza مشاهده شد. به‌طور کلی در شرایط تنش کادمیوم، پیش­تیمار پلاسما اثر مثبتی بر درصد جوانه­زنی بذرهای ارقام کینوا داشت (شکل 1).



جدول 1- تجزیه واریانس آثار پلاسمای سرد و تنش کادمیوم بر جوانه­زنی بذر و رشد گیاهچه‌های ارقام کینوا

Table 1- Analysis variance of cold plasma effects and Cadmium stress on seed germination and growth of quinoa seedlings

Seedling length

Seedling dry weight

Time to 90 percentage germination

Mean daily germination

Mean germination time

Germination rate

Germination percentage

df

S.O.V

44.54**

0.00003457**

2.62**

20.26**

0.27**

437.49**

3980.79**

2

Plasma cold

1.29*

0.00000496**

5.45**

3.31**

0.28**

79.94**

649.23**

2

Varitey

2.33**

0.00000516**

1.76**

8.31**

0.10**

153.65**

1629.67**

2

Cadmium stress

1.63**

0.00000151**

3.84**

1.169**

0.11**

21.34**

229.01**

4

Plasma cold × Varitey

0.61ns

0.00000102**

0.63**

0.57**

0.05**

17.91**

112.79**

4

Plasma cold × Cadmium stress

1.11*

0.00000042ns

1.89**

0.07*

0.05**

1.23ns

14.56*

4

اCadmium stress × Varitey

0.61ns

0.00000048ns

2.81**

0.60**

0.20**

11.09**

118.01**

8

Plasma cold × Varitey× Cadmium stress

0.32

0.00000025

0.01

0.01

0.0002

1.11

5.18

54

Error

14.85

24.72

2.69

2.95

0.89

3.55

2.95

 

CV %

ns،* و ** به ترتیب غیرمعنی­دار و معنی­دار سطح احتمال پنج درصد، یک درصد

ns, * and ** are non-significant and significant at the five percent, one percent probability level, respectively

 

 

 

شکل 1- تأثیر مدت تیمار پلاسمای سرد بر درصد جوانه­زنی بذرهای ارقام کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد توسط آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 1- Effect of cold plasma treatment duration on germination percentage of quinoa cultivars under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

شکل 2- تأثیر مدت تیمار پلاسمای سرد بر سرعت جوانه­زنی بذرهای ارقام کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 2- Effect of cold plasma treatment duration on the germination rate of quinoa cultivars under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

سرعت جوانه­زنی: نتایج جدول تجزیه واریانس داده­ها، بیانگر وجود اختلاف معنی­دار تیمارهای آزمایشی از نظر سرعت جوانه­زنی بود (جدول 1). با افزایش مدت زمان تیمار پلاسمای سرد، سرعت جوانه­زنی افزایش یافت، به­طوری در بین تیمار‌های مورد بررسی بیشترین سرعت جوانه­زنی در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 در شرایط بدون تنش کادمیوم مشاهده شد که بطور معنی­داری بیشتر از سایر تیمارها بود (شکل 2). تنش کادمیوم سبب کاهش معنی‌دار سرعت جوانه­زنی بذرهای کینوا شد، اما پیش­تیمار پلاسمای سرد سرعت جوانه­زنی را در تمام سطوح تنش کادمیوم افزایش داد. به‌طوری که کمترین سرعت جوانه­زنی در شرایط عدم پیش­تیمار پلاسمای سرد در رقم Giza و تنش کادمیوم 150 میلی‌گرم در لیتر مشاهده شد که حدود 73/77 درصد کمتر از بذرهای تیمار شده با 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 در شرایط بدون تنش کادمیوم بود (شکل 2).

 

میانگین مدت جوانه­زنی: نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که میانگین مدت جوانه­زنی تحت تأثیر تیمارهای مورد آزمایش معنی­دار شد. تنش کادمیوم سبب افزایش معنی‌دار میانگین مدت جوانه­زنی بذرهای ارقام کینوا شد، اما تیمار پلاسمای سرد میانگین مدت جوانه­زنی را کاهش داد. با توجه به نتایج حاصله؛ در بین تیمار‌های مورد بررسی بیشترین میانگین مدت جوانه­زنی بذرها (07/2 روز) در شرایط تنش کادمیوم 150 میلی گرم در لیتر در شرایط عدم پیش­تیمار پلاسمای سرد در رقم Titicaca مشاهده شد. پیش­تیمار نمودن بذرهای کینوا با پلاسمای سرد موجب شد تا میانگین مدت جوانه­زنی بذرها هم در شرایط بدون تنش و هم در ‌شرایط تنش کادمیوم کاهش یابد، به‌طوری که کمترین میانگین مدت جوانه­زنی (45/1 روز) در شرایط عدم تنش کادمیوم در تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 دیده شد (شکل 3).

 

 

 

شکل 3- تأثیر مدت تیمار پلاسمای سرد بر میانگین مدت جوانه­زنی بذرهای ارقام کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 3- Effect of cold plasma treatment duration on the average germination time of quinoa cultivars under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

میانگین درصد جوانه­زنی روزانه: بر اساس نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 1) میانگین درصد جوانه­زنی روزانه تحت تأثیر آثار ساده، تأثیرات متقابل دو جانبه و آثار سه جانبه مدت زمان تیمار پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم معنی­دار شد. میانگین درصد جوانه­زنی روزانه با افزایش تنش کادمیوم بطور معنی­داری کاهش یافت، اما تیمار پلاسمای سرد سبب افزایش میانگین درصد جوانه­زنی روزانه در سه رقم کینوا شد، به‌طوری که بیشترین میانگین درصد جوانه­زنی روزانه (09/7 درصد) در شرایط بدون تنش کادمیوم در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 مشاهده شد که اختلاف معنی­داری در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد با رقم Titicaca در شرایط عدم تنش کادمیوم و تنش 50 میلی­گرم در لیتر نداشت (شکل 4). کمترین میانگین درصد جوانه­زنی روزانه (76/3 درصد) در تیمار عدم کاربرد پلاسمای سرد در تنش کادمیوم 150 میلی گرم در لیتر در رقم Giza مشاهده شد که حدود 23/87 درصد کمتر از سایر تیمارها بود (شکل 4).

 

 

شکل 4- تأثیر مدت تیمار پلاسمای سرد بر میانگین درصد جوانه­زنی روزانه بذرهای ارقام کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 4- Effect of cold plasma treatment duration on the average daily germination percentage of quinoa cultivars under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

زمان تا 90 درصد جوانه­زنی: نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که زمان تا 90 درصد جوانه­زنی تحت تأثیر مدت پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم و اثر متقابل پلاسمای سرد × ارقام، پلاسمای سرد × تنش کادمیوم، تنش کادمیوم × ارقام و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم معنی­دار شد. پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد سبب کاهش زمان تا 90 درصد جوانه­زنی شد، امّا تنش کادمیوم منجر به افزایش زمان تا 90 درصد جوانه­زنی بذرهای کینوا شد. با توجه به نتایج، در بین تیمار‌های مورد بررسی بیشترین زمان تا 90 درصد جوانه­زنی (06/5 ساعت) با کاربرد غلظت 150 میلی‌گرم در لیتر کادمیوم در پیش­تیمار شاهد پلاسمای سرد در رقم Giza مشاهده شد که اختلاف معنی­داری با رقم Titicaca نداشت (شکل 5). همچنین با کاربرد پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد، مدت زمان لازم برای رسیدن به 90 درصد جوانه­زنی نسبت به پیش­تیمار عدم کاربرد پلاسمای سرد به­طور معنی­داری کاهش یافت. همچنین نتایج نشان دادند پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد زمان تا 90 درصد جوانه­زنی را کاهش داد (شکل 5). کمترین زمان تا 90 درصد جوانه­زنی (53/2 ساعت) در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد زمان در شرایط طبیعی در رقم Q26 مشاهده شد (شکل 5).

 

 

شکل 5- تأثیر مدت تیمار پلاسمای سرد بر میانگین زمان تا 90 درصد جوانه­زنی بذرهای ارقام کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 5 - Effect of cold plasma treatment duration on the average time to 90% germination of quinoa cultivars under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

شکل 6- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر میانگین وزن خشک گیاهچه بذرهای ارقام کینوا. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 6- Effect of cold plasma treatment duration on the average dry weight of quinoa seed seedlings. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

وزن خشک گیاهچه: بر اساس نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 1) وزن خشک گیاهچه به‌جز آثار دو جانبه ارقام × تنش کادمیوم و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم تحت تأثیر سایر آثار ساده و دو جانبه معنی­دار شد.

پیش­تیمار نمودن بذرهای کینوا با پلاسمای سرد موجب شد تا وزن خشک گیاهچه افزایش یابد. به‌طوری که بیشترین میزان وزن خشک گیاهچه (1/4 میلی­گرم) در شرایط پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 مشاهده شد که بطور معنی­داری بیشتر از سایر تیمارها بود و حدود 71/85 درصد بیشتر از تیمار شاهد بود (شکل 6). کمترین میزان وزن خشک گیاهچه در پیش­تیمار شاهد پلاسمای سرد در رقم Titicaca بدست آمد (شکل 6). تنش کادمیوم سبب کاهش معنی‌دار وزن خشک گیاهچه کینوا در حدود 18/90 درصد در تیمار شاهد (عدم تنش کادمیوم) شد، امّا پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد میزان وزن خشک را افزایش داد (شکل 7). در بین تیمار‌های مورد بررسی کمترین وزن خشک گیاهچه با کاربرد غلظت 150 میلی‌گرم در لیتر کادمیوم در شرایط عدم پیش­تیمار پلاسمای سرد مشاهده شد (شکل 7)

 

 

شکل 7- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر میانگین وزن خشک گیاهچه کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 7- Effect of cold plasma treatment duration on the average dry weight of quinoa seedlings under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

طول گیاهچه: نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که طول گیاهچه تحت تأثیر مدت پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم و اثر متقابل پلاسمای سرد × ارقام و تنش کادمیوم × ارقام قرار گرفت، امّا اثر دو جانبه و پلاسمای سرد × تنش کادمیوم و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم معنی­دار نشد.

بیشترین طول گیاهچه در پیش­تیمار مدت 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 مشاهده شد که اختلاف معنی­داری با رقم Titicaca نداشت. پیش­تیمار مدت 30 ثانیه پلاسمای سرد طول گیاهچه را 79/53 درصدنسبت به تیمار شاهد افزایش داد (شکل 8). تنش کادمیوم سبب کاهش طول گیاهچه کینوا در حدود 18/40 درصد در تیمار شاهد شد (شکل 9). در بین تیمار‌های مورد بررسی کمترین طول گیاهچه با کاربرد غلظت 150 میلی‌گرم در لیتر کادمیوم در رقم Titicaca مشاهده شد (شکل 9)

 

شکل 8- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر میانگین طول گیاهچه بذرهای ارقام کینوا. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 8- Effect of cold plasma treatment duration on the average seedling length of quinoa seed cultivars. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

شکل 9- تأثیر تنش کادمیوم بر میانگین طول گیاهچه بذرهای ارقام کینوا. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 9- The effect of cadmium stress on the average seedling length of quinoa seed cultivars. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

فعالیت آنزیم کاتالاز: بر اساس نتایج حاصل از جدول تجزیه واریانس داده­ها (جدول 2) فعالیت آنزیم کاتالاز تحت تأثیر مدت پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم و اثر متقابل پلاسمای سرد × ارقام، پلاسمای سرد × تنش کادمیوم و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم قرار گرفت، اما اثر متقابل تنش کادمیوم × ارقام معنی­دار نشد. تنش کادمیوم فعالیت آنزیم کاتالاز را افزایش داد، به‌طوری که 150 میلی­گرم در لیتر تنش کادمیوم فعالیت آنزیم کاتالاز را 59/68 درصد نسبت به تیمار شاهد افزایش داد (شکل 10). پیش­تیمار نمودن بذرهای کینوا با پلاسمای سرد موجب شد تا فعالیت آنزیم کاتالاز افزایش یابد. با توجه به نتایج، بیشترین فعالیت آنزیم کاتالاز در شرایط تنش 150 میلی­گرم در لیتر و پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 مشاهده شد که به‌طور معنی­داری بیشتر از سایر تیمارها بود ،اما اختلاف معنی­داری بین غلظت­های کادمیوم (صفر، 50 و 150 میلی­گرم در لیتر) وجود نداشت. همچنین کمترین فعالیت آنزیم کاتالاز در شرایط بدون پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد و بدون تنش کادمیوم در رقم Titicaca مشاهده شد که بطور معنی­داری کمتر از سایر تیمارها بود (شکل 10).

 

 

جدول 2- تجزیه واریانس اثرات مدت تیمار پلاسمای سرد و تنش کادمیوم بر فعالیت بیوشیمیایی و میزان ساپونین گیاهچه‌های ارقام کینوا

Table 3- Analysis of variance of the effects of cold plasma treatment duration and cadmium stress on biochemical activity and saponin content of quinoa cultivar seedlings

Saponin content

Proline

Polyphenol oxidase enzyme activity

Peroxidase enzyme activity

Catalase enzyme activity

df

S.O.V

1.68**

0.48**

1040.76**

1023.38**

3354.07**

2

Plasma cold

164.83**

0.03**

103.52**

95.003**

393.04**

2

Varitey

12.88 ns

0.01*

25.09**

53.02**

121.01**

2

Cadmium stress

0.037 ns

0.05**

12.57**

27.08**

135.59**

4

اPlasma cold × Varitey

0.02 ns

0.01 ns

0.52ns

2.79ns

8.61*

4

Plasma cold × Cadmium stress

1.05 ns

0.003 ns

0.89ns

1.02ns

4.70ns

4

Cadmium stress × Varitey

0.06 ns

0.002 ns

1.44ns

2.14ns

6.87*

8

Plasma cold × Varitey× Cadmium stress

1.20

0.004

1.94

2.05

2.600

54

Error

16.72

11.73

8.53

3.83

3.61

 

CV %

ns،* و ** به ترتیب  غیرمعنی­دار و معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد، یک درصد

ns, * and ** are non-significant and significant at the five percent, one percent probability level, respectively

 

شکل 10- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر فعالیت آنزیم کاتالاز گیاهچه‌های ارقام کینوا تحت تنش کادمیوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می‌دهند.

Figure 10- Effect of cold plasma treatment duration on catalase enzyme activity of quinoa cultivar seedlings under cadmium stress. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

فعالیت آنزیم پراکسیداز: فعالیت آنزیم پراکسیداز تحت تأثیر اثر ساده مدت پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم و اثر متقابل پلاسمای سرد × ارقام قرار گرفت، امّا اثر متقابل تنش کادمیوم × ارقام، پلاسمای سرد × تنش کادمیوم و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم معنی­دار نشد (جدول 2). پیش­تیمار نمودن بذرهای کینوا با پلاسمای سرد موجب شد تا فعالیت آنزیم پراکسیداز افزایش یابد. به‌طوری­که بیشترین فعالیت آنزیم پراکسیداز در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 مشاهده شد که بطور معنی­داری بیشتر از سایر تیمارها بود اما اختلاف معنی­داری با رقم Titicaca وجود نداشت. همچنین کمترین فعالیت آنزیم پراکسیداز در شرایط بدون پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد در رقم Titicaca مشاهده شد که به‌طور معنی­داری کمتر از سایر تیمارها بود که حدود 36/66 درصد کمتر از پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد بود (شکل 11).

 

 

 

شکل 11- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر فعالیت آنزیم پراکسیداز گیاهچه‌های ارقام کینوا. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 11- Effect of cold plasma treatment duration on peroxidase enzyme activity of quinoa cultivar seedlings. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

فعالیت آنزیم پلی­فنل­اکسیداز: بر اساس نتایج جدول تجزیه واریانس، فعالیت آنزیم پلی­فنل­اکسیداز تحت تأثیر اثر ساده مدت پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم و اثر متقابل پلاسمای سرد × ارقام قرار گرفت، اما اثر متقابل تنش کادمیوم × ارقام، پلاسمای سرد × تنش کادمیوم و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم معنی­دار نشد (جدول 2). همانطور که در شکل 12 مشاهده می­شود بیشترین و کمترین فعالیت آنزیم پلی­فنل­اکسیداز به­ترتیب در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 و بدون پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد در رقم Titicaca مشاهده شد. در شرایط پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد، بین رقم Q26 و رقم Titicaca اختلاف معنی­داری وجود نداشت (شکل 12).

 

 

 

شکل 12- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر فعالیت آنزیم پلی فنل پراکسیداز گیاهچه‌های ارقام کینوا. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 12 - Effect of cold plasma treatment duration on polyphenol peroxidase enzyme activity of quinoa cultivar seedlings. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

شکل 13- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد بر میزان پرولین گیاهچه‌های ارقام کینوا. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 13- Effect of cold plasma treatment duration on proline content of quinoa cultivar seedlings. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

پرولین: بر اساس نتایج جدول تجزیه واریانس، محتوای پرولین تحت تأثیر مدت پلاسمای سرد، ارقام و تنش کادمیوم و اثر متقابل پلاسمای سرد × ارقام قرار گرفت، اما اثر دو جانبه پلاسمای سرد × تنش کادمیوم، تنش کادمیوم × ارقام و اثر سه جانبه پلاسمای سرد × ارقام× تنش کادمیوم معنی­دار نشد (جدول 2). همانطور که در شکل 13 مشاهده می­شود با افزایش پیش­تیمار مدت پلاسمای سرد، محتوای پرولین افزایش یافت. به‌طوری که بیشترین محتوای پرولین در پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد بدست آمد که بین ارقام کینوا اختلاف معنی­داری در این تیمار وجود نداشت. کمترین محتوای پرولین در شرایط بدون پلاسمای سرد در رقم Titicaca بدست آمد که حدود 99/72 درصد کمتر از پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد در رقم Q26 بود (شکل 13)

 

ساپونین: بر اساس نتایج جدول تجزیه واریانس، محتوای ساپونین تحت تأثیر آثار ساده مدت پلاسمای سرد و ارقام کینوا معنی­دار شد، امّا سایر تأثیرات بر محتوای ساپونین معنی­دار نبود (جدول 2). همانطور که در شکل a 14 مشاهده می­شود، با افزایش مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد از 10 به 30 ثانیه محتوای ساپونین در حدود 35/10 تا 42/23 درصد نسبت به تیمار شاهد افزایش یافت. بیشترین محتوای ساپونین در رقم Q26 مشاهده شد که بطور معنی­داری بیشتر از سایر تیمارها بود. همچنین کمترین محتوای ساپونین در رقم Titicaca بدست آمد (شکل b 14)

 

 

 

شکل 14- تأثیر مدت پیش­تیمار پلاسمای سرد (a) و ارقام کینوا (b) بر محتوای ساپونین. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار هستند و حروف یکسان عدم اختلاف معنادار در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون دانکن را نشان می­دهند.

Figure 14 - Effect of cold plasma treatment duration (a) and quinoa cultivars (b) on saponin content. The values are the mean values of three repetitions ± standard deviation and the same letters indicate the existence of a significant difference at the 1% probability level using Duncan's test.

 

 

 

بحث

در پژوهش حاضر، تأثیر مثبت تیمار پلاسمای سرد اتمسفری در ارقام کینوا در شرایط سمیت کادمیوم در شرایط آزمایشگاهی بررسی شد. بر اساس نتایج این پژوهش درصد جوانه­زنی بذرهای کینوا با افزایش غلظت کادمیوم کاهش یافته است (شکل 1)، که با نتایج Sheikhzadeh et al. (2021) روی گیاه گاوزبان (Borago officinalisSilva et al. (2021) بر روی پنبه (Gossypium) مطابقت داشت. Anwar et al. (2021) گزارش کردند سمیت کادمیوم در جوانه زدن گیاهچه­های سورگوم (Sorghum) دو رنگ فعالیت آنزیم هیدرولیز کننده )مانند آمیلازها، پروتئازها و لیپازها( را مختل می­کند و تأثیر منفی بر انتقال محصولات هیدرولیز (پروتئین­ها و لیپیدها) به سمت محور جنینی در حال رشد دارد و در نتیجه سبب افزایش میانگین مدت جوانه­زنی می­شود. بنابراین تنش کادمیوم با تأثیر منفی بر انتقال مواد، منجر به کاهش سرعت جوانه­زنی می­شود. در واقع سرعت جوانه­زنی رابطه معکوسی با میانگین مدت زمان جوانه­زنی دارد، به­نحوی که هر چه سرعت جوانه­زنی افزایش یابد، مدت زمان لازم برای جوانه زدن بذر نیز کاهش پیدا می­کند. میانگین مدت جوانه­زنی همچنین با کیفیت توده بذری رابطه عکس دارد، بنابراین هر چه میانگین مدت جوانه­زنی بذر کمتر باشد، نمونه بذری از کیفیت بیشتری برخوردار است (Mahmoudi et al., 2023).

تنش کادمیوم سبب کاهش طول گیاهچه شد که با نتایج Sheikhzadeh et al. (2021) بر روی گیاه گل گاوزبان (Borago officinalisSilva et al. (2021) بر روی پنبه (Gossypium) مطابقت داشت. یون‌های کادمیوم بیش از حد به آسانی توسط ریشه گیاه جذب می‌شوند، سپس به اندام‌های هوایی منتقل می‌شوند و تغییرات پیچیده‌ای را در گیاهان در سطوح مختلف ایجاد می‌کنند (Salarizadeh et al., 2016).

مهار رشد توسط کادمیوم می­تواند به علت مهار تقسیم سلولی و سرعت طویل شدن سلول­ها باشد که اغلب توسط مهار غیر قابل برگشت پمپ پروتون که مسؤل این فرآیند است، رخ می­دهد (Amooaghaie et al., 2013) که با نتایج  Amjad et al. (2021) بر روی گیاه کینوا مطابقت دارد. بسیاری از پژوهشگران گزارش کرده­اند تحت تنش کادمیوم کاهش قابل توجهی در رشد گیاهان وجود دارد (Rehman et al., 2019). به طور مشابه، Amjad et al. (2021) دریافتند که رشد گیاه کینوا با افزایش سطح کادمیوم خاک از 30 به 90 میلی‌گرم در کیلوگرم به ترتیب کاهش می­یابد. این کاهش ناشی از کادمیوم در رشد کینوا به ناهنجاری­های متعددی مانند جذب محدود مواد مغذی، سمیت یون کادمیوم، محدودیت روابط آبی گیاهی، فرآیند فتوسنتزی و فعالیت­های آنزیمی نسبت داده می­شود (Rehman et al., 2019 Abdal et al., 2021;). افزایش شاخصه­های رشدی گیاهچه مانند طول و وزن گیاهچه ارتباط بسیار نزدیکی با سرعت جوانه­زنی دارند. زیرا، بذرهای تحت پیش­تیمار زودتر جوانه­زده و گیاهچه بزرگتری را ایجاد می­کنند. در حالی­که، تمامی تیمارها در یک زمان مشخص ارزیابی می­شوند. گیاهان برای تعدیل تنش اکسیداتیو، فعالیت آنزیم­های پاد ­اکسیدان نظیر کاتالاز، پراکسیدازها و سوپر اکسید دیسموتاز، همچنین سنتز پاد ­اکسیدان­های غیرآنزیمی را افزایش می­دهند تا وضعیت پتانسیل ردوکس سلولی را کنترل کنند (Jafarhaddadian et al., 2020). این موضوع به­خوبی اثبات شده است که سیستم پاد­اکسیدانی نقش مهمی در تحمل گیاه به شرایط تنش­زا دارد و فعالیت یک یا تعداد بیشتری از آنزیم­های پاد ­اکسیدان در گیاهان قرارگرفته در شرایط تنش افزایش می­یابد و سبب افزایش تحمل گیاه به تنش می­شود (Gerami et al., 2018; Mahmoudi et al., 2023; Khaliliaqdam et al., 2024). نتایج این پژوهش نشان داد پیش‌تیمار بذرهای کینوا با پلاسمای سرد منجر به بهبود فاکتورهای رشدی شامل طول گیاهچه، وزن خشک گیاهچه و همچنین شاخص‌های جوانه­زنی مانند سرعت و درصد جوانه­زنی در شرایط تنش کادمیوم شد. این بهبود رشدی هم‌زمان با افزایش فعالیت آنزیم‌های پاد‌اکسیدانی کاتالاز، پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز مشاهده شد. به نظر می‌رسد پیش‌تیمار پلاسمای سرد با تحریک سیستم دفاعی آنتی‌اکسیدانی گیاه، موجب کاهش آسیب‌های ناشی از گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) تولیدشده تحت تنش کادمیوم شده و در نتیجه، با حفظ یکپارچگی ساختاری در سلول‌ها سبب تداوم تقسیم و طویل شدن سلولی و در نهایت افزایش رشد گیاه شده است. افزایش معنی­دار طول گیاهچه و وزن خشک گیاهچه در تحت تیمار پلاسمای سرد در سویا (Ling et al., 2014)، کنجد (Goudarzi et al., 2021)، نخود (Fereydoni & Alizaheh, 2022)، پریوش (Noormohammadi et al., 2019) و گندم گزارش (Guo et al., 2018) شده است. همچنین گزارش شده که تیمار پلاسمای سرد سبب افزایش سرعت جابجایی ذخایر غذایی بذر (کربوهیدارت­ها و پروتئین­ها) در مرحله جوانه­زنی می­شود و در نتیجه، گیاهچه­های قوی­تر و با وزن خشک بالاتر حاصل می­شود (Singh et al., 2019). رقم­هایی با کارایی استفاده از ذخیره بذر بالاتر، بنیه بالاتری داشته و بدون در نظر گرفتن وزن بذر، سریعتر جوانه زده و گیاهچه­هایی با ماده خشک بالاتر تولید می­کنند (Andrade et al., 2019). نتایج حاصل در بررسی 4 ژنوتیپ کینوا UDEC-5 (Q4) و Kcoito (Q3) ،Red Faro (Q2), Tumeko (Q1)  تشان داد که رقم­های  Q2 وQ4  دارای وزن خشک گیاهچه بالاتری نسبت به دو رقم دیگر بود (Derbali et al., 2020). در بررسی دو رقم کینوا نیز گزارش شده است که وزن خشک گیاهچه تحت تأثیر رقم قرار می­گیرد (Amiryousefi et al., 2021) که با نتایج این پژوهش مطابقت دارد. پژوهش حاضر نشان داد تحت تنش کادمیوم، پیش‌تیمار بذرهای کینوا با پلاسمای سرد منجر به افزایش در فعالیت آنزیم‌های پاد‌اکسیدانی نظیر کاتالاز و پراکسیداز شد، که هم‌زمان با بهبود فاکتورهای رشدی مانند طول و وزن خشک گیاهچه و شاخص‌های جوانه­زنی بود. این نتایج با یافته­های Alharby et al. (2021) هم­راستا است که نشان می‌دهد که فعالیت‌های CAT، APX و POD  روند افزایشی بر سمیت کادمیوم را نشان می‌دهد. پژوهش حاضر نشان داد که تحت تنش کادمیوم فعالیت هر دو این آنزیم افزایش یافته است. افزایش‌های مشابهی در فعالیت این آنزیم‌ها نیز تحت تنش کادمیوم هم در آزمایش‌های خاک و هم در کشت محلول در کینوا مشاهده شد (Amjad et al., 2021; Abdal et al., 2021; Iftikhar et al., 2021). بنابراین، می­توان استنباط کرد که هر دو آنزیم کاتالاز و پراکسیداز نقش مهمی در سم زدایی H2O2 و آسیب سلولی حاصل در گیاهان تحت تنش کادمیوم دارند (Abdal et al., 2021; Iftikhar et al., 2021). نتایج این پژوهش نشان داد که پیش‌تیمار بذرهای کینوا با پلاسمای سرد توانست تا حد زیادی آثار منفی تنش کادمیوم را کاهش داده و موجب افزایش معنی‌دار در فعالیت آنزیم‌های پاداکسیدانی مانند کاتالاز، پراکسیداز و پلی‌فنل‌اکسیداز شود. Kamalvand et al. (2022) نشان دادند تنش کادمیوم بسته به نوع آنزیم، الگوی متفاوتی از تغییرات فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان ایجاد می‌کند. همچنین  Dawuda et al. (2020)در گیاه کاهو افزایش فعالیتPOD ، PPO و تجمع پرولین را در پاسخ به CdCl₂ گزارش کردند. به‌طور مشابه، Pakbaz et al. (2023) افزایش فعالیت آنزیم‌های دفاعی را در گیاه یونجه تحت تنش کادمیوم مشاهده نمودند. همانطور که توسط چندین پژوهش نشان داده شده است، پلاسمای سرد و محلول­های فعال شده با پلاسما می­توانند به عنوان محرک­های اکسیداتیو عمل کنند و تعادل ردوکس را بر هم بزنند. عدم تعادل ردوکس، تعامل RONS (Reactive Oxygen and Nitrogen Species) با مولکول­های زیستی را تقویت می­کند و منجر به تغییر یا آسیب اکسیداتیو می­شود.  RONS زیاد می‌تواند با سایر واکنش‌های متابولیک، فیتوهورمون­ها و آبشارهای سیگنال­دهنده رشد و نمو که گیاه را در سطوح مختلف فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و مولکولی تغییر می­دهند، تداخل داشته باشد (Adhikari et al., 2020). هرچند RONS در غلظت‌های بالا می‌تواند سبب آسیب اکسیداتیو شود، اما در غلظت‌های پائین نقش تنظیم‌کننده در فرآیندهای رشد، تعادل ردوکس، آبشارهای سیگنال‌دهی و فعالیت فیتوهورمون‌ها دارد (Rahman et al., 2018; Mhamdi & Breusegem, 2018). بدین ترتیب، به نظر می‌رسد پلاسمای سرد با القای ملایم پاسخ‌های دفاعی، تعادل سیستم آنتی‌اکسیدانی را در برابر سمیت کادمیوم بازیابی کرده و توسط کاهش تنش اکسیداتیو، بهبود وضعیت جوانه­زنی و افزایش شاخص‌های رشدی گیاه کینوا را به دنبال داشته است.. همچنین پژوهش اثر پلاسمای سرد بر بذر گوجه­فرنگی (Lycopersicon esculentum) و تعیین زمان پردازش روی آنزیم­های کاتالاز و پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز و نتایج اثر پلاسمای سرد در مدت زمان 2 دقیقه بر ویژگی­های فیزیکی، شیمیایی و میکروبی رشته­های خشک زعفران (Fazeli et al., 2019) با نتایج حاصل مطابقت دارد. همچنین نتایج پژوهش حاضر نشان دهنده افزایش محتوای ساپونین تحت تیمار پلاسمای سرد است که با نتایج برخی از پژوهشگران همخوانی دارد (Pulvento et al., 2012). محتوای ساپونین یک صفت وابسته به رقم در کینوا است (Ruiz et al., 2017). پژوهش‌های  Rabbani et al. (2022)کمتر بودن محتوای ساپونین در رقم  Titicacaرا در مقایسه با رقم Q29 نشان داد که با نتایج پژوهش حاضر مطابقت داشت. نتایج پژوهش‌های Ruiz et al. (2017) در ارزیابی محتوای ساپونین پوسته بذر شش ژنوتیپ کینوا نشان داد، که توزیع محتوای ساپونین و فراوانی نسبی به رقم­ها و ویژگی­های زراعی آن بستگی دارد. همچنین محتوای ساپونین با منشاء و پیشینه­ی ژنتیکی متفاوت در رقم­ها تغییر می­کند. ساپونین-ها دارای ظرفیت پاد ­اکسیدانی قوی هستند وکاهش محتوای ساپونین کینوا می­تواند کیفیت و طعم آن را بهبود بخشد (Zurita- Silva et al., 2014). بنابراین می‌توان نتیجه گرفت که استفاده از پیش­تیمار پلاسمای سرد، با فعال‌سازی سازوکارهای دفاعی گیاه، راهکار مؤثری برای کاهش آسیب‌های ناشی از فلزات سنگین مانند کادمیوم و بهبود عملکرد گیاه است.

 

نتیجه­گیری کلی

نتایج این پژوهش نشان داد که تنش کادمیوم با ایجاد تنش اکسیداتیو موجب کاهش رشد و تغییر در فعالیت آنزیم‌های پاداکسیدانی در گیاه کینوا می‌شود. با این حال، پیش‌تیمار بذر با پلاسمای سرد توانست با تحریک سیستم دفاعی گیاه و افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان نظیر کاتالاز، پراکسیداز و پلی‌فنل‌اکسیداز، آثار منفی ناشی از کادمیوم را تا حد زیادی کاهش داده و به بهبود فاکتورهای رشدی مانند طول و وزن خشک گیاهچه و شاخص‌های جوانه­زنی منجر شود. این نتایج بیانگر آن است که پلاسمای سرد می‌تواند به‌عنوان یک تکنولوژی فیزیکی مؤثر و سازگار با محیط زیست برای افزایش مقاومت گیاهان در برابر تنش کادمیوم، به‌ویژه در مراحل اولیه رشد، مورد استفاده قرار گیرد. از این‌رو، به‌کارگیری آن در سیستم‌های کشاورزی پایدار و مناطق آلوده به فلزات سنگین می‌تواند راهکاری نوین و عملی برای ارتقاء عملکرد گیاهان و کاهش آسیب‌های زیست‌محیطی باشد. در پژوهش حاضر، رقمQ26  و پیش­تیمار 30 ثانیه پلاسمای سرد نتایج بهتری در مقایسه با تیمارهای دیگر نشان داد.

 

سپاسگزاری

بدین وسیله نویسندگان این مقاله برخود لازم می­دانند که ازتمامی افرادی که در اجرای پژوهش همکاری داشتند کمال تشکر و قدردانی را نمایند.

Abdal, N., Abbas, G., Asad, S. A., Ghfar, A. A., Shah, G. M., Rizwan, M., Ali, S., & Shahbaz, M. (2021). Salinity mitigates cadmi-um-induced phytotoxicity in quinoa (Chenopodium quinoa Willd) by limiting the Cd uptake and improved responses to ox-idative stress: Implications for phytoremediation. Environmental Geochemistry and Health, 45, 1–15. https://doi.org/10.1007/s10653-021-01082-y
Adhikari, B., Adhikari, M., & G, Park. (2020). The effects of plasma on plant growth, development, and sustainability. Applied Sciences, 10(17), 6045    . https://doi.org/10.3390/app10176045
Aebi, H. (1984) Catalase in vitro. Methods Enzymology, 105, 121-126.   

 https://doi.org/10.1016/s0076-6879(84)05016-3
Alharby, H. F. Al-Zahrani, H. S., & Abbas, G. (2022). Potassium and silicon synergistically increase cadmium and lead tolerance and phytostabilization by Quinoa through modulation of physiological and biochemical attributes. Toxics, 10(4),169. https://doi.org/10.3390/toxics10040169.
Amiryousefi, M., Tadayon, M. R., & Ebrahimi, R. (2021). Effect of nitrogenous and phosphorus biofertilizers on seed germination and some biochemical characteristics of two quinoa cultivars (Chenopodium quinoa Willd.) under drought stress. Iranian Journal of Plant Biology, 13(1), 107-126.   https://doi.org/10.22108/ijpb.2021.125105.1227 [In Persian]
Amjad, M., Iqbal, M. M., Abbas, G., Farooq, A. B. U., Naeem, M. A., Imran, M., Murtaza, B., Nadeem, M., & Jacobsen, S. E. (2021). Assessment of cadmium and lead tolerance potential of quinoa (Chenopodium quinoa Willd) and its implications for phy-toremediation and human health. Environmental Geochemistry and Health, 44, 1–14. https://doi.org/10.1007/s10653-021-00826-0
Amooaghaie, R., Marefat, E., & Shabani, L. (2013). Interaction of salicylic acid and cadmium on growth, photosynthetic pigments and ion distrubiution in arial parts of soybean plantlets. Iranian Journal of Plant Biology, 4(14), 75-88.   https://www.sid.ir/paper/160042/en [In Persian]
Andrade, G. C. D., Coelho, C. M. M., & Padilha, M. S. (2019). Seed reserves reduction rate and reserves mobilization to the seedling explain the vigor of maize seeds. Seed Science, 41(4), 488-497.          http://dx.doi.org/10.1590/2317-1545v41n4227354
Anwar, S., Shafiq Zaib-un, F., Muhammad, U., Ashraf, Y., & Ali, N. (2021). Effect of cadmium stress on seed germination, plant growth and hydrolyzing enzymes activities in mungbean seedlings. Journal of Seed Science, 43.   http://dx.doi.org/10.1590/2317-1545v43256006
Bates, L. S., Waldren, R. P., & Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and Soil, 39, 205-207. https://doi.org/10.1007/BF00018060
Billah, M., Karmakar. S., Mina, F. B., Haque, M. N., Rashid, M. M., Hasan, M. F. Acharjee, U. K., & Talukder, M. R. (2020). Investigation of mechanisms involved in seed germination enhancement, enzymatic activity and seedling growth of rice (Oryza Sativa L.) using LPDBD (Ar+Air) plasma, Archives of Biochemistry and Boiphysics, 698. https://doi.org/10.1016/j.abb.2020.108726
Bozhanova, V., Marinova, P., Videva, M., Nedjalkova, S., & Benova, E. (2024). Effect of cold plasma on the germination and seedling growth of durum wheat genotypes. Processes, 12(3), 544. https://doi.org/10.3390/pr12030544
Ceccato, D. V., Bertero, H. D., & Batlla, D. (2011). Environmental control of dormancy of quinoa (Chenopodium quinoa) seeds, two potential genetic resources for preharvest sprouting tolerance. Seed Science Research, 21(2), 133–141. https://doi.org/10.1017/S096025851100002X
Chang, C. J., & Kao, C. H. (1998). H2O2 metabolism during senescence of rice leaves: changes in enzyme activities in light and darkness. Plant Growth Regulation, 25(1), 11-15.           https://doi.org/10.1023/A:1005903403926.
Dawuda, M. M., Liao, W., Hu, L., Yu, J., Xie, J., Calderón-Urrea, A., Wu, Y., & Tang, Z. (2020). Foliar application of abscisic acid mitigates cadmium stress and increases food safety of cadmium-sensitive lettuce (Lactuca sativa L.) genotype. Peer Journal, 8, e9270. https://doi.org/10.7717/peerj.9270.
DeCaroli, M., Furini, A., Dalcorso, G., Rojas, M., & Sansebastiano, G. P. D. (2020). Endomembrane reorganization induced by heavy metals. Plant, 9, 482.  https://doi.org/10.3390/plants9040482
Derbali, W., Goussi, R., Koyro, H. W., Abdelly, C., & Manaa, A. (2020). Physiological and biochemical markers for screening salt-tolerant quinoa genotypes at early seedling stage. Journal of Plant Interactions, 15(1), 27-38. https://doi.org/10.1080/17429145.2020.1722266
Ellis, R. H., & Roberts, E. H. (1981). The quantification of ageing and survival in orthodox seeds. Seed Science and Technology, 9, 373-409.  http://pascalfrancis.inist.fr/vibad/index.php?action=getRecordDetail&idt=pascalagrolineinera8110518359
Fazeli, E., Ebrahimi, E., & Shokri, Gh. (2019 December 21). Increasing the germination of wheat and corn using wheat plasma, dielectric dam. National Conference on Science and Technology of Agricultural Sciences, Natural Resources and Environment of Iran, Tehran.
Fereydoni, M., & Alizaheh, H. (2022). Microscopic investigation of cold plasma effect on chickpea seed germination. Journal of Agricultural Machinery, 12(2), 231-240. https://doi.org/10.22067/jam.v12i2.88718 [In Persian]
Gerami, M., Ghorbani, A., & Karimi, S. (2018). Role of salicylic acid pretreatment in alleviating cadmium-induced toxicity in Salvia officinalis L. Iranian Journal of Plant Biology, 10(1), 81-96.  https://doi.org/10.22108/ijpb.2018.108633.1069 [In Persian]
Ghasemzadeh, N., Iranbakhsh, A., Oraghi-Ardebili, Z., Saadatmand, S., & Jahanbakhsh-Godehkahriz, S. (2024). Effect of atmospheric cold plasma and cadmium stress on biochemical properties and activity of antioxidant enzymes in wheat plant. Plant Process and Function, 13(59), 21 .                                              https://doi.org/10.22034/13.59.365
Gholami, A., Safa, N. N., Khoram, M., Hadian J., & Ghomi. H. (2016). Effect of low-pressure radio frequency plasma on ajwain seed germination. Plasma Medicine Journal. 6(3–4), 389–396        `. https://doi.org/10.1615/PlasmaMed.2017019157
Gómez-Ramírez, A., López-Santos, C., Cantos, M., García, J. L., Molina, R., Cotrino, J., Espinós, J. & González-Elipe, A. R. (2017). Surface chemistry and germination improvement of Quinoa seeds subjected to plasma activation. Science Report. 7(1), 1-12. https://doi.org/10.1038/s41598-017-06164-5
Goudarzi, S. H., Ghafoorifard, H., Ghasemi, S. A., & Mazandarani, A. (2021 Mar 1-7). The effect of atmospheric cold plasma on the rates of germination and root length and shoot length of sesame seed. 27th Iran Nuclear Conference, Iran. [In Persian]
Guo, Q., Meng, Y., Qu, G., Wang, T., Yang, F., Liang, D., & Hu, S. (2018). Improvement of wheat seed vitality by dielectric barrier discharge plasma treatment. Bioelectromagnetics, 39(2), 120-131. https://doi.org/10.1002/bem.22088
Huang, Z., Gao, J., Zhao, G., He, J., Mao, Y., Kan, H., & Song, Zh. (2024). Uptake and transport mechanisms for cadmium by Myriophyllum aquaticum in a constructed wetland, Ecotoxicology and Environmental Safety, 283, 116846.   https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2024.116846
Hunter, E. A., Glasbey, C. A., & Naylor, R. E. L. (1984). The analysis of data from germination tests. Journal of Agricultural Science, 102(1), 207 -213. https://doi.org/10.1017/S0021859600041642
Hussain, M. I., Farooq, M., Syed, Q. A., Ishaq, A., Al-Ghamdi, A. A., & Hatamleh, A. A. (2021). Botany, nutritional value, phytochemical composition and biological activities of Quinoa. The Plant Journal, 10, 2258. https://doi.org/10.3390/plants10112258
Iftikhar, A., Abbas, G., Saqib, M., Shabbir, A., Amjad, M., Shahid, M., Ahmad, I., Iqbal, S., & Qaisrani, S. A. (2021). Salinity modulates lead (Pb) tolerance and phytoremediation potential of quinoa: A multivariate comparison of physiological and biochemical attributes. Environmental Geochemistry and Health, 44, 257–272. https://doi.org/10.1007/s10653-021-00937-8
Imbert, E. (2002). Ecological consequence and ontology of seed eteromotphism. Plant Ecology Evolution System, 5(1), 13-36. https://doi.org/10.1078/1433-8319-00021
ISTA. (2017). International Rules for Seed Testing. International Seed Testing Association. https://www.ingentaconnect.com/content/ista/rules.
Jafarhaddadian, E., Zoufan, P., & Shafiei, M. (2021). Effect of NaCl on Cd stress modulation, antioxidant system and Cd uptake and accumulation in Malva parviflora L. Iranian Journal of Plant Biology, 12(4), 59-76.      https://doi.org/10.22108/ijpb.2021.122156.1204 [In Persian]
JawadHassan, M., Ali Raza, M., Ur Rehman, S., Ansar, M., Gitari, H., Khan, I., Wajid, M., Ahmed, M., Abbas Shah, G., Peng. Y., & Li, Z (2020). Effect of cadmium toxicity on growth, oxidative damage, antioxidant defense system and cadmium accumulation in two Sorghum cultivars. The Plant Journal, 9(11), 1575. https://doi.org/10.3390/plants9111575
Jiafeng, J., Xin, H. Ling, L.I. Jiangang, L. Hanliang, S. Qilai., X. & Yuanhua, D. (2014). Effect of cold plasma treatment on seed germination and growth of wheat. Plasma Science Technology, 16(1), 54-58. https://doi.org/10.1088/1009-0630/16/1/12
Kamalvand, A., Hosseini Sarghein, S., & Karamian, R. (2022). Impact of cadmium stress on growth and physiological responses of fenugreek (Trigonella foenum-graecum L.). Journal of Plant Physiology and Breeding, 12(1), 51-65. https://doi.org/10.22034/jppb.2022.15483
Kar, M., & Mishra., D. (1976). Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57(2), 315-319.         https://doi.org/10.1104/pp.57.2.315
Khaliliaqdam, N., Saeidian, S., Baghaeifar, Z. & Taheri, T. (2024). Evaluation of activity changes of antioxidant enzymes in saffron seedlings under cadmium stress. Journal of Plant Biological Sciences, 15(4), 133-158. https://doi.org/10.22108/ijpb.2024.142018.1370
Kocira, S., Pérez-Pizá, M. C., Bohata, A., Bartos, P., & Szparaga, A. (2022). Cold plasma as a potential activator of plant biostimulants. Sustainability, 14(1), 495.  https://doi.org/10.3390/su14010495
Koziol, M. J. (1991). Afrosimetric estimation of threshold saponin concentration for bitterness in quinoa (Chenopodium quinoa Willd.). Journal of Science Food and Agriculture, 54(2), 211–219. https://doi.org/10.1002/jsfa.2740540206
Kumar, C., S., S. P. J., Chintagunta, A. D. Lichtfouse, E., Naik, B., Ramya P, Kumari, K., & Kumar, S., (2022). Non-thermal plasmas for disease control and abiotic stress management in plants. Environmental Chemistry Letters, 20, 2135–2164. https://doi.org/10.1007/s10311-022-01399-9
Li, L. J. Li, Shen, M. Zhang, C., & Dong, Y. (2015). Cold plasma treatment enhances oilseed rape seed germination under drought stress. Science Reports., 5, 13033, https://doi.org/10.1038/srep13033
Li, Y., Wang, T., Meng, Y., Qu, G., Sun, Q., Liang., D., & Hu, S. (2017). Air atmospheric dielectric barrier discharge plasma induced germination and growth enhancement of wheat seed. Plasma Process. 37, 1621–1634.       https://doi.org/10.1007/s11090-017-9835-5
Ling, L., Ling, Zh., & Yuanhua, D. (2025). Seed priming with cold plasma mitigated the negative influence of drought stress on growth and yield of rapeseed (Brassica napus L.), Industrial Crops and Products, 228, 120899.    https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2025.120899
Ling, L., Jiafeng, J., Jiangang, L., Minchong, S., Xin, H., Hanliang, S., & Yuanhua, D. (2014). Effects of cold plasma treatment on seed germination and seedling growth of soybean. Science Reports, 4(1), 1-7. https://doi.org/10.1038/srep05859
Ling, L., Jiangang, L., & Minchong, S. (2015). Cold plasma treatment enhances oilseed rape seed germination under drought stress. Science Reports, 5, 13033. https://doi.org/10.1038/srep13033
Mahdizadeh, N., Jami Moeini, M., & Khorshid, P. (2023). Research paper: germination percentage enhancement of cumin seed by cold plasma treatment. Iranian Journal of Applied Physics, 13(2), 73-87. https://doi.org/10.22051/ijap.2023.41751.1297
Mahmoudi, F., Shikhzadehmosadegh, P., Zare, N., & Esmailpour, B. (2023). Effect of seed pretreatment with salicylic acid on seed germination, growth and biochemical indices of Quinoa seedlings (Chenopodium quinoa willd.) under cadmium stress. Journal of Plant Biological Sciences, 15(1), 1-26. https://doi.org/10.22108/ijpb.2024.138548.1330
Mahmoudi, F., Sheikhzadeh Mosaddegh, P., Zare, N., & Esmaielpour, B. (2019). Improvement of seed germination, growth and biochemical characteristics of Borage (Borago officinalis L.) seedlings with seed priming under cadmium stress conditions. Iranian Journal of Plant Biology, 11(1), 23-42.  https://doi.org/10.22108/ijpb.2019.111889.1104 [In Persian]
Najafi, Gh., Khomari, S., & Javadi, A. (2015). Germination response of Canola seeds to seed vigor changes and hydro-priming. Seed Science Research, 45(4), 55-70. https://sanad.iau.ir/journal/seedresearch/Article/560947?jid=560947 [In Persian]
Noormohammadi, Z., Mohammadzadeh-Shahir, M., Fahmi, D., Atyabi, S. M., & Farahani, F. (2019). Induced genetic and morphological changes in Catharanthus roseus L. by cold atmospheric plasma. Nova Biologica Reperta. 6(3), 302-310. http://dx.doi.org/10.29252/nbr.6.3.302
Oustani, M., Mehda, S., & Halilat, M.T. (2023). Yield, growth development and grain characteristics of seven Quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) genotypes grown in open-field production systems under hot-arid climatic conditions. Science Reports, 13,   https://doi.org/10.1038/s41598-023-29039-4
Pakbaz, Z., Ebrahimi, A., & Ben, C. (2023). Genetic control and molecular responses of Medicago truncatula to cadmium stress. Euphytica, 219, 84.           https://doi.org/10.1007/s10681-023-03200-6
Perea-Brenes, A., Garcia, J. L., Cantos, M., Cotrino, J., Gonzalez-Elipe, A. R., Gomez-Ramirez, A., & Lopez. Santos, C. (2025). Germination and first stages of growth in drought, salinity, and cold stress conditions of plasma-treated barley seeds. ACS Agricultural Science and Technology, (9), 760-770, https://doi.org/10.1021/acsagscitech.3c00121
Pulvento, C., Riccardi, M., Lavini, A., Iafelice, G., Marconi, E., & d’Andria, R. (2012). Yield and quality characteristics of quinoa grown in open field under different saline and non‐saline irrigation regimes. Journal of Agronomy and Crop Science, 198, 254-263. https://doi.org/10.1111/j.1439-037X.2012.00509.x
Rabbani, B., Karimi, G., Khoramivafa, M., Saeidi, M., Boroomandan, P., Bagheri, M., & Zarei, L. (2022). Effect of sowing date and plant density on seed yield and yield attributes of quinoa (Chenopodium quinoa) genotypes, Iran Agricultural Research, 40(2), 121-133.    https://doi.org/10.22099/iar.2022.42563.1475
Rahman, M. M., Sajib, S. A., Rahi, M. S., Tahura, S., Roy, N. C., Parvez, S., Reza, M. A., M. R, Talukder., & A. H, Kabir. (2018). Mechanisms and signaling associated with LPDBD plasma mediated growth improvement in wheat. Science Report, 8, 10498. https://doi.org/10.1038/s41598-018-28960-3
Rehman, H., Iqbal, H., Basra, S. M. A., Afzal, I., Farooq, M., Wakeel, A., & Ning, W. (2019). Seed priming improves early seedling vigor, growth and productivity of spring maize. Journal of International Agriculture, 14(9), 1745–1754. https://doi.org/10.1016/S2095-3119(14)61000-5
Rezaei, S., Ghobadian, B. Ebadi, M., & Ghomi, H. (2021). Effect of cold plasma on seed gemination charactrestics of Camelina sativa L. and seed dormancy of Kelussia odoratissima Mozaff., and Heracleum persicum Desf. ex Fisch. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 10(1), 17-27. https://doi.org/10.22092/ijsst.2020.126571.1278
Rezaei, H., shahbazi, K., saadat, S., & Bazargan, K. (2022). Investigation of soil pollution and agricultural crops in Iran. Land Management Journal, 10(1), 61-93. https://doi.org/10.22092/lmj.2021.125620.177
Ruiz, K. B., Khakimov, B., Engelsen, S. B., Bak, S., Biondi, S. & Jacobsen, S. E. (2017) Quinoa seed coats as an expanding and sustainable source of bioactive compounds: An investigation of genotypic diversity in saponin profiles. Industrial Crops and Products, 104(1), 156–163. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.04.007
Saeidi, S., Siadat, S. A., Moshatati, A., & Moradi-Telavat, S. N. (2021). Effect of sowing time and nitrogen fertilizer rates on growth, seed yield and nitrogen use efficiency of quinoa (Chenopodium quinoa Willd) in Ahvaz. Iranian Journal of Crop Sciences, 21, 354–367. http://agrobreedjournal.ir/article-1-1080-en.html [In Persian]
Salarizadeh, S., Kavousi, H. R., & Pourseyadi, S. (2016). Effect of cadmium on germination characters and biochemical parameters of two Iranian ecotypes of cumin (Cuminum cyminum L.). Journal of Medicinal Plants and By-products, 5, 15-22. https:/10.22092/jmpb.2016.108919
Salehzade, H. M., Izadkhah Shishvan, M., Chiyasi, F., Forouzin, A., & Abbasi, A. (2009). Effect of seed priming on germination and seedling growth of wheat (Triticum aestivum L.). Research Journal of Biological Sciences, 4(5), 629-631. https://doi.org/10.36478/rjbsci.2009.629.631
Sayahi, K., Sari, A. H., Hamidi, A., Nowruzi, B., & Hassani, F. (2022). The effect of cold plasma on seed germination and seedling growth characteristics of soybean commercial cultivars. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 11(3), 41-54. https://doi.org/10.22092/ijsst.2022.358477.1431
Shams, M., YildirimI, E., Agar, G., Ercisli, S., Dursun, A., Ekinci, M., & Kul, R. (2018). Nitric oxide alleviates copper toxicity in germinating seed and seedling growth of Lactuca sativa L. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 46(1), 167–172. https://doi.org/10.15835/nbha46110912
Sheikhzadeh, P., Zare, N., & Mahmoudi, F. (2021). The synergistic effects of hydro and hormone priming on seed germination, antioxidant activity and cadmium tolerance in borage. Acta Botanica Croatica, 80(1), 18–28. https://doi.org/10.37427/botcro-2021-007
Silva, P., Guilherme, M., Guilherme, L., Santos-Oliveira, J., & da Silva, E. (2021). Evaluation of seed germination development and initial growth of cotton plants exposed to cadmium. Anales de Biología, 43, 111-116.       http://dx.doi.org/10.6018/analesbio.43.11
Singh, R., Prasad, P., Mohan, R., Verma, M. K., & Kumar, B. (2019). Radiofrequency cold plasma treatment enhances seed germination and seedling growth in variety CIM-Saumya of sweet basil (Ocimum basilicum L.). Journal of Applied Reserch on Medicinal and Aromatic Plants, 12, 78-81. https://doi.org/10.1016/j.jarmap.2018.11.005
Singhal, R. K., Kumar, M., Bose, B., Mondal, S., Srivastava, S., Dhankher, O. P., & Tripathi, R. D. (2022). Heavy metal (loid)s phytotoxicity in crops and its mitigation through seed priming technology. International Journal of Phytoremediation, 1-20. https://doi.org/10.1080/15226514.2022.2068502
Švubová, R., Slováková, L., Holubová, L., Rovňanová, D., Gálová, E., & Tomeková. J. (2021). Evaluation of the impact of cold atmospheric pressure plasma on soybean seed germination. Plants, 10(1), 177. https://doi.org/10.3390/plants10010177
Tabakovic, M., Simic, M., Stanisavljevic, R., Milivojevic, M., Secanski, M., & Postic, D. (2020). Effects of shape and size of hybrid maize seed on germination and vigor of different genotypes. Chilean Journal of Agricultural Research, 80 (3), 381-392. https://doi.org/10.4067/S0718-58392020000300381
Toderich, K., Karvtsova, T., Gasimova, K., Alizade, V., Yakovleva, O., & Ozturk, M. (2023). Seed heteromorphism and germination Chenopodium quinoa Willd. related to crop introduction marginalized environments. Pakistan Journal of Botany, 55 (4), 1459-1475.      https://doi.org/10.30848/PJB2023-4(37)
Yadegari, S., Qomi Marzdashri, H., Pezhmanmehr, M., & Mirmasoumi, M. (2022). Plasma treatment effects on seed germination and physiological and enzymatic characteristics of Alyssum homalocarpum L. seedlings. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 38(3), 424-437. https://doi.org/10.22092/ijmapr.2022.358011.3146
Yari, L., Zareyan, A., Sheidaie, S., & Khazaei, F. (2012). Influence of high and low temperature treatments on seed germination and seedling vigor of rice (Oryza sativa L.). World Applied Sciences Journal, 16(7), 1015-1018.
Zayneb, C., Bassem, K., Zeineb, K., Grubb, CD., Noureddine, D., Hafedh, M., & Amine, E. (2015). Physiological responses of fenugreek seedlings and plants treated with cadmium. Environmental Science and Pollution Research, 22, 10679-10689. https://doi.org/10.1007/s11356-015-4270-8
Zhao, H., Guan, J., Liang, Q., Zhang, X., Hu, H., & Zhang, J. (2021). Effects of cadmium stress on growth and physiological characteristics of sassafras seedlings. Scientific Reports, 11(1), 9913. https://doi.org/10.1038/s41598-021-89322-0
Zurita-Silva, A., Fuentes, F., Zamora, P., Jacobsen, S. E., & Schwember, A. R. (2014) Breeding quinoa (Chenopodium quinoa Willd.): Potential and perspectives. Molecular Breeding, 34(1), 13–30. https://doi.org/10.1007/s11032-014-0023-5