بررسی ویژگی‌های فیزیولوژیک، دفاعی و محتوای عناصر دو رقم قرمز و جارویی سورگوم (Sorghum bicolor) در تنش شوری در شرایط کشت درون شیشه

بررسی ویژگی‌های فیزیولوژیک، دفاعی و محتوای عناصر دو رقم قرمز و جارویی سورگوم (Sorghum bicolor) در تنش شوری در شرایط کشت درون شیشه

رؤیا رضوی‌زاده * و ندا طلائی صلواتی
گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، صندوق پستی 3697-19395، تهران- ایران

چکیده
پژوهش حاضر، برای بررسی پاسخ‎های فیزیولوژیک و دفاعی ارقام سورگوم قرمز و جارویی نسبت به تنش شوری در شرایط کشت درون شیشه طراحی شد. در ابتدا بذرهای ارقام گیاه سورگوم در محیط‌کشت MS دارای غلظت‎های0، 50، 100 و 150 میلی‎مولار NaCl در شرایط درون شیشه‎ای کشت شدند. پس از 2 هفته، اثر تنش شوری بر درصد جوانه‎زنی، شاخص‌های رشد، آنتوسیانین کل، فلاونوئیدها، قندهای احیاءکننده، پرولین، یون‎های Na+، K+ و Ca2+، پروتئین محلول کل، فعالیت آنزیم‏های کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز بررسی شد. در پژوهش حاضر، دو رقم قرمز و جارویی، که به‌ترتیب ارقام حساس و مقاوم نسبت به شوری هستند بر‌اساس درصد جوانه‎زنی و شاخص‌های رشد، بررسی شدند. مقدار رنگیزه‎های فتوسنتزی (کلروفیل کل و کاروتنوئید) و آنتوسیانین با افزایش مقدار نمک در هر دو رقم کاهش یافت، درحالی‎که میزان فلاونوئید‌ها در سه طول موج270، 300 و 330 نانومتر افزایش یافتند. با افزایش شوری میزان پرولین، قند و پروتئین در بافت‎های ریشه و ساقة هر دو رقم افزایش پیدا کردند. محتوای یون سدیم در ریشة هر دو رقم و ساقة رقم قرمز افزایش یافت؛ ولی در ساقة رقم جارویی تفاوت معنی‎داری نشان نداد. به‌طور‌کلی، پتاسیم در تنش شوری کاهش یافت. نسبت سدیم به پتاسیم در ریشة هر دو رقم و ساقة رقم قرمز افزایش نشان داد؛ درحالی‏که نسبت سدیم به پتاسیم در ساقة رقم جارویی اثر معنی‏دار نشان نداد. شوری اثر معنی‎داری بر میزان یون کلسیم در ریشة دو رقم نداشت. در حالی‏که میزان کلسیم در ساقة هر دو رقم افزایش یافت. فعالیت آنزیم CAT در اندام هوایی و ریشة هر دو رقم افزایش یافت؛ ولی فعالیت APX در رقم جارویی افزایش و در رقم قرمز کاهش معنی‎‎‎دار را نشان داد.
واژه‌های کلیدی: سورگوم، شوری، کشت درون شیشه

مقدمه.
گیاهان همواره در معرض تنش‏های محیطی قرار دارند که برای رشد و متابولیسم آنها زیان‏آور است. میان آنها، شوری و خشکی، مضرترین تنش‌ها شناخته شده‏اند. شوری خاک یکی از شدیدترین مشکلات زیست‌محیطی برای رشد گیاهان و در‌نهایت عملکرد کشاورزی است. بر‌اساس گزارش Al-Sadi و همکاران (2010) حدود 400 میلیون هکتار از زمین‏های دنیا با تنش شوری مواجه هستند. تنش شوری در گیاهان بر اثر وجود یون‎های سدیم و کلر به وجود می‎آید و تاخیر در جوانه‎زنی و ظهور ریشه‎چه را سبب می‌شود. همچنین از حفظ نیازهای تغذیه‎ای لازم برای رشد و سلامتی گیاه جلوگیری می‌کند. تنش شوری، سمیت یونی، بر‌هم‌خوردن فشار اسمزی و کمبود مواد معدنی را باعث می‌شود؛ در‌نتیجه تاثیر منفی بر فتوسنتز، فرایندهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی دارد و به محدود‌کردن عملکرد محصول و تولید در مقادیر مختلف در گونه‎های گیاهی منجر می‎شود (Kausar et al., 2012). البته پاسخ گیاهان به شوری به نوع گیاه، مراحل نموی گیاه و شدت تنش نیز بستگی دارد (Manchanda and Garg, 2008). سورگوم با نام علمی(Sorghum bicolor L.) از خانوادة Poaceae یکی از گیاهان علوفه‏ای یک‌ساله و متحمل به نمک است که در ایران ذرت خوشه‏ای نامیده می‎شود (Kausar, et al., 2012). ارقام مختلف سورگوم دانه‎ای مانند سفید و قرمز، برای تولید غذا و فیبر استفاده می‎شوند. سورگوم علوفه‎ای مانند سودانگراس، به‌علت سازگاری با شرایط خشک و کم آب، توان زیاد تولید علوفه، به‌شکل علوفة تر، خشک و سیلویی استفاده می‌شود. سورگوم شیرین برای تهیة الکل صنعتی و سورگوم جارویی به‌علت داشتن گل‌آذین‌های بزرگ و پهن معمولا برای تهیة جارو کشت و استفاده می‌شوند (Dahlberg, 2000). این گیاه منبعی غنی از ترکیبات شیمیایی گیاهی و متابولیت‌های ثانویه مانند تانن‌ها، آنتوسیانین‌ها، فنولیک اسیدها، فیتواسترول‌ها و ... است که برای سلامت انسان بسیار ارزشمند هستند؛ به‌طوری‌که گزارش‌هایی مبنی بر تاثیر این گیاه در سلامت قلبی- عروقی و نیز خاصیت ضد سرطانی سورگوم موجود است (Awika and Rooney, 2004). فناوری‎ کشت بافت برای سنجش میزان شوری، بررسی چگونگی تحمل شوری و تغییرات فیزیولوژیک به‌ویژه در گیاهان زراعی با ارزش غذایی، دارویی یا صنعتی نقش کلیدی دارد که دستیابی به اطلاعات با‌ارزش علمی و عملیاتی را ممکن می‌کند. در آزمایشی بر Phaseolus vulgariscv. Brunco L، با افزایش مقادیر مختلف کلرید سدیم در شرایط درون‌شیشه‎ای، فعالیت آنزیم‏های کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز، میزان پرولین، قندهای محلول و محتوای یون سدیم افزایش و محتوای یون پتاسیم کاهش نشان داد (Nafie et al., 2015). در ارقام گندم، افزایش کلرید سدیم در محیط‌کشت در شرایط درون‌شیشه‎ای، کاهش فعالیت کاتالاز، مقدار کلروفیل و افزایش پروتئین را باعث شد (Sen and Alikamanoglu, 2011). وزن تر و خشک در گیاه گوجه‏فرنگی با افزایش شوری در شرایط درون‌شیشه‎ای کاهش یافت (Seth and Kendurkar, 2015). انتخاب رقمی از گیاه سورگوم با سازگاری بیشتر در برابر آب و خاک شور اهمیت زیادی دارد. تحقیقات در شرایط درون‌شیشه‎ای و کنترل‌شده با فضا و زمان محدود، سیستمی ایدئال برای ارزیاب یپتانسیل ژنتیکی گیاهان آزمایش‌شده است. بنابراین تحقیق حاضر برای بررسی میزان تحمل ارقام مختلف سورگوم به تنش شوری، واکنش‏های فیزیولوژیک، دفاعی و پتانسیل جذب عناصر در تنش شوری در شرایط درو‌ن‌شیشه‏ای انجام شد.

مواد و روش‌ها.
تهیة محیط‌کشت MS و کاشت بذرها: بذر‌های چهار رقم سورگوم (سفید، قرمز، جارویی و سودانگراس) تهیه‌شده از شرکت پاکان بذر اصفهان، پس از ضد‌عفونی‌شدن سطحی با الکل ۷۰% به‌مدت ۳۰ تا ۶۰ ثانیه و آب ژاول 20% به‌مدت ۱۵ دقیقه، ۴ تا ۵ مرتبه زیر لامینار و در جریان هوای استریل با آب مقطر شستشو شد. تعداد ۱۰ عدد بذر استریل در محیط‎های کشت MS جامد با غلظت‎های 0، 50، 100 و 150 میلی‎مولار NaCl کشت شد. شیشه‎های کشت حاوی بذر در اتاق رشد با شرایط کنترل‌شدة دمایی (۲±۲۵ درجة سانتیگراد) و در دورة نوری 16/8 ساعت نور/ تاریکی به‌مدت 2 هفته قرار گرفتند تا گیاهان رشد کنند.
درصد جوانه‎زنی: بذر‌های جوانه‌زدة ارقام سورگوم، 2 و 7 روز پس از کشت در محیط‌های کشت MS بدون کلرید سدیم (شاهد) و MS حاوی 50، 100 و 150 میلی‎مولار نمک شمارش شدند و درصد جوانه‎زنی محاسبه شد. طول ریشه و اندام هوایی گیاهان حاصل با خط‌کش میلی‎متری اندازه‌گیری شد. اندازه‌گیری وزن تر و خشک ریشه و اندام هوایی با ترازوی دیجیتال (مدل LE623P Sartorina شرکت Sartorius، آلمان) با دقت 001/0 اندازه‌گیری شد. نمونه‎ها به‌مدت 48 ساعت در آون با دمای 70 درجة سانتیگراد خشک و وزن خشک آن‌ها اندازه‌گیری شد.
اندازه‌گیری رنگیزه‌های فتوسنتزی: استخراج و سنجش کلروفیل و کارتنوئید بر‌اساس روشLichtenthaler (1987) با استون 80% انجام شد. شدت جذب محلول‎ها در طول موج‌های 2/663، 8/646 و 470 به‌ترتیب برای کلروفیل a، b و کاروتنوئیدها با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل UV/mini 1240 شرکت SHIMADZU، ژاپن) خوانده شد.
سنجش قندهای احیاکننده: میزان قندهای احیاءکننده در برگ‎ها و ریشه‎ها با محلول‌های سولفات مس و فسفو مولیبدات اندازه‎گیری شد. شدت جذب محلول‎ها در طول موج 600 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدلUV/mini 1240 شرکت SHIMADZU، ژاپن) تعیین و بر حسب میلی‎گرم بر گرم وزن تر محاسبه و گزارش شد (Nelson, 1944; Somogyi, 1952).
سنجش محتوای فلاونوئید: برای استخراج فلاونوئیدها، 1/0 گرم برگ گیاه با 5/2 میلی‎لیتر اتانول 1% اسیدی کاملاً همگن شد. پس از سانتریفیوژ‌ کردن نمونه‌ها محلول رویی آن‌ها به‌مدت 10 دقیقه در حمام آب گرم در دمای 85 درجة سانتیگراد قرار داده شد و در‌ نهایت جذب هر نمونه در طول موج‎های 270، 300 و 330 نانومتر خوانده شد (Krizek et al., 1998).
سنجش آنتوسیانین: برای اندازه‌گیری میزان آنتوسیانین برگ از روش Wagner (1993) استفاده شد. 1/0 گرم بافت برگ با 5 میلی‎لیتر متانول اسیدی عصاره‎گیری و جذب هر نمونه در طول موج 550 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدلUV/mini 1240 شرکت SHIMADZU، ژاپن) خوانده شد. نتایج بر‌حسب میکرومول بر گرم وزن تر محاسبه شد.
سنجش میزان پروتئین: پروتئین موجود در نمونه‌های گیاهی با بافر فسفات 2/0 مولار (2/7=PH) در دمای ۴ درجة سانتیگراد استخراج و مقدار پروتئین نمونه‌ها در طول موج 595 نانومتر با روش Bradford (1976) با اندکی تغییر (Olson and Markwell, 2007) اندازه‌گیری شد. منحنی استاندارد با آلبومین سرم گاوی رسم و در‌نهایت غلظت پروتئین برحسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر محاسبه شد.
.سنجش محتوای یونی سدیم، پتاسیم، کلسیم و نسبت سدیم به پتاسیم: اندازه‌گیری محتوای یون‌های یاد‌شده پس از هضم بافت گیاهی با نیتریک اسید غلیظ با دستگاه جذب اتمی (مدلAASpect 203، شرکت CHROMOPHOR، آلمان) اندازه‌گیری و سپس مقدار آن برحسب میلی‌گرم بر گرم وزن خشک محاسبه شد (Emami, 1996).
اندازه‌گیری میزان پرولین: تعیین غلظت پرولین با معرف نین هیدرین انجام شد. در این روش از معرف نین هیدرین و استیک اسید گلاسیال برای اندازه‏گیری پرولین استفاده شد. غلظت پرولین نمونه‌ها در طول موج ۵۲۰ نانومتر اندازه‌گیری و در ‌نهایت با‌توجه‌به منحنی استاندارد پرولین، میزان پرولین نمونه‌ها برحسب میلی‏گرم بر گرم وزن تر محاسبه شد (Bates et al., 1973).
سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز: میزان فعالیت آنزیم کاتالاز با بررسی کاهش مقدار پراکسید هیدروژن در طول موج 240 نانومتر به‌مدت 40 ثانیه انجام شد. میزان فعالیت آنزیم با ضریب خاموشی 039/0 بر میلی‏مولار بر سانتی‏متر محاسبه و بر حسب یک واحد (میکرومول پراکسید هیدروژن مصرف‌شده در دقیقه) به ازای میلی‎گرم وزن تر بیان شد (Aebi, 1984).
تعیین فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز: سنجش فعالیت این آنزیم با روش Nakano و Asada (1981) انجام شد. تغییرات جذب در زمان در طول موج 290 نانومتر به‌مدت یک دقیقه ثبت شد. میزان فعالیت آنزیم با ضریب خاموشی معادل 8/2 بر میلی‏مولار بر سانتی‏متر محاسبه و بر حسب یک واحد (میکرومول پراکسید هیدروژن مصرف‌شده در دقیقه) به ازای میلی‎گرم وزن تر بیان شد.
تحلیل آماری: همة آزمایش‎ها بر‌اساس یک طرح کاملاً تصادفی انجام شد و آنالیز واریانس داده‏ها با SPSS نسخة 16 انجام شد. مقایسة میانگین بر‌اساس آزمون دانکن در سطح معنی‏داری P≤0.05 محاسبه شد.

نتایج و بحث.
تاثیر تنش شوری بر جوانه‌زنی و شاخص‌های رشد رویشی گیاه: در پژوهش حاضر، کاهش درصد جوانه‏زنی با افزایش شوری در ارقام جارویی، سفید، سودانگراس و قرمز مشاهده شد. در روز دوم، این کاهش در همة ارقام سورگوم مشاهده شد؛ اما در روز هفتم پس از کشت، رقم جارویی در هیچ‌یک از مقادیر شوری تفاوت معنی‏دار نشان نداد در حالی‌که رقم قرمز کاهش جوانه‎زنی را در همة سطوح شوری نشان داد (شکلA-B-1). با‌توجه‌به نتایج حاصل، سورگوم جارویی، رقم مقاوم، و سورگوم قرمز، رقم حساس، برای انجام آنالیزهای دیگر در این مطالعه انتخاب شدند. تنش‎های محیطی مانند تنش خشکی و شوری شرایطی ایجاد می‌کنند که با تاثیر بر مرحلة جوانه‎زنی گیاه، به تغییر بسیاری از عوامل مورفولوژیک و فیزیولوژیک آن در مدت حیاتش منجر می‌شوند. برای ارزیابی اثر شوری بر سورگوم، مراحل جوانه‎زنی و ظهور ریشه ممکن است معیار مناسبی باشند. تنش شوری به‌دلیل کاهش آب لازم برای آب‌نوشی و اثر سمیت یون‎های سدیم و کلر، القای خواب اجباری و کاهش درصد جوانه‏زنی بذر‌ها را موجب می‏شود (Ghars .et al., 2009). از‌سوی‌دیگر عواملی مانند ماهیت پوستة بذر، خواب بذر، سن بذر، پلی‎مورفیسم دانه، قدرت نهال، عوامل محیطی (دما، نور و آب) نیز بر جوانه‎زنی بذر در تنش شوری اثر‏گذار هستند (Wahid et al., 2011). در تحقیق حاضر، به‎طور‌کلی شوری، طول، وزن تر و وزن خشک ساقه و ریشه را در ارقام قرمز و جارویی کاهش داد (شکل F-E-D-C-1). کاهش طول ساقه و وزن خشک ریشة دو رقم جارویی و قرمز در غلظت‎های 100 و 150 میلی‎مولار مشاهده شد. با این تفاوت که در رقم جارویی، دو غلظت 100 و150 تفاوت معنی‏دار نسبت به یکدیگر نشان ندادند.کاهش طول ریشه و وزن خشک ساقه در رقم قرمز (رقم حساس) در همة غلظت‌های شوری و در رقم جارویی (رقم مقاوم)، تنها در غلظت 150میلی‏مولار مشاهده شد. یکی از شاخص‎های موثر در تحمل به شوری گیاهان، تنظیم اسمزی سلول و حفظ آماس سلولی است که با ساخت مواد آلی نظیر گلایسین، پرولین، سوربیتول و مانیتول انجام می‏شود. گیاهان برای ساختن این مواد انرژی زیادی مصرف می‏کنند. صرف انرژی زیاد برای تنظیم اسمزی و مقابله با شوری، کارائی ریشه را در تامین عناصر غذایی و آب برای سایر اندام‎ها کاهش می‌دهد. در ‌نتیجه رشد اندام‎های هوایی کاهش می‏یابد ((Kafi et al., 2013. طبق نتایج حاضر، کاهش وزن تر ساقه و ریشه در رقم جارویی در غلظت 150 میلی‏مولار و در رقم قرمز در غلظت‌های 100 و150 میلی‏مولار کلرید سدیم نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. کاهش وزن خشک و تر ممکن است ناشی از صرف انرژی متابولیکی برای سازگاری به شرایط تنش، کاهش نرخ فتوسنتز در واحد سطح برگ، کاهش جذب کربن، صدمه به بافت‏ها و سمیت احتمالی ناشی از تجمع بیش از حد یون‏ها، به‌ویژه سدیم باشد که گیاه آن را تحمل می‏کند (Meneguzzo et al., 2000).





شکل 1- تأثیر شوری بر درصد جوانه‎زنی در روز دوم (A) و روز هفتم (B) پس از کشت در ارقام سورگوم. طول ریشه (C) و ساقه (D)، وزن تر ریشه (E) و اندام هوایی (F)، وزن خشک ریشه (G) واندام هوایی (H) در سورگوم قرمز و جارویی. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‌دار با آزمون دانکن در سطح P≤0.05 است.

مقدار کلروفیل کل و کارتنوئید: کلروفیل عامل فتوسنتز‌کننده است و نقش بسیار مهمی در فرآیندهای رشدی گیاهان دارد (Eckhardt et al., 2004). نتایج بررسی، حاضر کاهش میزان کلروفیل در دو رقم جارویی و قرمز را در تنش شوری نشان داد. رقم جارویی، این کاهش را در غلظت 150 میلی‏مولار هم در کلروفیل a و هم در کلروفیل کل در مقایسه با سایر سطوح شوری نشان داد. درحالی‎که در مقدار کلروفیل b تفاوت معنی‏داری مشاهده نشد. در رقم قرمز، کاهش کلروفیل a و کلروفیل کل در غلظت‏های 100 و150 و کاهش مقدار کلروفیل b در غلظت‏ 150 میلی‎مولار سدیم کلرید در مقایسه با گیاهان شاهد مشاهده شد. نسبت وزن کلروفیل a به کلروفیل b نشان‌دهندة عملکرد رنگدانه‏های نوری دستگاه فتوسنتزی است. کلروفیل b منحصرا در گیرندة رنگدانه‏ای یافت می‏شود؛ درحالی‏که کلروفیل a هم در مراکز واکنش فتوسنتزی و هم در گیرنده‏های رنگدانه‏ای حضور دارند. میزان کلروفیل a به b در فتوسیستم I برابر 3 و در فتوسیستم II بین 1/1 تا 3/1 متغیر است. بر‌پایة نتایج پژوهش حاضر، تغییر در کلروفیل کل در هر دو رقم جارویی و قرمز به هنگام شوری، حاصل تغییر در کلرفیل a تلقی شده است و کلرفیل a به شرایط تنش حساس‌تر از کلروفیل b است. شاید سمیت ناشی از تجمع یون‏های سمی کلر در سنتز کلروفیل اختلال ایجاد کرده است. گرچه هر دو یون سدیم وکلر در بسیاری از اختلالات فیزیولوژیک گیاهان نقش دارد، سمیت کلر بیشتر از سدیم است (Tavakkoli et al., 2010). مهم‌ترین علت کاهش کلروفیل در تنش شوری، کاهش فعالیـت آنـزیم‎هـای موثر در سنتز کلروفیل (ALA - دهیدروژناز) و تولید آن است (Vieira Santos, 2004). از‌سوی‌دیگر تنش شوری به افزایش غلظت تنظیم‌کننده‏های رشد مانند آبسیزیک اسید و اتیلن منجر می‎شود که تحریک‌کنندة آنزیم کلروفیلاز هستند (Orabi et al., 2010). همچنین افزایش استفاده از نیتروژن برای سنتز پرولین می‏تواند از علت‌های دیگر کاهش کلروفیل باشد (Bybordi, 2012). که با افزایش میزان پرولین هر دو رقم در تنش شوری در تحقیق حاضر، مطابقت دارد. کاروتنوئیدها آنتی‎اکسیدان‏های محلول در چربی هستند که در غشاء تیلاکوئیدهای کلروپلاست یافت می‏شوند و نقش مهمی در فرایندهای گیاهی از جمله تحمل به تنش‎های اکسیداتیو دارند (Løvdal et al., 2010). بر‌اساس نتایج پژوهش حاضر، با افزایش شوری، کاهش میزان کاروتنوئید در سورگوم قرمز در همة غلظت‌های شوری و در سورگوم جارویی، تنها در بیشترین غلظت شوری نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. حساسیت این رنگیزه‌ها نسبت به تخریب اکسیداتیو، شاید یکی از علت‌های کاهش میزان آن‌ها بر اثر شوری است (شکلD-C-B-A-2).
محتوای آنتوسیانین کل: آنتوسیانین‌ها گروهی از فلاونوئیدهای محلول در آب هستند که بیشتر این ترکیبات در لایه‏های سطحی مزوفیـل و اپیدرم برگ‏ها انباشته می‏شوند (Ahmed et al., 2009). بر‌اساس نتایج تحقیق حاضر، با افزایش شوری محتوای آنتوسیانین در هر دو رقم کاهش یافت. این کاهش در رقم قرمز در همة سطوح شوری و در رقم جارویی، تنها در غلظت 150 میلی‎مولار کلرید سدیم در مقایسه با گیاهان شاهد مشاهده شد. به‌طور‌کلی در پژوهش حاضر، محتوای آنتوسیانین در رقم قرمز در همة سطوح شوری بیشتر از رقم جارویی بود. Rosso و Mercadante (2007) نشان دادند که اضافه‌کردن قندها و نمک‏ها اثر منفی بر پایداری آنتوسیانین دارد. از علت‌های دیگر کاهش تولید آنتوسیانین ممکن است تولید پراکسید هیدروژن بر اثر تنش شوری باشد (Nikkhah et al., 2012). بر اثر تنش شوری افزایش میزان پراکسید هیدروژن در گیاهان خانوادة Poaceae مانند گندم مشاهده شده است (Rahimi-Tashi and .Niknam, 2015). همچنین افزایش فعالیت کاتالاز، یکی از آنزیم‏های تجزیه‌کنندة پراکسید هیدروژن، در اندام هوایی گیاه سورگوم، نشان‌دهندة افزایش پراکسید هیدروژن است. بر‌اساس نتایج بررسی حاضر، فعالیت کاتالاز در رقم قرمز افزایش بیشتری داشت که نشان‌دهندة مقادیر زیاد پراکسید هیدروژن است. همچنین ممکن است مهار سنتز آنزیم فنیل آلانین‏آمونیالیاز، یکی از آنزیم‎های کلیدی مسیر بیوسنتز آنتوسیانین بر اثر تنش شوری، علت دیگر کاهش آنتوسیانین بیان شود (Hajiboland and Ebrahimi, 2011) (شکل E-2).





شکل 2- تأثیر شوری بر مقدار کلروفیل a (A)، کلروفیلb (B)، کلروفیل کل (C)، کاروتنوئید (D) و محتوای آنتوسیانین (E) در سورگوم قرمز و جارویی. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‌دار با آزمون دانکن در سطح P≤0.05 است.

محتوای فلاونوئیدها: فلاونوئیدها یکی از فعال‌ترین متابولیت‏های ثانویه هستند. ژن‏های بیوسنتز فلاونوئید‏ها در وضعیت تنش، تحریک می‎شوند، تا رادیکال‎های آزاد را در محل تولیدشان قبل‌از‌اینکه به سلول آسیب برسانند خنثی کنند (Løvdal et al, 2010). نتایج این بررسی نشان داد که شوری به افزایش معنی‏دار فلاونوئیدها در سه طول موج 270، 330، 330 نانومتر در گیاهان سورگوم جارویی و قرمز منجر شده است. هر دو رقم بیشترین محتوای جذب فلاونوئید را در طول موج 270 نشان دادند. هر دو رقم بین طول موج‏های 300 و 330 تفاوت معنی‏دار نشان ندادند؛ درحالی‏که طول موج 270 نسبت به دو طول موج 300 و330، افزایش معنی‏دار را نشان داد. رقم قرمز و جارویی در طول موج 270 در غلظت 150 و در طول موج 300 در غلظت 50 میلی‏مولار کلرید سدیم تفاوت معنی‏دار نسبت به یگدیگر نشان دادند. فلاونوئیدها به سه گروه اصلی فلاونوئیدها، ایزوفلاونوئیدها و نئوفلاونوئیدها تقسیم می‏شوند. حداقل هشت مشتق اصلی از فلاونوئیدها وجود دارد که از تغییرات در آرایش و موقعیت‏های ساختاری گروه‏های کاربردی تشکیل می‌شوند و شامل فلاونون‏ها، فلاونول‏ها، فلاوان -3- اول، ایزوفلاون‏ها، فلاون‏ها، دی‏هیدروکالکون‏ها، کالکون و آنتوسیانیدین‏ها هستند. مهم‌ترین تفاوت بین فلاونوئیدها مربوط به ساختار سه حلقه‏ای آن‌ها در جذب اشعه فرابنفش است. فلاون‏ها و فلاونول‏ها بیشترین جذب را در طول موج‏های بین 310 و 370 نانومتر دارند. دی‏هیدروکالکون‏ها و فلاوان -3- اول بین 270 و 290 و کالکون‏ها بین 345 و390 نانومتر بیشترین جذب را دارند. همچنین فلاونون‏ها در طول موج‏های بین 270 و 295 نانومتر بیشترین میزان جذب را دارند (Santos–(Buelga et al., 2003. در پژوهش حاضر، با‌توجه‌به زیاد‌بودن محتوای فلاونوئیدی در طول موج 270 نانومتر نتیجه‌گیری می‌شود که دی‏هیدروکالکون‏ها، فلاوان -3- اول و فلاونون‏ها بیشترین انواع فلاونوئید در گیاه سورگوم جارویی و قرمز هستند. بر‌اساس تحقیقات Miladinova و همکاران (2013)، با افزایش میزان شوری درPaulownia clones محتوای فلاونوئید افزایش پیدا کرده است (شکل-3).


شکل 3- تأثیر شوری بر محتوای فلاونوئیدها در سه طول موج 270، 300 و 330 نانومتر در ارقام سورگوم. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‌دار‌ با آزمون دانکن در سطح P≤0.05 است.

میزان قندهای احیاء‌کننده: قندها در سازش گیاهان با تنش، با تولید پیش‎سازهای لازم برای آنزیم‎های سنتازی، تولید انرژی متابولیک، تنظیم اسمزی و تسهیل جذب آب از ریشه‎ها نقش مهمی بازی می‎کنند (Barakat, 2011). بنابراین بررسی تغییرات آن‌ها در تنش مهم است. نتایج مطالعة حاضر نشان داد که بر اثر شوری میزان قند احیاء در دو رقم افزایش یافت. این افزایش، در ساقة رقم قرمز، در همة غلظت‌های شوری و در رقم جارویی، در غلظت 150 میلی‏مولار در مقایسه با گیاهان شاهد معنی‏دار بود. به‌طور‌کلی محتوای قندهای احیاء‏کننده در اندام هوایی رقم حساس قرمز به‌مراتب کمتر از میزان قند موجود در اندام هوایی رقم جارویی در همة غلظت‌ها بود. در ریشه‏های رقم قرمز در غلظت‏های 50 و 100 و رقم جارویی در غلظت 100 میلی‏مولار سدیم کلرید افزایش معنی‏دار قندهای احیاء نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. بر اثر تنش شوری، تخریب و هیدرولیز مولکول‎های درشت‌تر نظیر نشاسته و تبدیل آن‌ها به ترکیبات قندی نظیر ساکاروز و سپس به مولکول‏های کوچک‏تر مانند گلوکز و فروکتوز، منفی‌شدن پتانسیل آب در سلول‏ها و تنظیم اسمزی را باعث می‏شود (Bartels and Sunkar, 2005). همچنین ثابت شده است آبسیزیک اسید که بر اثر تنش شوری افزایش می‏یابد، در افزایش فعالیت و تظاهر آنزیم‏ اینورتاز (که ساکارز را به قندهای سادة گلوکز و فروکتوز تجزیه می‌کند) نقشی اساسی دارد (Mahajan and Tuteja, 2005). افزایش میزان قندهای احیاء‌کننده در آویشن (Thymus vulgaris) در تنش شوریگزارش شده است(Razavizadeh and Mohagheghiyan, (2015 (شکلB -A-4).
میزان پرولین: طبق نتایج حاضر، در ریشه‏های رقم قرمز افزایش معنی‏دار پرولین در همة غلظت‌های شوری مشاهده شد؛ درحالی‌که در ریشه‎های رقم جارویی و اندام هوایی هر دو رقم، افزایش میزان پرولین در شوری 100 و 150 نسبت به گیاهان شاهد و شوری 50 میلی‎مولار کلرید سدیم مشاهده شد. پرولین اسمولیت سازگاری است که اکسیژن‎های آزاد تولید‌شده در تنش‏های محیطی را حذف و از مولکول‏های بزرگ حفاظت می‏کند (Rahdari et al., 2012). همچنین افزایش مقدار پرولین نقش مهمی در حفاظت آنزیم‏های دخیل در سیستم‏های آنتی‎اکسیدانی در مقابل تاثیرات ناشی از تنش شوری دارد (Ozturk et al., 2012). تنش شوری می‏تواند آنزیم لیگاز گلوتامات را تحریک کند و تبدیل گلوتامات به پرولین را سبب ‏شود و در‌نتیجه پرولین را افزایش دهد (Bybordi, 2012). افزایش بیان ژن P5CS در تنش شوری ممکن است علت دیگر افزایش پرولین باشد(Razavizadeh and (Ehsanpour, 2009 (شکل D-C-4).
محتوای پروتئین محلول کل: طبق نتایج پژوهش حاضر، افزایش پروتئین‎های محلول در اندام هوایی و ریشه‌های ارقام جارویی و قرمز مشاهده شد. در اندام هوایی، سورگوم قرمز این افزایش را در غلظت‌های 100 و150 و سورگوم جارویی در غلظت 100 میلی‏مولار نسبت به گیاهان شاهد نشان دادند. در ریشه، افزایش پروتئین در رقم قرمز در همة غلظت‌های شوری و در رقم جارویی در غلظت 150 میلی‏مولار نسبت به شاهد مشاهده شد. بسیاری از بررسی‌ها نشان می‌دهد که تنش شوری ممکن است به سنتز زیاد انواع پروتئین‎ها در گیاهان متعدد منجر شود. در این حالت تنظیم فشار اسمزی با تجمع مواد محلول آلی نظیر پروتئین‌ها، با اصلاح شاخص‌های فیزیولوژیک و بیو‌شیمیایی در سلول‌های گیاه انجام می‌شود. پروتئین‏ها، در پاسخ به تنش شوری، ممکن است از نو ساخته شوند یا به‌طور نهادی در غلظت‎های اندک موجود باشند و هنگامی‌که گیاهان در معرض شوری قرار می‏گیرند غلظت آن‌ها افزایش یابد (Ashraf et al., 2003). از جمله پروتئین‏هایی که در تنش اسمزی افزایش پیدا می‏کنند، پروتئین‎های فراوان با تأخیری جنین‏زایی (LEAها) دهیدرین‎ها، پروتئین‎های مربوط به سیستم دفاعی و آنزیم‎های آنتی‎اکسیدان اشاره کرد (Sha Valli Khan et al., 2007) (شکلF-E-4).

شکل 4- تأثیر شوری بر محتوای قندهای احیاء‌کننده در ریشه (A) و اندام هوایی (B)، میزان پرولین در ریشه (C) و اندام هوایی (D) و محتوای پروتئین محلول کل در ریشه (E) و اندام هوایی (F) در سورگوم قرمز و جارویی. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‌دار با آزمون دانکن در سطح P≤0.05 است.

.مقدار یون‎هایCa2+/+Na+/K و نسبت یون سدیم به پتاسیم: مطالعة حاضر نشان داد، غلظت‌های مختلف شوری تاثیر معنی‌داری بر میزان یون‎های سدیم در اندام هوایی رقم جارویی نداشت و در رقم قرمز، تنها در غلظت 150 میلی‏مولار افزایش معنی‏داری نسبت به سایر مقادیر نشان داد. در ریشه‏های هر دو رقم جارویی و قرمز افزایش سدیم کلرید، افزایش مقدار این یون در غلظت‌های شوری 100 و 150 میلی‎مولار را باعث شد (شکلB-A-5). افزایش یون‎های سدیم در ریشه‎های سورگوم قرمز و جارویی ممکن است به‌دلیل ارتباط مستقیم این اندام با شوری باشد. همچنین ریشه نخستین اندامی است که در معرض تنش قرار می‎گیرد (Shelden et al., 2013). بر‌اساس تحقیق حاضر، کاهش مقدار پتاسیم بر اثر شوری در اندام هوایی رقم جارویی در غلظت 150 میلی‎مولار نسبت به همة سطوح شوری مشاهده شد. درحالی‏که اندام هوایی رقم قرمز کاهش پتاسیم را در همة مقادیر شوری نسبت به شاهد نشان داد. در ریشه‏های سورگوم قرمز، کاهش مقدار پتاسیم در همة مقادیر شوری نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد. ریشه‏های رقم جارویی، در غلظت‏های 100 و150 نسبت به غلظت‏های 0 و50 میلی‏مولار، کاهش معنی‏دار پتاسیم را نشان دادند (شکلD-C-5). پتاسیم، فراوان‎ترین کاتیون در سلول، در حفظ فشار تورگر سلولی، پتانسیل غشاء و فعالیت آنزیم‎ها به‌ویژه آنزیم‌های کلیدی در مسیر فتوسنتز و تنفس، سنتز پروتئین و نشاسته، سنتز ATP و ... نقش دارد (Wu et al., 2008). کاهش جذب پتاسیم به‌دنبال افزایش جذب سدیم، یکی از آثار مخرب تنش شوری است که به‌علت مشابه‌بودن شعاع هیدراتة این دو یون، زمانی‌که غلظت سدیم در محیط اطراف ریشه‌ها افزایش می‌یابد، رخ می‌دهد. در مدت تنش، سدیم با پتاسیم برای ورود به سلول رقابت می‌کند و به‌این‌ترتیب پروتئین‌های انتقال‌‌دهندة مشترک با تشخیص اشتباه، یون‌های سدیم را بیشتر به درون سلول هدایت و تجمع سدیم درون سلول و کاهش جذب پتاسیم را باعث می‌شوند (Aqeel Ahmad et al., 2007). در تحقیق حاضر، غلظت‏های سدیم کلرید تاثیر معنی‏دار بر میزان کلسیم ریشه‎های دو رقم نداشت، اما مقدار این یون را در اندام هوایی آن‌ها افزایش داد. افزایش یون کلسیم در سورگوم جارویی، در همة غلظت‏ها و در سورگوم قرمز، در غلظت‏های 100 و 150 نسبت به شاهد مشاهده شد (شکلF-E-5). در محیط‏های شور،کلسیم نقش اصلی را در تنظیم انتقال یون‏ها به سلول‏های گیاه بازی می‏کند. همچنین کلسیم از انتقال سدیم از ریشه به سوی برگ جلوگیری می‌کند. نتیجة فرایندهای یاد‌شده افزایش تحمل به تنش شوری خواهد بود (Puppala et al., 1999). افزایش غلظت کلسیم در تنش شوری شدید ممکن است به کاهش رشد بخش هوایی و رخداد اثر تغلیظ (Marschner, 1995) نیز نسبت داده شود. سورگوم به تنش شوری که قابلیت دسترسی کلسیم را کاهش می‎دهد نسبتا متحمل است اما این تحمل با‌توجه‌به ژنوتیپ تفاوت دارد (Grattan and Maas, 1988). در راستای نتایج این مطالعه، با افزایش تنش شوری در گیاه بادام وحشی کاهش میزان پتاسیم و افزایش یون‏های سدیم و کلسیم مشاهده شد .(Jahanbazy Goujani et al., 2014). در بررسی حاضر، با افزایش شوری، نسبت سدیم به پتاسیم در ریشة هر دو رقم افزایش نشان داد (G-5). رقم جارویی، این افزایش را در همة مقادیر سدیم کلرید نسبت به شاهد نشان داد؛ درحالی‏که در رقم قرمز، این افزایش در غلظت‌های 100 و 150 مشاهده شد. در اندام هوایی رقم قرمز، افزایش نسبت سدیم به پتاسیم، تنها در سطح 150 میلی‏مولار مشاهده شد؛ درحالی‏که نسبت سدیم به پتاسیم در ساقة رقم جارویی، با افزایش شوری تفاوت معنی‏داری نشان نداد (H-5). یکی از ساز‌و‌کار‏های موثر در مقاومت به شوری، نسبت سدیم به پتاسیم اندک در اندام‎های گیاه در تنش شوری است که با توانایی گیاهچه در جذب فعال پتاسیم و جلوگیری از ورود سدیم به ریشه حاصل می‏شود. در آزمایش Lacerda و همکاران (2004) شوری نسبت سدیم به پتاسیم را در برگ‏های سورگوم به‌ویژه در ژنوتیپ‎های حساس افزایش داد.
فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان: گونه‎های اکسیژن فعال در تنش‏های محیطی می‎تواند بر فعالیت‏های سلول با ایجاد اکسیداسیون پروتئین، پراکسیداسیون لیپید و جلوگیری از فعالیت آنزیم تاثیر منفی بگذارد و در‌نهایت غیرفعال‌کردن سلول‏ها را سبب شوند. در حالت طبیعی بین میزان تولید ROS و فعالیت ساز‌و‌کارهای از بین برندة ROS تعادل وجود دارد؛ اما در تنش‎های محیطی و زنده، این تعادل به هم می‎خورد و تنش اکسیداتیو در گیاهان را موجب می‏شود. پاسخ آنتی‏اکسیدانی به گونه‏های گیاهی، مرحلة رشد، شرایط محیطی و عوامل دیگر بستگی دارد. نتایج این مطالعه مشخص کرد که میزان فعالیت آنزیم آنتی‏اکسیدان CAT در اندام هوایی و ریشه‏های ارقام جارویی و قرمز بر اثر غلظت‌های مختلف شوری افزایش یافت. در هر دو رقم، افزایش فعالیت CAT در همة مقادیر شوری، هم در اندام هوایی و هم در ریشه مشاهده شد؛ با این تفاوت ‎که در اندام هوایی رقم جارویی، بین دو غلظت 50 و100 و در ریشه‏ها، بین دو غلظت 100 و 150 میلی‏مولار سدیم کلرید، تفاوت معنی‏دار مشاهده نشد. به‌طور‌کلی، میزان فعالیت CAT در اندام هوایی رقم قرمز بیشتر از رقم جارویی بود (شکل B-A-6). سنتز کاتالاز، برای بازسازی و حفاظت از فرایندهای معمول سلولی و حذف الکترون برای جلوگیری از سنتز رادیکال آزادO2.- در تنش، بسیار مهم است (Gupta and Huang, 2014; Kim et al., 2013). در پژوهش حاضر، غلظت‏های مختلف شوری هم در اندام هوایی و هم در ریشة رقم جارویی افزایش معنی‎دار فعالیت آنزیم APX را در غلظت‏های 100 و150 میلی‏مولار نسبت به گیاهان شاهد نشان داد. در سورگوم قرمز کاهش معنی‏دار فعالیت آنزیم APX در اندام هوایی در غلظت 150 میلی‏مولار و در ریشه در غلظت‏های 100 و 150 میلی‏مولار کلرید سدیم نسبت به شاهد مشاهده شد (شکلD-C-6). آسکوربات پراکسیداز بیشترین نقش حیاتی را در جمع‏آوری ROS و محافظت از سلول‏های در معرض تنش اکسیداتیو دارد. میل ترکیبی آسکوربات برای H2O2 نسبت به کاتالاز و سایر پراکسیدازها بیشتر است. به‌طور‌کلی، کاهش فعالیت آنزیم‌ها ممکن است به‌علت‌های مختلفی مانند تخریب پروتئین‎های آنزیمی با القای پروتئازهای درونی بر اثر شوری، افزایش میزان رادیکال‎های آزاد و ROSها مانند H2O2 و سمیت ناشی از افزایش آن‌ها باشد(Hashemi (et al., 2010. از سوی دیگر، القاء یا افزایش فعالیت آنزیم‌ها در گیاهان در معرض تنش شوری ممکن است به‌علت بیوسنتز آنزیم‎های جدید باشد (Feierabend and Dehne, 1996).
 









شکل 5- تأثیر شوری بر میزان سدیم در ریشه (A) و اندام هوایی (B)، پتاسیم ریشه (C) و اندام هوایی (D)، کلسیم ریشه (E) و اندام هوایی (F)، نسبت سدیم به پتاسیم در ریشه (G) و ساقه (H) در سورگوم قرمز و جارویی. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‌دار با آزمون دانکن در سطح P≤0.05 است.





شکل 6- تأثیر شوری بر فعالیت آنزیم‌ کاتالاز در ریشه (A) و اندام هوایی (B)، فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در ریشه (C) و اندام هوایی (D) در سورگوم قرمز و جارویی. مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف مشترک بیانگر نبود اختلاف معنی‌دار با آزمون دانکن در سطح P≤0.05 است.

جمع‌بندی.
بر‌اساس مطالعة حاضر، سورگوم قرمز (رقم حساس) در شاخص‌های رویشی، رنگیزه‏های فتوسنتزی و آنتوسیانین در همة غلظت‌های شوری کاهش بیشتری نسبت به سورگوم جارویی (رقم مقاوم) نشان داد. میزان قند و یون کلسیم در اندام هوایی و میزان پرولین در هر دو بخش ریشه و اندام هوایی سورگوم جارویی در همة غلظت‎های شوری نسبت به رقم قرمز بیشتر بود. نسبت سدیم به پتاسیم در ریشة هر دو رقم و ساقة رقم قرمز افزایش را نشان داد؛ درحالی‏که در ساقة جارویی تفاوت معنی‏دار در نسبت سدیم به پتاسیم در هیچ‌یک از سطوح شوری مشاهده نشد. همچنین بر اثر شوری آنزیم‏های APX و CAT در رقم مقاوم افزایش یافتند؛ در‌حالی‏که فعالیت APX در رقم قرمز کاهش را نشان داد.

سپاسگزاری.
نگارندگان از دانشگاه پیام نور استان اصفهان برای همکاری با این پروژه سپاسگزاری می‌کنند.

منابع
Aebi, H. (1984) Catalase in vitro. Method in Enzymology 105: 121-126.
Ahmed, N., Maekawa, M. and Noda, K. (2009) Anthocyanin accumulation and expression pattern of anthocyanin biosynthesis genes in developing wheat coleoptiles. Biologia Plantarum 53: 223-228.
Al-Sadi, A. M., AL-Masoudi, R. S., Al-Habsi, N., Al-Saidi, F. A., Al-Rawahy, S. A., Ahmed, M. and Deadman, M. L. (2010) Effect of salinity on pythium damping-off of cumber and on the tolerance of Pythium aphanidermatum. Plant Pathology 59: 112-120.
Aqeel Ahmad, M. S., Javed, F. and Ashraf, M. (2007) Iso osmotic effect of NaCl and PEG on growth, cations and free proline accumulation in callus tissue of two indica rice (Oryza sativa L.) genotypes. Plant Growth Regulation 53: 53-63.
Ashraf, M., Arfan, M. and Ahmad, A. (2003) Salt tolerance in okra: ion relations and gas exchange characteristics. Journal of Plant Nutrition 26(1): 63-79.
Awika, J. M. and Rooney, L. W. (2004) Sorghum phytochemicals and their potential impact on human health. Phytochemistry 65: 1199-1221.
Barakat, N. A. M. (2011) Oxidative stress markers and antioxidant potential of wheat treated with phytohormones under salinity stress. Journal of Stress Physiology and Biochemistry 7(4): 250-267.
Bartels, D. and Sunkar, R. (2005) Drought and salt tolerance in plants. Plant Science 24: 23-58.
Bates, L., Waldren, R. and Teare, I. (1973) Rapid determination of free prolin for water-stress studies. Plant and Soil 39: 205-207.
Bradford, M. M. (1976) A rapid sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of proteindye binding. Analytical Biochemistry 72: 248-254.
Bybordi, A. (2012) Study effect of salinity on some physiologic and morphologic properties of two grape cultivars. Life Science Journal 9(4): 1092-1101.
Dahlberg, J. A. (2000) Classification and characterization of sorghum. In: Sorghum: origin, history, technology, and production (Eds. Smith., W. A. and Frederiksen, R. A.) 99-130. John Wiley and Sons, Inc, New York.
Eckhardt, U., Grimm, B. and Hortensteiner, S. (2004) Recent advances in chlorophyll biosynthesis and breakdown in higher plants. Plant Molecular Biology 56: 1-14.
Emami, A. (1996) Methods of plant analysis. Journal of Soil and Water Research. 982: 91-1378 (In Persian).
Feierabend, J. and Dehne, S. (1996) Fate of the porphyrin cofactors during the light dependent turnover of catalase and of the photosysem II reaction center protein DI in mature rye leaves. Planta 198(3): 413-422.
Ghars, M. A., Debez, A. and Abdelly, C. (2009) Interaction between salinity and original habitat during germination of the annual aeashore halophyte Cakile Maritima. Communications in Soil Science and Plant Analysis 40: 3170-3180.
Grattan, S. R. and Maas, E. V. (1988) Effect of salinity on phosphate accumulation and injury in soybean. II. Role of substrate Cl and Na. Plant and Soil 109: 65-71.
Gupta, B. and Huang, B. (2014) Mechanism of salinity tolerance in plants: physiological, biochemical, and molecular characterization. International Journal of Genomics 2014: 1-18.
Hajiboland, R. and Ebrahimi, N. (2011) Growth, photosynthesis and phenolics metabolism in tobacco plants under salinity and application of polyamines. Journal of Plant Biology 8: 13-26 (In Persian).
Hashemi, S., Asrar, Z. and Pourseyedi, S. (2010) Effects of seed pretreatment by salicylic acid on growth and some physiological and biochemical parameters in Lepidium sativum. Iranian Journal of Plant Biology 2(2): 1-10 (In Persian).
Jahanbazy Goujani, H., Hosseini Nasr, S. M., Sagheb-Talebi, Kh. and Hojjati, S. M. (2014) Effect of salinity stress on growth factors, proline, pigments and absorption of elements in shoot of four wild almond. Iranian Journal of Plant Biology 27(5): 777-787 (In Persian).
Kafi, M., Shariat Jafari, M. H. and Moayedi, A. (2013) The sensitivity of grain Sorghum (Sorghum bicolor L.) developmental stages to salinity stress: An integrated approach. Journal of Agricultural Science and Technology 15: 723-736.
Kausar, A., Yasin Ashraf, M., Iftikhar, A., Niaz, M. and Abbass, Q. (2012) Evaluation of sorghum varieties/lines for salt tolerance using physiological indices as screening tool. Pakistan Journal of Botany 44(1): 47-52.
Kim, Y. H., Latif, A. and Khan, M. (2013) Silicon application to rice root zone influenced the phytohormonal and antioxidant responses under salinity stress. Journal of Plant Growth Regulation 33(2): 137-149.
Krizek, D. T., Brita, S. J. and Miewcki, R. M. (1998) Inhibitory effects of ambient level of solar UV-A and UV-B on growth of cv. new red fire lettuce. Plant Physiology 103(1): 1-7.
Lacerda, C. F., Cambraria Oliva, M. A. and Ruiz, H. A. (2004) Changes in growth and in solute concentrations in sorghum leaves and root during salt stress recovery. Environmental and Experimental Botany 54: 69-76.
Lichtenthaler, H. K. (1987) Chorophylls and carotenoids: pigments photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymology 148: 350-382.
Løvdal, T., Olsen, K .M., Slimestad, R., Verheul, M. and Lillo, C. (2010) Synergetic effects of nitrogen depletion, temperature, and light on the content of phenolic compounds and gene expression in leaves of tomato. Phytochemistry 71: 605-613.
Mahajan, S. and Tuteja, N. (2005) Cold, salinity and drought stresses: an overview. Archives Biochemistry and Biophysices 444: 139-158.
Manchanda, G. and Garg, N. (2008) Salinity and its effects on the functional biology of legumes. Acta Physiologia Plantarum 30: 595-618.
Marschner, H. (1995) Mineral nutrition of higher plants. 2th edition, Academic Press, London.
Meneguzzo, S., Navari-Izz, F. and Izzo, R. (2000) NaCl effects on water relations and accumulation of mineral nutrients in shoots, roots and cell sap of wheat seedling. Journal of Plant Physiology 156: 711-716.
Miladinova, K., Ivanova, K., Georgieva, T., Geneva, M. and Markovska, Y. (2013) Influence of salt stress on ex vitro growth and antioxidative response of two Paulownia clones. Institute of Plant Physiology and Genetics, Bulgarian Academy of Sciences, Bulgaria.
Nafie, E. M., Khalfallah, A. A. and Mansur, R. M. (2015) Syndrome effects of NaCl and epibrassinolide on certain molecular and biochemical activities of salt-sensitive Phaseolus vulgariscv. Brunco L. grown under in vitro condition. Life Science Journal 12(7): 119-136.
Nakano, Y. and Asada, K. )1981( Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology 22(5): 867-880.
Nelson, N. (1944) A photometric adaptation of the somogyi method for the determination of sugars. Journal of Biological Chemistry 153: 375-380.
Nikkhah, E., Khayyami, M. and Heidari, R. (2012) Effect of some chemicals on stability of anthocyanins from blackberry (Morus nigra). Iranian Journal of Plant Biology 25(1): 32-43 (In Persian).
Olson, B. J. S. C. and Markwell, J. (2007) Current protocols in protein science. Detection and Assay Method 48(3.4): 1-29.
Orabi, S. A., Salman, S. R. and Shalaby, A. F. (2010) Increasing resistance to oxidative damage in cucumber (Cucumis sativus L.) plants by exogenous application of salicylic acid and paclobutrazol. World Journal of Agricultural Sciences 6(3): 252-259.
Ozturk, L., Demir, Y., Unlukara, A., Karatas, I., Kurunc, A. and Duzdemir, O. (2012) Effects of long-term salt stress on antioxidant system, chlorophyll and proline contents in pea leaves. Romanian Biotechnol Letters 17(3): 7227-7236.
Puppala, N., Fowler, J. L., Poindexter, L. and Bhardwaj, H. L. (1999) Evaluation of salinity tolerance of canola germination. In: Perspectives on new crops and new user (Ed. Janick, J.) 251-253. American Society for Horticultural Science Press, Alexandria, Virginia.
Rahdari, P., Tavakoli, S. and Hosseini, S. M. (2012) Studying of salinity stress effect on germination, proline, sugar, protein, lipid and chlorophyll content in purslane (Portulaca oleracea L.) Leaves. Journal of Stress Physiology and Biochemistry 8(1): 182-193.
Rahimi-Tashi, T. and Niknam, V. (2015) Evaluation of salicylic acid pretreatment and salinity stress on some physiological and biochemical parameters in Triticum aestivum L. Iranian Journal of Plant Biology 28(2): 297-306 (In Persian).
Razavizadeh, R. and Ehsanpour, A. A. (2009) Effects of salt stress on proline content, expression of delta-1-pyrroline-5-carboxylate synthetase, and activities of catalase and ascorbate peroxidase in transgenic tobacco plants. Biological Letters journal 46(2): 63-75.
Razavizadeh, R. and Mohagheghiyan, N. (2015) An investigation of changes in antioxidant enzymes activities and secondary metabolites of thyme (Thymus vulgaris) seedlings under in vitro salt stress. Iranian Journal of Plant Biology 26: 41-58 (In Persian).
Rosso, V. V. and Mercadante, A. Z. (2007) Evaluation of colour and stability of anthocyanins from tropical fruits in an isotonic soft drink system. Innovative Food Science and Emerging Technologies 8: 347-352.
Santos-Buelga, C., García-Viguera, C. and Tomás-Barberán, F. A. (2003) On-line identification of flavonoids by HPLC coupled to diode array detection. In: Methods in polyphenol analysis (Eds. Santos-Buelga, C. and Williamson, G.) 92-127. The Royal Society of Chemistry, Cambridge, United Kingdom.
Sen, A. and Alikamanoglu, S. (2011) Effect of salt stress on growth parameters and antioxidant enzymes of different wheat (Triticum aestivum L) varieties on in vitro tissue culture. Fresenius Environmental Bulletin 20(1): 489-495.
Seth, R. and Kendurkar, S. V. (2015) In vitro screening: an effective method for evaluation of commercial cultivars of tomato towards salinity stress. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences 4(1): 725-730.
Sha Valli Khan, P. S., Hoffman, L., Renaut, J. and Housman, J. F. (2007) Current initiatives in proteomic for analysis of plant salt tolerance. Current Sciences 93: 807-817.
Shelden, M. C., Roessner, U., Sharp, R. E., Tester, M. and Bacic, A. (2013) Genetic variation in the root growth response of barley genotypes to salinity stress. Functional Plant Biology 40(5): 516-530.
Somogyi, M. J. (1952) Notes on sugar determination. Journal of Biological Chemistry 195: 19-23.
Tavakkoli, E., Rengasamy, P. and McDonald, G. K. (2010) High concentrations of Na+ and Cl– ions in soil solution have simultaneous detrimental effects on growth of faba bean under salinity stress. Journal of Experimental Botany 61: 4449-4459.
Vieira Santos, C. (2004) Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Scientia Horticulturae 103(1): 93-99.
Wagner, G. J. (1993) Accumulation of cadmium in crop plants and its consequences to human health. Advances in Agronomy 51: 173-212.
Wahid, A., Farooq, M., Basra, S. M. A., Rasul, E. and Siddique, K. H. M. (2011) Germination of seeds and propagules under salt stress. In: Handbook of plant and crop stress (Ed. Pessarakli, M.) 321-337. CRC Press, Boca Raton.
Wu, Y., Hu, Y. and Xu, G. (2008) Interactive effects of potassium and sodium on root growth and expression of K/Na transporter genes in rice. Plant Growth Regulation 57(3): 271-280.