تأثیر تنش شوری بر هورمون‌های اکسین، جیبرلین، ویژگی‌های فیزیولوژیکی، ریخت‌شناختی و آناتومیکی دانه‌رست‌های گیاه بامیه (Hibiscus esculentus L.)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه زیست شناسی ، دانشکده علوم، دانشگاه ارومیه، ارومیه ، ایران

2 گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران

3 گروه اصلاح و بیوتکنولوژی نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ارومیه، ایران

چکیده

تنش شوری یکی از مهم‌ترین عوامل محدودکنندۀ رشد گیاهان شناخته می‌شود. اکسین و جیبرلین از مهم‌ترین هورمون‌های گیاهی‌اند که کوچک‌ترین تغییر در میزان آنها سبب پاسخ‌های گسترده در سراسر گیاه می شود. مشخص شده است این دو هورمون در تنش‌های محیطی هم‌گام با سایر هورمون‌ها و به‌منظور تطبیق گیاه با شرایط جدید وارد عمل می‌شوند. هدف مطالعۀ حاضر، بررسی میزان تغییرات هورمون‌های اکسین و جیبرلین و ارتباط آن با تغییرات فیزیولوژیکی، آناتومیکی و ریخت‌شناختیگیاه بامیه تحت‌تأثیر تنش شوری است. گیاهان بامیه به‌مدت 7 روز در معرض تیمارهای مختلف شوری (صفر، 50، ،100 و150 میلی‌مولار) قرار گرفتند. پس‌از تیمار، طول ریشه و ساقه، وزن تر و خشک، میزان هورمون اکسین و جیبرلین سنجیده شد. نتایج نشان دادند میزان هورمون اکسین و جیبرلین تحت‌تأثیر تنش شوری به‌طور معناداری کاهش می‌یابد؛ علاوه‌بر‌این، مشاهده شد میزان فعالیت آنزیم اکسین‌اکسیداز افزایش می‌یابد. در پژوهش حاضر مشاهده شد نسبت یون‌های سدیم به پتاسیم و هدایت الکتریکی تحت‌تأثیر تنش شوری افزایش می‌یابد؛ همچنین نتایج، کاهش میزان پتاسیم و محتوای نسبی آب را نشان دادند. نتایج مطالعه‌های ساختاری نشان دادند میزان ضخامت اندام‌های مختلف (ریشه، ساقه و برگ)، میزان شاخص روزنه‌ای، طول سلول‌های مزوفیل نردبانی و حفره‌ای تحت‌تأثیر تنش شوری کاهش می‌یابد. مطالعه‌های بیشتر ساختار برگ نشان دادند کاهش ضخامت برگ بیشتر تحت‌تأثیر کاهش مزوفیل نردبانی است. پژوهش حاضر می‌تواند درک ما را نسبت به استفادۀ تجاری از هورمون‌ها برای کاهش تنش‌های محیطی افزایش دهد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Effect of salinity stress on hormones of auxin, gibberellin, physiological, morphological and anatomical characteristics of Hibiscus escolentus L.

نویسندگان [English]

  • soroush kargar khorrami 1
  • Rashid Jamei 2
  • reza darvishzadeh 3
  • siavash Hosseini Sarghin 2
1 Department of Biology,Faculty of Sciences, Urmia University, Urmia, Iran
2 Department of Biology,Faculty of Sciences, Urmia University, Urmia, Iran
3 Department of Biotechnology and Plant Breeding, faculty of Agriculture, University, Urmia, Iran
چکیده [English]

Salinity stress is recognized as one of the most important factors limiting plant growth. Auxin and gibberellin are one of the most important plant hormones, with the smallest variation in their levels causing extensive responses throughout the plant. It has been shown that these two hormones are introduced to environmental stresses in tandem with other hormones in order to adapt the plant to new conditions. The aim of this study was to evaluate the changes in auxin and gibberellin hormones and its relationship with changes in the physiology, anatomy and morphology of okra plant under the influence of salt stress. In this study, okra plants were exposed to salinity treatments (0, 50, 100 and 150 mM NaCl) for 7 days. After treatment, root and stem length, fresh and dry weight, auxin and gibberellin levels were measured. The results showed that the levels of auxin and gibberellin hormone decreased significantly under salinity stress. In addition, the activity of the enzyme auxin oxidase increased. In this study, the Na+/K+ ratios and electrical conductivity increased while potassium and relative water content decreased. Structural studies showed that the thickness of different organs (root, stem and leaf) and the stomatal index decreased. The study showed that the length of the spongy and palisade mesophilic cells decreased under salinity stress, and the reduction in leaf thickness is more related to the reduction in palisade mesophilic. This research enhanced our understanding about the commercial use of hormones in oredr to reduce environmental stresses.

کلیدواژه‌ها [English]

  • auxin
  • Okra
  • gibberellin
  • Anatomical structure
  • Relative water content
  • Electrical conductivity

امروزه، شـوری خـاک و آب یکی از موانع و محدودیت‌ها در تولید بهینۀ محصـولات کشاورزی به شمار می‌آید. حدود 30 تا 50 درصد اراضی دنیا تحت‌تأثیر تنش شوری قرار دارد. در ایران، حدود 50 درصد اراضی زیرکشت با مشکل شوری مواجه است و پیش‌بینی می‌شود این رقم به‌علت استفادۀ نادرست از منابع آب و خاک افزایش یابد (Dewan and Famuri, 1964; Hoffman et al., 1983). تنش شوری زمانی اتفاق می‌افتد که غلظت نمک‌هایی مانند NaHCO3، Na2CO3، Na2SO4 و NaCl به حدی افزایش یابد که مانع رشد گیاه شود؛ در بین نمک‌های یادشده، NaCl نقش اصلی را در ایجاد سمیت و آسیب در گیاهان ایفا می‌کند. شوری ممکن است رشد گیـاه را از طریق برهم‌زدن تعادل یونی و اثر بر تغذیه محدود کند. افزایش سدیم سبب کاهش جذب کاتیون‌های دیگر و درنهایت موجب برهم‌خوردن تعـادل کاتیون‌هایی مانند کلـسیم، منیـزیم و پتاسـیم در گیاه می‌شود (Ruiz et al., 1999). هورمون‌های گیاهی، گروهی از مولکول‌های کوچکند که نقش مهمی در تنظیم فیزیولوژیکی رشد و توسعۀ گیاه و هماهنگی پاسخ گیاه به شرایط محیطی بازی می‌کنند؛ آنها نزدیک به محل اثر خود یا دور از آن سنتز و در محل‌های مد‌نظر عمل می‌کنند (Colebrook et al., 2014; Kumar et al., 2016; Raja, 2017). نقش هورمون‌های گیاهی در انطباق با شرایط تنش، توجه زیادی را در سال‌های اخیر به خود معطوف کرده است. در بین هورمون‌های یادشده، معمولاً سالیسیلیک‌اسید (SA)، جاسمنات‌ها (JAS) و اتیلن با دفاع گیاه و جیبرلین (GA)، اکسین (IAA)، برازینواستروئیدها (BRS) و سیتوکینین (CKS) با رشد گیاه ارتباط دارند. طی سال‌های متمادی، آبسیزیک‌اسید (ABA) هورمون کلیدی پاسخ گیاه به تنش‌های زیستی در نظر گرفته می‌شد؛ باوجوداین، مطالعه‌های اخیر مشخص کرده‌اند همۀ هورمون‌های گیاهی نقش مهمی در شرایط تنش غیرزیستی دارند (Raja et al., 2017; Wani et al., 2017). گیاهان قادر به تنظیم و هماهنگی رشد و تحمل به تنش از طریق تغییر در تولید و توزیع هورمون یا انتقال پیام هستند که نتیجۀ آن، بقا یا فرار از تنش‌های محیطی است (Colebrook et al., 2014). بسیاری از جنبه‌های توسعۀ گیاهان، از مرحلۀ جنینی تا پیری، تحت‌تأثیر هورمون اکسین قرار دارند؛ برای نمونه، این هورمون نقش بسزایی در رشد و توسعۀ برگی، گسترش آوندها، غالبیت مریستم‌های انتهایی، رشد ریشه، تشکیل میوه و ... دارد. اکسین نقش مهمی در پاسخ گیاه به تنش زنده و غیرزنده ایفا می‌کند؛ برای نمونه، در زمینۀ نقش این هورمون در پاسخ به تنش شوری گزارش شده است جوانه‌زنی بذر گندم با سطوح شوری بالاتر کم می‌شود و این اثر منفی با پیش‌تیمار دانه‌ها با IAA کاهش می‌یابد (Ashraf and Foolad, 2005)؛ همچنین کاربرد IAA در گیاهان ذرت با بهبود تغذیۀ معدنی عناصر ضروری و حفظ نفوذپذیری غشا (Kaya et al., 2009) سبب کاهش برخی آثار جانبی ناشی از افزایش شوری می‌شود. بیان ژن YUCCA3 که در مسیر بیوسنتز اکسین نقش دارد، با افزایش حساسیت به تنش شوری افزایش می‌یابد و سبب افزایش غلظت اکسین می‌شود؛ از سویی، گزارش‌های مختلفی وجود دارند که کاهش سطح این هورمون در تنش‌های محیطی را نشان می‌دهند (Du et al., 2013). جیبرلین‌ها خانوادۀ بزرگی از هورمون‌های گیاهی با ساختار دی‌ترپنوئید را شامل می‌شوند که نقش‌های متنوعی ازجمله جوانه‌زنی بذر، گسترش و بازشدن برگ، طویل‌شدن ساقه، بلوغ گرده، رشد میوه و ... را در گیاهان ایفا می‌کنند (Wani et al., 2016). عملکرد این هورمون در تنش‌های محیطی ضروری و نقش آن مخالف هورمون آبسیزیک‌اسید است. این هورمون جوانه‌زنی را در دانه‌هایی افزایش می‌دهد که در معرض تنش شوری قرار دارند (Yang et al., 2014). مطالعه‌های مختلف نشان می‌دهند میزان هورمون اکسین و جیبرلین در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد؛ برای نمونه، kim و همکاران (2006) مشاهده کردند سطح این دو هورمون در اندام‌های مختلف گیاه برنج (Oryza sativa L.) در شرایط شوری به‌شدت کاهش می‌یابد. گیاه بامیه (Hibiscus esculentus L.) به تیرۀ پنیرکیان (Malvaceae) تعلق دارد و عده‌ای آن را گومبو، اکورا و لیدیفینگرو می‌نامند. در برخی کتاب‌ها، نام علمی بامیه به‌شکل Ablemoschus esculentus L. آمده است. بامیه یکی از مهم‌ترین سبزیجاتی است که در مناطق گرم و گرمسیری کاشته می‌شود و جایگاه ویژه‌ای در برنامۀ غذایی روزانۀ این مناطق دارد. این گیاه منبع ارزان‌قیمتی از پروتئین‌ها، آمینو‌اسید‌ها، کربوهیدرات‌ها، ویتامین‌ها (A، B و C) و مواد معدنی در این مناطق به شمار می‌آید (Hegazi and Hamildeldin, 2010). اطلاعات بسیار اندکی دربارۀ اثر تنش شوری روی گیاه بامیه و به‌ویژه هورمون‌های آن موجود است؛ بنابراین هدف مطالعۀ حاضر، بررسی تغییرات محتوای هورمون‌های اکسین و جیبرلین و مشاهدۀ آثار این تغییرات روی رشد و نمو گیاه بامیه و تغییرات آناتومی حاصل از آن است. پژوهش حاضر زمینه‌ساز مطالعه‌های بیشتر در زمینۀ اثر تنش شوری در این گیاه و درنهایت، بهینه‌سازی این گیاه در برابر تنش شوری و سایر تنش‌هاست؛ از سویی، مطالعه‌های انجام‌شده روی بامیه زمینه‌ساز مطالعه‌های بیشتر در زمینۀ آثار تنش شوری روی خانوادۀ پنیرکیان (Malvaceae) است.

 

مواد و روش‌ها.

کشت گیاه: بذرهای سالم و هم‌اندازۀ گیاه بامیه (Hibiscus esculentus L.)، رقم Bamia با قدرت جوانه‌زنی 85 تا 99 درصد از شرکت آوان مشرق‌زمین (Avan Mashregh Zamin) تهیه شدند. ابتدا بذرها با محلول هیپوکلریت‌سدیم 10 درصد ضد‌عفونی و با آب مقطر شستشو شدند و سپس برای جوانه‌زنی به پتری‌دیش‌هایی منتقل شدند که حاوی دو لایه کاغذ صافی مرطوب بودند. پتری‌دیش‌های حاوی بذر به‌مدت 96 ساعت در آون با دمای 27 درجۀ سانتی‌گراد قرار داده شدند تا جوانه‌زنی انجام شود. پس‌از مدت زمان یاد‌شده، بذرهای جوانه‌زدۀ هم‌اندازه به گلدان‌های پلاستیکی حاوی ماسۀ شسته‌شده منتقل و در اتاقک کشت با شرایط نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی، دمای بیشینه وکمینۀ به‌ترتیب 29 و 18 درجۀ سانتی‌گراد، رطوبت 65 درصد و شدت نوری 150 میکرومول بر مترمربع در ثانیه نگهداری شدند.

اعمال تیمار و برداشت: پس‌از استقرار دانه‌رست‌ها در محیط‌کشت گلدانی، فرایند اعمال تنش با غلظت‌های صفر، 50، 100 و 150 میلی‌مولار NaCl به‌مدت هفت روز انجام شد. فرایند آبیاری و تیمار به‌طور هم‌زمان با محلول هوگلند و NaCl انجام شد. سه گلدان برای هر تیمار و هفت دانه‌رست در هر گلدان در نظر گرفته شد. پس‌از برداشت، طول اندام هوایی و ریشه با خط‌کش اندازه‌گیری شد. وزن تر و خشک نمونه‌ها به کمک ترازوی دیجیتال با دقت 0001/0 (شرکت CITIZEN) محاسبه شد.

سنجش اکسین: به‌منظور اندازه‌گیری میزان اکسین، 1 گرم بافـت بـرگ از بـرگ‌های نزدیک به رأس ساقه (برگ+ساقه) و ریشه به‌طور جداگانه در 10 میلـی‌لیتـر اتـانول 80 درصـد جوشـانده و پـس‌از ساییده‌شدن، از کاغذ صافی عبور داده شد. مقدار 2 میلی‌لیتر معرف سالکوفسـکی به 1 میلی‌لیتر از عصاره‌های حاصل اضــافه شــد. به‌منظور تهیــۀ معــرف سالکوفســکی، 1 میلـی‌لیتر محلــول کلرید‌فری 5/0 مولار با 50 میلی‌لیتر پرکلریک‌اسید 35 درصد مخلـوط و هم ‌زده شد (He et al., 2002)؛ سپس لوله‌ها به‌مدت 15 دقیقـه در حمام آبی 40 تـا 50 درجۀ سانتی‌گراد قرار گرفتند تا واکنش کامل و حضور اکسین در عصاره با رنگ صورتی آشکار شود. در پایان، میزان جذب نمونه‌ها در طول موج 530 نانومتر با دستگاه اسـپکتروفتومتر مدل UV/Vis (WPA S2100, UK) خوانده شـد. مقـدار IAA موجود در نمونـه‌هـا بـا اسـتفاده از منحنـی اسـتاندارد در محدودۀ صفر تا 40 میلی‌گر‌م‌در‌لیتر محاسبه شـد. IAA تهیه‌شده از شرکت مرک بـرای رسـم منحنی استاندارد استفاده شد.

سنجش اکسین‌اکسیداز: به‌منظور اندازه‌گیری فعالیت آنزیم اکسین‌اکسیداز، عصارۀ آنزیمی اندام هوایی و ریشه به روش Ahmad و همکاران (2010) استخراج شد؛ سپس به مخلوط واکنش حاوی بافر فسفات‌پتاسیم (اسیدیتۀ 4/6)، 2 و 4 دی‌کلروفنل (16/0 مولار)، کلریدمنگنز (2/0 میلی‌مولار)، ایندول‌استیک‌اسید (2/0میلی‌مولار) و 1 میلی‌لیتر عصارۀ آنزیمی اضافه شد و بی‌درنگ، 2 میلی‌لیتر معرف سالکوفسکی به 1 میلی‌لیتر مخلوط واکنش اضافه شد. عمل یادشده برای نمونه‌های شاهد نیز تکرار شد، اما نمونه‌های شاهد به‌مدت 20 دقیقه در تاریکی گرماگذاری شدند. پس‌از توسعۀ رنگ صورتی، جذب نمونه‌ها با دستگاه اسـپکتروفتومتر در طول موج 540 نانومتر خوانده شد (Gordon and Weber, 1951).

سنجش جیبرلین: به‌منظور اندازه‌گیری میزان جیبرلین، 5/0 گرم بافـت بـرگ در 5/2 میلـی‌لیتـر اتـانول مطلق ساییده شد. عصارۀ حاصل به‌مدت 15 دقیقه در 12000 دوردردقیقه سانتریفیوژ و سپس 1 قطره کلریدریک‌اسید (1/0مولار) به محلول اضافه شد. محلول حاصل به قیف جداکننده (دکانتور) منتقل، 10 میلی‌لیتر اتیل‌استات به آن اضافه و به‌مدت 2 دقیقه به‌خوبی تکان داده شد؛ سپس 10 میلی‌لیتر بافر فسفات‌سدیم با اسیدیتۀ 4/7 به آن اضافه شد. پس‌از تکان دوباره و تشکیل دو فاز، فاز رنگی دور ریخته شد و 3 میلی‌لیتر کلریدریک‌اسید (7/3 مولار) و 3 میلی‌لیتر بافر فسفات‌سدیم (اسیدیتۀ 4/7) به 3 میلی‌لیتر از فاز آبی اضافه و جذب نمونه‌ها در طول موج 254 نانومتر با دستگاه اسـپکتروفتومتر خوانده شد (Berrios et al., 2004). به‌منظور تعیین میزان جیبرلین، منحنی استاندارد با استفاده از غلظت‌های معلوم جیبرلین تهیه شد.

مطالعه‌های ساختاری:پس‌از برداشت، نمونه‌ها در محلول گلیسرول و الکل (1:1) تثبیت و نگهداری شدند. به‌منظور مطالعه‌های میکروسکوپی، مقاطع دستی از انتهای ساقه، بخش میانی برگ و انتهای ریشه تهیه شدند. به‌منظور رنگ‌بری، مقاطع تهیه‌شده به‌مدت 15 دقیقه در هیپوکلریت‌سدیم و پس‌از شستشو، به‌مدت 1 دقیقه در محلول استیک‌اسید 5 درصد قرار داده شدند؛ در‌نهایت، رنگ آکریدین‌اورانژ برای ایجاد فلورسانس در نمونه‌ها استفاده شد. نمونه‌ها با میکروسکوپ فلورسانس Oculaire (مدل BK-LF، ساخت چین) مشاهده شدند.

سنجش محتوای نسبی آب: قطعه‌های برگی به قطر 1 سانتی‌متر از بخش میانی برگ تهیه و پس‌از وزن‌شدن، به‌مدت 4 ساعت در دمای 4 درجۀ سانتی‌گراد درون پتری‌دیش‌های حاوی آب مقطر قرار داده شدند. پس‌از مدت زمان یادشده، رطوبت اضافی نمونه‌ها باکاغذ صافی، خشک و وزن آماس نمونه‌ها اندازه‌گیری شد. به‌منظور سنجش وزن خشک، قطعه‌های برگی به‌مدت 48 ساعت در دمای 72 درجۀ سانتی‌گراد درون آون قرار داده شدند و درنهایت، محتوای نسبی آب (RWC) از رابطۀ 1 محاسبه شد .(Henson, 1981)

رابطۀ 1

100×(وزن خشک-وزن آماس/وزن خشک-وزن تر)RWC=.

سنجش یون‌های سدیم و پتاسیم: به‌منظور تجزیه‌وتحلیل یون‌ها، 1/0 گرم از مادۀ خشک ریشه و اندام هوایی وزن و در لوله‌های 15 میلی‌لیتری قرار داده شد و 10 میلی‌لیتر آب دیونیزه به آن افزوده شد. نمونه‌ها به‌مدت یک ساعت در حمام آب گرم قرار گرفتند و پس‌از سرد‌شدن، به‌مدت 15 دقیقه در 5000 دوردردقیقه سانتریفیوژ شدند. میزان سدیم و پتاسیم عصاره‌ها با فلیم‌ فتومتر (مدل Fater 405) اندازه‌گیری شد. منحنی استاندارد مربوط به سدیم و پتاسیم با غلظت‌های مشخص برای محاسبه رسم شد.

سنجش هدایت الکتریکی: مقدار 5/0 گرم بافت تر برگی هر نمونه در دو سری لولۀ آزمایش حاوی 10 میلی‌لیتر آب مقطر غوطه‌ور شد؛ سپس یک سری از نمونه‌ها به‌مدت 30 دقیقه در دمای 40 درجۀ سانتی‌گراد و سری دیگر به‌مدت 15 دقیقه در دمای 100 درجۀ سانتی‌گراد قرار داده شدند. پس‌از رسیدن دمای نمونه‌ها به دمای آزمایشگاه، هدایت الکتریکی آنها با دستگاه ECمتر (مدل PL-700PC) خوانده و از رابطۀ 2 محاسبه شد (Sairam et al., 2005).

رابطۀ 2

100×(EC(40˚C)/EC (100˚C)EC=

تجزیه‌وتحلیل آماری: تجزیه‌وتحلیل داده‌های آماری با نرم‌افزار SPSS نسخۀ 22، طی مسیرآنالیز واریانس تک‌سویه (Anova one way) و آزمون Duncan در سطح احتمال آماری P<0.05انجام شد. نمودارها با نرم‌افزار Excel نسخۀ 2007 رسم شدند.

 

نتایج

اثر شوری بر شاخص‌های رشد: بررسی نتایج اندازه‌گیری طول ریشه وساقه نشان داد طول ریشه وساقۀ گیاه بامیه در اثر تنش شوری در مقایسه با نمونه‌های شاهد کاهش می‌یابد (جدول 1). کاهش طول ریشه و ساقۀ تمام نمونه‌های تیمار‌شده نسبت به نمونه‌های شاهد معنادار بود. کاهش طول ریشه در تیمارهای 100 و 150 میلی‌مولار نسبت به هم معنادار نبود (جدول 1).

نتایج پژوهش حاضر (جدول 1) نشان دادند میزان کاهش وزن تر و وزن خشک ریشه و اندام هوایی در تیمارهای NaCl نسبت به نمونه‌های شاهد معنادار است. میزان کاهش وزن تر اندام هوایی و وزن خشک ریشه در تیمارهای 100 و 150 میلی‌مولار تنش شوری تفاوت معناداری با یکدیگر نداشت.


 

جدول 1- بررسی میزان زیست‌توده در دانه‌رست بامیه در معرض تنش شوری

شاخص

تیمار (NaCl)

اندام هوایی

ریشه

 

وزن تر (گرم)

وزن خشک (گرم)

طول (سانتی‌متر)

وزن تر (گرم)

وزن خشک (گرم)

طول (سانتی‌متر)

صفر

a065/0±63/1

a006/0 ±15/0

a5/0± 5/12

a008/0±36/0

a003/0 ± 03/0

a44/0±3/12

50 میلی‌مولار

b037/0 ± 34/1

b004/0±12/0

b4/0 ± 76/9

b006/0±3/0

a005/0 ± 02/0

b28/0 ±28/10

 

100 میلی‌مولار

c04/0 ± 88/0

c006/0± 08/0

c14/0 ±26/8

c01/0±17/0

b006/0 ± 02/0

c11/0 ± 00/8

 

150 میلی‌مولار

c027/0±65/0

c003/0± 06/0

d27/0 ±65/6

d007/0± 09/0

b003/0 ± 02/0

c29/0 ± 45/6

 

                     

مقایسه میانگین 3 تکرار ± SE عوامل رشد در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl. مقایسه میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حرف‌های یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

 

 

.اثر شوری بر توازن یون‌ها، هدایت الکتریکی و محتوای آب نسبی: تجزیه‌وتحلیل داده‌های پژوهش حاضر (جدول 2) نشان داد با افزایش تنش شوری، میزان یون‌های سدیم در اندام هوایی و ریشه افزایش می‌یابد. مشخص شد این افزایش در تمام تیمارها (50، 100 و 150 میلی‌مولار) در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار است؛ همچنین برای یون پتاسیم مشاهده شد میزان این یون با افزایش تنش شوری کاهش می‌یابد و این روند کاهش در تمام تیمارهای شوری نسبت به نمونه‌های شاهد معنادار است.

 

 

جدول 2- بررسی محتوای نسبی آب (RWC)، هدایت الکتریکی (EC) و میزان یون‌های سدیم و پتاسیم در دانه‌رست بامیه در معرض تنش شوری

 

شاخص

 

تیمار (NaCl)

اندام هوایی

ریشه

EC و RWC

Na+

K+

Na+/k+

Na+

K+

Na+/k+

EC

RWC

میلی‌گرم بر وزن خشک

میلی‌گرم بر وزن خشک

دسی‌زیمنس

برحسب درصد

صفر

a23/0± 2/2

a7/0±7/15

a01/0±14/0

a01/0±06/3

a065/0±5/21

a01/0±14/0

a7/1± 86/19

a00/0 ± 100

50 میلی‌مولار

b26/0±86/4

b53/0±2/13

b01/0±36/0

b01/0±36/6

a037/0±63/16

b03/0±38/0

b6/2± 7/32

b95/3 ± 6/90

100 میلی‌مولار

c38/0±36/7

c72/0±66/10

c02/0±69/0

c04/0±08/10

c04/0 ±06/12

c1/0± 9/0

c1/2± 9/49

c71/1±73/77

150 میلی‌مولار

d27/0±33/9

d54/0±2/7

d11/0 ±3/1

d02/0±5/17

d27/0 ±36/10

d06/0±69/0

d5/2± 1/73

d57/3±73/65

                     

مقایسه میانگین 3 تکرار ± SE عوامل رشد در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl. مقایسه میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حرف‌های یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

 

نتایج نسبت سدیم به پتاسیم (Na+/K+) در اندام هوایی و ریشه نشان دادند این نسبت با افزایش غلظت نمک افزایش می‌یابد و این افزایش در تمام تیمارها (در ریشه و اندام هوایی) در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار است (جدول 2). نتایج نشان دادند میزان محتوای آب نسبی در اثر شوری کاهش می‌یابد (جدول 2). مشاهده شد کاهش 4/9 درصدی در تیمار 50 میلی‌مولار نمک، کاهش27/22 درصدی در تیمار 100 میلی‌مولار نمک و کاهش 27/34 درصدی در تیمار 150 میلی‌مولار شوری در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار است. بر اساس نتایج جدول 2، مشاهده شد میزان هدایت الکتریکی با افزایش غلظت نمک افرایش می‌یابد. تجزیه‌وتحلیل داده‌ها نشان داد در تمام تیمارهای نمک (50، 100 و150 میلی‌مولار)، افزایش هدایت الکتریکی در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار است.

اثر شوری بر میزان هورمون‌های اکسین، جیبرلین و اکسین‌اکسیداز: نتایج نشان دادند میزان هورمون اکسین در اثر شوری کاهش می‌یابد (شکل 1). کاهش هورمون اکسین در اندام هوایی تیمارهای 100 و 150 میلی‌مولار شوری در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار بود؛ همچنین کاهش هورمون اکسین در تیمارهای شوری 50، 100 و 150 میلی‌مولار در ریشه نسبت به نمونه‌های شاهد معنادار بود. گفتنی است کاهش این هورمون در اندام هوایی تیمارهای 50 میلی‌مولار نمک در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار نبود؛ علاوه‌‌براین، مشاهده شد شدت کاهش هورمون اکسین در اندام هوایی بیشتر از ریشه است.

 

شکل 1- مقایسۀ میانگین میزان هورمون اکسین در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl؛ مقایسۀ میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حروف یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

 

بررسی نتایج اندازه‌گیری فعالیت آنزیم اکسین‌اکسیداز در ریشه و اندام هوایی نشان داد میزان فعالیت این آنزیم در اندام هوایی بیشتر از ریشه است (شکل 2).

 

 

شکل 2- مقایسۀ میانگین میزان فعالیت اکسین‌اکسیداز در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl؛ مقایسۀ میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حروف یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5)است.

 

فعالیت این آنزیم در اندام هوایی و ریشۀ گیاهان در معرض تمام تیمارهای نمک در مقایسه با نمونۀ شاهد به‌شکل معناداری افزایش یافته است. بیشترین افزایش در اندام هوایی در تیمار 150 میلی‌مولار و در ریشه در تیمار 100 میلی‌مولار مشاهده شد؛ علاوه‌بر‌این، مشخص شد اختلاف معناداری بین تیمارهای 50 و 150 میلی‌مولار در ریشه وجود ندارد (شکل 2).

نتایج تجزیه‌وتحلیل نشان دادند میزان هورمون جیبرلین در اثر شوری کاهش می‌یابد (شکل 3). کاهش هورمون جیبرلین در اندام هوایی تیمارهای 50، 100 و 150 میلی‌مولار شوری در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار بود و بیشترین کاهش در تیمار 150 میلی‌مولار مشاهده شد.

اثر شوری بر شاخص‌های آناتومی: تجزیه‌وتحلیل داده‌های اندازه‌گیری شاخص تراکم روزنه‌ای نشان دادند میزان این شاخص در تمام تیمارها نسبت به نمونه‌های شاهد کاهش می‌یابد (شکل 4). میزان تراکم سلول‌های روزنه‌ای در تیمارهای 100 و150 میلی‌مولار نمک کاهش معناداری نسبت به نمونه‌های شاهد نشان داد؛ در‌حالی‌که این کاهش در تیمار 50 میلی‌مولار در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار نبود.

مطالعۀ مقاطع عرضی تهیه‌شده از ساقه، ریشه و برگ نشان داد تنش شوری سبب کاهش ضخامت هر سه اندام دانه‌رست بامیه می‌شود که در مقایسه با نمونه‌های شاهد، کاهش ضخامت ساقه تنها در تیمارهای 100 و150 میلی‌مولار معنادار است. کاهش ضخامت ریشه و برگ در تمام تیمارها در مقایسه با نمونه‌های شاهد معنادار بود. نتایج تجزیه‌وتحلیل نشان دادند بیشترین کاهش ضخامت در هر سه اندام به تیمار 150 میلی‌مولار نمک مربوط است (شکل 5).

 

شکل 3- مقایسۀ میانگین میزان هورمون جیبرلین در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl؛ مقایسۀ میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حروف یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

 

 

شکل 4- مقایسۀ میانگین میزان شاخص روزنه در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl؛ مقایسۀ میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حروف یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

 

 

شکل 5- مقایسۀ میانگین میزان ضخامت اندام در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl؛ مقایسۀ میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حروف یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

تجزیه‌وتحلیل داده‌های مربوط به مقطع عرضی برگ نشان داد طول سلول‌های مزوفیل نردبانی در تمام تیمار‌های شوری کاهش معناداری نسبت به نمونه‌های شاهد دارد (شکل 6)؛ در‌حالی‌که کاهش معنادار ضخامت لایۀ مزوفیل حفره‌ای تنها در تیمارهای 100 و 150 میلی‌مولار مشاهده می‌شود.

اندازه‌گیری قطر رگبرگ میانی نشان داد تنش شوری سبب کاهش قطر رگبرگ میانی می‌شود و این کاهش در تیمارهای 100 و 150 میلی‌مولار معنادار است. نتایج تغییرات رگبرگ میانی در تصاویر شکل 7 مشاهده می‌شوند.

 

 

شکل 6- مقایسۀ میانگین ضخامت بخش‌های برگ در نمونه‌های شاهد و تیمارهای مختلف NaCl؛ مقایسۀ میانگین داده‌ها با آزمون دانکن انجام شد و حروف یکسان بیان‌کنندۀ نبود اختلاف معنادار در سطح (P<0.5) است.

 

 

کنترل

تیمار 50 میلی‌مولار

تیمار 100 میلی‌مولار

تیمار 150 میلی‌مولار

       

شکل 7- برش عرضی ناحیۀ میانی برگ و مشاهدۀ رگبرگ میانی با رنگ فلورسانس آکریدین‌‌اورانژ

 

 

بحث

شوری یکی از تنش‌های غیر‌زیستی مهم است که بر میزان محصول اثر می‌گذارد؛ این تنش با تنش اسمزی و سمیت یون‌ها همراه است و سبب کمبود مواد غذایی می‌شود و بر سازوکارهای مختلف فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی مرتبط با رشد و نمو گیاه اثر می‌گذارد (Kholova et al.,2010). شوری سبب کاهش رشد و میزان محصول در گیاهان غیرهالوفیت می‌شود (Maas and Hoffman, 1977). نتایج پژوهش حاضر نشان دادند میزان شاخص‌های رشد و تولید زیست‌تودۀ دانه‌رست‌های بامیه در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد که با یافته‌های بسیاری از مطالعه‌های پیشین در گیاه گوجه‌فرنگی (Shibli et al., 2007)، عدس (Bandeoglu et al., 2004) و یونجه (Wang et al., 2009) مطابقت دارد. پژوهش‌های یادشده ایجاد اختلال در فرایندهای تولید انرژی مانند فتوسنتز و تنفس در اثر تنش شوری را علت اصلی کاهش میزان رشد و تولید زیست‌توده می‌دانند. کاهش جذب آب در ریشه و نبود تعادل بین جذب آب و تعرق از دیگر عوامل کاهش رشد در اثر تنش شوری به شمار می‌آیند که سبب کاهش پتانسل آب در آوند چوبی و کاهش شیب پتانسیل آب بین سلول‌های درحال توسعه و منبع آب (آوند چوبی که گسترش سلول‌ها را هدایت می‌کند) می‌شود (Munns, 2002). مطالعه‌های پیشین نشان می‌دهند برهم‌خوردن توازن یونی در گیاهان در اثر تنش شوری به اختلالات ریخت‌شناختی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی مختلف مانند کاهش سطح برگ، تسریع پیری برگ‌ها، افزایش درجه‌حرارت برگ، کاهش کارایی زنجیرۀ انتقال الکترون و کمپکس جمع‌کنندۀ نور، کاهش کارایی دکربوکسیلازی آنزیم روبیسکو یا افزایش فعالیت اکسیژنازی این آنزیم، کاهش ظرفیت بازسازی RUBP، مهار سنتز ATP به‌علت مهار فعالیت کمپلکس ATPسنتتاز، غیرفعال‌شدن PSI و PSII، اختلال در جذب و انتقال یون‌های ضروری و نبود تعادل و کمبود عناصر ضروری، تنش اکسیداتیو و اکسیداسیون ترکیبات مهم زیستی ازجمله پروتئین‌ها منجر می‌شود (Slama et al., 2007; Patade et al., 2008; Silva et al., 2008). نتایج پژوهش حاضر نشان دادند میزان محتوای آب نسبی در دانه‌رست‌های گیاه بامیه در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد. نتایج مطالعه‌های مختلف نشان می‌دهند میزان آب بافت در گیاهان مختلف ممکن است در اثر تنش شوری کاهش یا افزایش یابد یا ثابت بماند؛ برای نمونه در شرایط درون‌شیشه (in vitro)، درصد آب بافت گیاه سیب در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد (Molassiotis et al., 2006). در گیاهان کینوا (Chenopodiumquinoa).(Prado et al., 2000) و سیاه شور (Suaeda salsa) (Lu et al., 2002)، درصد آب بافت در شرایط تنش شوری ثابت می‌ماند. در گیاه جارو (Kochiaprostrata)، درصد آب بافت تا شوری 150 میلی‌مولار ثابت ماند و در شوری‌های بیشتر کاهش یافت (Karimi et al., 2005). درصد آب بافت گیاه خرفه (Portulacaoleracea) در ابتدای تنش، افزایش و با طولانی‌شدن مدت تنش، کاهش یافت. بررسی میزان محتوای سدیم، پتاسیم و نسبت سدیم به پتاسیم در پژوهش حاضر نشان داد همراه با افزایش تنش شوری، میزان سدیم در بافت‌ها افزایش و میزان پتاسیم کاهش می‌یابد و درنهایت به تغییر نسبت سدیم به پتاسیم منجر می‌شود؛ گزارش شده است تغییر نسبت این عناصر بر فعالیت‌های تولید انرژی سلول تأثیر می‌گذارد. یون پتاسیم کوفاکتور بسیاری از آنزیم‌های فتوسنتزی و تنفسی است .(Sudhir and Murthy, 2004; Kao et al., 2006). کاهش مقدار پتاسیم و افزایش مقدار سدیم یکی از بارزترین آثار تنش شوری است که در بسیاری از گزارش‌ها به آن اشاره شده است. کاهش غلظت پتاسیم در گیاه در معرض محیط شور به این علت است که وجود غلظت‌های زیاد سدیم در محیط خارج سبب ایجاد رقابت با پتاسیم برای ورود به درون سلول می‌شود و ازآنجاکه این دو یون شعاع هیدراتۀ مشابهی دارند، پروتئین‌های انتقال‌دهندۀ آنها ممکن است در تشخیص آنها اشتباه کنند؛ بنابراین، سدیم به‌آسانی از طریق ناقل‌های با تمایل کم به پتاسیم یا با تمایل زیاد به پتاسیم وارد سلول می‌شود و جذب پتاسیم کاهش می‌یابد؛ از سوی دیگر، انتقال سدیم به بخش‌های مختلف گیاه و برگ‌ها سبب جایگزینی آن با کلسیم در فضای آپوپلاستی می‌شود که دپلاریزاسیون غشا را در پی دارد و درنتیجه، توانایی غشاها برای جذب انتخابی برخی یون‌ها مختل می‌شود و بی‌تعادلی یونی اجتناب‌ناپذیر خواهد بود .(Blumwald et al., .2000; Molassiotis et al., 2006; Aqueel et al., 2007). یکی دیگر از دلایل کاهش مقدار پتاسیم، مسدودشدن کانال‌های وارد‌کنندۀ پتاسیم (KIR) با سدیم است؛ علاوه‌بر‌این، سدیم نشت پتاسیم از طریق کانال‌های خارج‌کنندۀ پتاسیم (KOR) را افزایش می‌دهد. همان‌طور که گفته شد تنش شوری به دپلاریزاسیون غشا منجر می‌شود و کانال‌های KOR که کانال‌های وابسته به ولتاژ هستند با دپلاریزه‌شدن غشا در مقادیری مثبت‌تر از پتانسیل نرنست برای پتاسیم، باز می‌شوند (Shabala, 2000). جذب سدیم از طریق کانال‌های کاتیونی تک‌ظرفیتی غیر‌حساس به ولتاژ یا از طریق پروتئین‌های مبادله‌کنندۀ Na+/H+ نیز انجام می‌شود (Backhausen et al., 2005). Carcamo و همکاران (2012) بیان کردند تنش شوری از رشد، تقسیم و گسترش سلولی جلوگیری می‌کند و کاهش ضخامت برگ نتیجۀ تنش اسمزی و کاهش میزان آب در سلول‌های مزوفیلی است. کاهش میزان هورمون‌های اکسین و جیبرلین و افزایش فعالیت اکسین‌اکسیداز را می‌توان ازجمله عوامل کاهش گسترش سلول‌ها در بافت‌های مختلف دانست. مطالعه‌های انجام‌شده روی دو رقم ذرت نشان دادند محتوای اکسین تحت‌تأثیر تنش شوری کاهش می‌یابد (Zörb et al., 2013)؛ علاوه‌براین، Mendoza و همکاران (2016) نشان دادند میزان اکسین و انتقال قطبی در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد. ازآنجاکه هورمون اکسین تنظیم‌کنندۀ رشد و توسعۀ سلول‌ها شناخته می‌شود (Majid et al., 2011)، می‌توان کاهش میزان اکسین را از علل کاهش رشد و تغییر در توسعه و رشد ساختارهای آناتومی دانه‌رست‌های بامیه دانست که ممکن است به‌علت کاهش بیوسنتز آن یا افزایش فعالیت آنزیم اکسین‌اکسیداز باشد. نتایج مشابهی از کاهش میزان اکسین در شرایط تنش شوری در گوجه (Dunlap and Binzel, 1996) و برنج (Nilsen and Orcutt, 1996) مشاهده شده‌اند. Du و همکاران (2013) گزارش کردند کاهش سطح هورمون اکسین در شرایط تنش اسمزی به روابط آبی گیاه کمک می‌کند؛ از سویی، پیشنهاد شده است اکسین با افزایش رشد ریشه، افزایش بیان ژن‌های هورمون آبسیزیک‌اسید و ژن‌های دخیل در حذف گونه‌های فعال اکسیژن می‌تواند مقاومت به تنش خشکی را ایجاد کند. نتایج پژوهش حاضر نشان دادند میزان هورمون جیبرلین در تنش شوری کاهش می‌یابد. یافته‌های اخیر نشان می‌دهند هورمون اکسین سبب القای بیوسنتز هورمون جیبرلین می‌شود (Majid et al., 2011)؛ بنابراین، کاهش میزان هورمون اکسین را می‌توان یکی از عواملی دانست که سبب کاهش هورمون جیبرلین در تنش شوری می‌شود. مشخص شده است جیبرلین بیان ژن بسیاری از آنزیم‌ها و همچنین بیان ژن H+-ATPase را در تنش شوری افزایش می‌دهد (Yang et al., 2014). این هورمون در تنش ملایم نمک از طریق بازنگه‌داشتن روزنه‌ها سبب افزایش کارایی آب مصرفی می‌شود؛ همچنین این هورمون سبب افزایش آنزیم‌های پاداکساینده، کاهش فعالیت ریبونوکلئازها و افزایش قندهای محلول می‌شود که مقاومت به تنش را در پی دارد (Maggio et al., 2010; Fahad et al., 2014)؛ باوجوداین، هنوز سازوکارهای دقیق نقش هورمون جیبرلین در تنش‌های محیطی شناخته نشده‌اند (Majid et al., 2011). مطالعه‌های آناتومی اندام‌های مختلف در دانه‌رست بامیۀ تحت‌تأثیر شوری نشان داد میزان ضخامت اندام‌ها کاهش می‌یابد؛ علاوه‌بر‌این، شاخص تراکم روزنه‌ای، طول سلول‌های پارانشیم نردبانی و ضحامت لایۀ پارانشیم حفره‌ای نیز کاهش می‌یابد. علت اصلی کاهش ضخامت ساقه، کاهش بافت آوندی به‌ویژه مرتبط با کاهش قطر گزیلم‌هاست و به میزان کمتری با کاهش پارانشیم پوستی و مغزی ارتباط دارد. گزارش شده است کاهش قطر گزیلمی عاملی برای کاهش جریان یون‌ها به اندام هوایی است؛ بنابراین، پاسخ تطابقی در نظر گرفته می‌شود (Matsushita and Matoh, 1992). در مطالعۀ حاضر، کاهش درخور توجهی در شاخص تراکم روزنه‌ای مشاهده شد که احتمالاً عاملی برای کاهش جریان آب در اثر کاهش تعرق و جلوگیری از هدررفت آب و مانعی برای جریان‌یافتن یون‌های سمی است. نتایج مطالعه‌های Younis و همکاران (2014) نشان دادند میزان ضخامت پوست ریشه و ساقه در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد. آنها بیان کردند این کاهش به کاهش رشد ریشه و ساقه منجر می‌شود.

 

نتیجه‌گیری

در مطالعۀ حاضر مشخص شد دانه‌رست‌های بامیه در شرایط آزمایشگاهی به تنش شوری حساسند. به‌طور‌کلی این حساسیت را می‌توان با سمیت ناشی از یون‌های سدیم و کلر و برهم‌خوردن توازن یونی و جذب یون‌های ضروری مانند پتاسیم که درنهایت بر روابط آبی اثر می‌گذارند، مرتبط دانست. اگرچه پژوهش حاضر تنها به سنجش هورمون‌های اکسین و جیبرلین محدود می‌شود، باید دانست این دو هورمون نقش بسزایی در رشد و توسعۀ گیاهان دارند. بسیاری از شاخص‌های ریخت‌شناختی و آناتومیکی سنجش‌شده در پژوهش حاضر به‌طور مستقیم تحت‌تأثیر این دو هورمون قرار دارند؛ بنابراین، کاهش و نقص در این شاخص‌ها در تیمارهای شوری نسبت به نمونه‌های شاهد به‌علت کاهش سطح این دو هورمون است.

Ahmad, B. S., Jalal, T. and Ali, A. (2010) Effect of salinity on the growth and peroxidase and IAA oxidase activities in canola. Journal of Food, Agriculture and Environment 8(1): 109-112.
Aqueel, A. M. S., Javed, F. and Ashraf, M. (2007) Iso osmotic effect of NaCl and PEG on growth, cations and free proline accumulation in callus tissue of two indica rice (Oryza sativa L.) genotypes. Plant Growth Regulation 53: 53-63.
Ashraf, M. and Foolad, M. R. (2005) Pre-sowing seed treatment a shotgun approach to improving germination, plant growth and crop yield under saline and non-saline conditions. Advances in Agronomy 88: 223-271.
Backhausen, J. E., Kelin, M., Klocke, M., Jung, S. and Scheibe, R. (2005) Salt tolerance of potato (Solanumtuberosum L. var. Desiree) plants depends on light intensity and air humidity. Plant Science 169: 229-237.
 
Bandeoglu, E., Egidogan, F., Yucel, M. and Avnioktem, H. (2004) Antioxidant responses of shoots and roots of lentil to NaCl- salinity stress. Plant Growth Regulation 42: 69-77.
Berrios, J., Illanes, A. and Aroca, G. (2004) Spectrophotometric method for determining gibberellic acid in fermentation broths. Biotechnology Letters 26: 67-70.
Blumwald, E., Aharon, G. S. and Apse, M. P. (2000) Sodium transport in plant cells. Biochimca et Biophysca Acta 1465: 140-151.
Carcamo, H. J., Bustos, M. R., Fernandez, F. E. and Bastias, E. I. (2012) Mitigating effect of salicylic acid in the anatomy of the leaf of Zea mays L. lluteno ecotype from the Lluta Valley (Arica-Chile) under NaCl stress. IDESIA (Chile) 30(3): 55-63.
Colebrook, E. H., Thomas, S. G., Phillips, A. L. and Hedden, P. (2014) The role of gibberellin signalling in plant responses to abiotic stress. Journal of Experimental Biology 217: 67-75.
Dewan, M. L. and Famuri, J. (1964) The Soils of Iran, FAO.
Du, H., Liu, H. and Xiong, L. (2013) Endogenous auxin and jasmonic acid levels are differentially modulated by abiotic stresses in rice. Front Plant Science 4(397): 1-10.
Dunlap, J. R. and Binzel, M. L. (1996) NaCl reduces indole-3-acetic acid levels in the roots of tomato plants independent of stress induced abscisic acid. Plant Physiology 112: 379-384.
Fahad, S., Hussain, S., Matloob, A., Aheem, A. k., Abdul, K., Shah, S., Shah, H., Darakh, S., Fahad, K., Najeeb, U., Muhammad, F., Muhammad, R. K., Afrasiab, K. T., Aziz, K., Abid, U., Nasr, U. and Jianliang, H. (2014) Plant hormones and plant responses to salinity stress: A review. Plant Growth Regulation 75(2): 391-404.
Gordon, S. A. and Weber, R. P. (1951) Colorimetric estimation of indoleacetic acid. Plant Physiology 26:192-195.
He, Y., Oyaizu, H. and Suzuki, S. (2002) Indole-3-acetic acidproduction in Pseudomonas fluorescens HP72 andits association with suppression of creepingbentgrass brown patch. Current Microbiology 47: 138-143.
Hegazi, A. Z. and Hamildeldin, N. (2010) The effect of gamma irradiation on enhancement of growth and seed yield of Okra [Abelmoschusesculentus (L.) Moench)] and associated molecular changes. Journal of Horticulture and Forestry 2(3): 38-51.
Henson, I. E., Mahalakshmi, F. R., Bidinger, G. and Alagars, W. (1981) Genotypic variation in pearl miller (Pennisetumamericanum L.)Leeke in the ability to accumulate abscisic acid in response on water stress. Journal Expriment Botany 32: 899-910.
Hoffman, G. J., Mass, E. V., Prichard, T. L. and Meyer, J. L. (1983) Salt tolerance of corn in the Sacramento-San Joaquin Delta of California. Irrigation Science 4: 31-44.
Kao, W. Y., Tsaic, T. T., Tsaic, H. C. and Shih, C. N. (2006) Response of three Glycine species to salt stress. Environmental and Experimental Botany 60(3): 344-351.
Karimi, G., Ghorbanli, M., Heidari, H., Khavarinejad, R. A. and Assareh, M. H. (2005) The effects of NaCl on growth, water relations, osmolytes and ion content in Kochia prostrata Biologia Plantarum 49(2): 301-304.
Kaya, C., Tuna, A. L. and Yokas, I. (2009) The role of plant hormones in plants under salinity stress. In: Salinity and water stress: improving crop eficiency (Eds. Ashraf, M., Ozturk, M. and Athar, H. R.) 45-50. Springer, Berlin.
Kim, S. K., Son, K. T., Park, S. Y., Lee, I. J., Lee, B. H., Kim, B.Y. and Lee, S. C. (2006) Influences of gibberellin and auxin on endogenous plant hormone and starch mobilization during rice seed germination under salt stress. Journal of Environmental Biology 27(2): 181-186.
Kholova, J., Sairam, R. K. and Meena, R. C. (2010) Osmolytes and metal ions accumulation, oxidative stress and antioxidant enzymes activity as determinants of salinity stress tolerance in maize genotypes. Acta Physiologiae Plantarum 32(3): 477-486.
Kumar, V., Sah, S. K., Khare, T., Shriram, V. and Wani, S. H. (2016) Engineering plant hormones for abiotic stress tolerance in crop plants. In: Plant hormones under challenging environmental factors (Eds. Ahammed, G. J. and Yu, J. Q.) 266-274. Springer, Dordrecht.
Lu, C. M., Qiu, N. W., Lu, Q., Wang, B. S. and Kuang, T. Y. (2002). Does salt stress lead to increased susceptibility of photosystem II to photoinhibition and changes in photosynthetic pigment composition in halophyte Suaeda salsa grown outdoors. Plant Science 5: 1063-1068.
Maas, E. V. and Hoffman, G. J. (1977) Crop salt tolerance, current assessment. Journal of the Irrigation and Drainage Division, ASCE 103: 115-134.
Maggio, A., Barbieri, G., Raimondi, G. and De Pascale, S. (2010) Contrasting effects of GA3 treatments on tomato plants exposed to increasing salinity. Jurnal of Plant Growth Regulation 29: 63-72.
Majid, G. J., Ali, S., Foad, M., Seyed, A. M. M. S. and Iraj, A. (2011) The role of phytohormones in alleviating salt stress in crop plants. Australian Journal of Crop Science 5(6): 726-734.
Matsushita, N. and Matoh, T. (1992) Characterization of Na+ exclusion mechanisms of salt-tolerant reed plants in comparison with salt sensitivity rice plants. Plant 83: 170-176.
Mendoza-Hernández, J. C., Perea-Vélez, Y. S., Arriola-Morales, J., Martínez-Simón, S. M. and Pérez-Osorio, G.(2016). Assessing the effects of heavy metals in ACC deaminase and IAA production on plant growth-promoting bacteria. Microbiological Research 188-189: 53-61.
Molassiotis, A. N., Sotiropoulos, T., Tanou, G., Kofidis, G., Diamantidis, G. and Therios, I. (2006) Antioxidant and anatomical responses in shoot culture of the apple rootstock MM 106 treated with NaCl, KCl , mannitiol or sorbitol. Biology Plant 50(1): 61-68.
Munns, R. (2002) Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell and Environment 25: 239-250.
Nilsen, E. and Orcutt, D. M. (1996) The physiology of plants under stress- abiotic factors. Wiley, New York.
Patade, V. Y., Suprasanna, P. and Bapat, V. A. (2008) Effects of salt stress in relation to osmotic adjustment on sugarcane (Saccharumofficinarum L.) callus cultures. Plant Growth Regulation 55: 169-173.
Prado, F. E., Boero, C., Gallarodo, M. and Gonzalez, J. A. (2000) Effect of NaCl on germination, growth and soluble sugar content in Chenopodium quinoa willd seeds. Botanical Bulletin of Academia Sinica 41: 27-34.
Raja, V., Majeed, U., Kang, H., Andrabi, K. I. and John, R. (2017) Abiotic stress: interplay between ROS, hormones and MAPKs. Environtal Experiment Botany 71: 107-113.
Ruiz, D., Martinez, V. and Cedra, A. (1999) Demarcating specific ion and osmotic effects in the response of two citrus to salinity. Scientia Horticulturae 80: 213-224.
Sairam, R. K., Srivastava, G. C., Agarwal, S. and Meena, R. C. (2005) Differences in antioxidant activity in response to salinity stress in tolerant and susceptible wheat genotypes. Biologia Plant 49: 85-91.
Shabala, S. (2000) Ionic and osmotic components of stress specifically modulate net ion fluxes from bean leaf mesophyll. Plant Cell Environment 23: 825-837.
Shibli, R. A., Kushad, M., Yousef, G. G. and Lila, M. A. (2007) Physiological and biochemical responses of tomato micro shoots to induced salinity stress with associated ethylene accumulation. Plant Growth Regulation 51: 159-169.
Silva, C., Martinez, V. and Carvajal, M. (2008) Osmotic versus toxic effects of NaCl on pepper plants. Biologia Plant 52(1): 72-79.
Slama, I., Ghnaya, T., Hessini, K., Messedi, D., Savoure, A. and Abdelly, C. (2007) Comparative study of the effects of mannitol and PEG osmotic stress on growth and solute accumulation in Sesuviumportulacastrum. Environmental and Experimental Botany 61(1): 10-17.
Sudhir, P. and Murthy, S. D. S. (2004) Effects of salt stress on basic processes of photosynthesis. Potosynthetica 42(4): 481-486.
Yang, R., Yang, T., Zhang, H., Qi, Y., Xing, Y., Zhang, N., Li, R., Weeda, S., Ren, S., Ouyang, B. and Guo, Y. D. (2014) Hormone proiling and transcription analysis reveal a major role of ABA in tomato salt tolerance. Plant Physiol Biochem 77: 23-34.
Younis, A., Anjum, S., Riaz, A., Hameed, M., Tariq, U. and Ahsan, M. (2014) Production of quality dahlia (Dahlia variabilis cv. Redskin) flowers by efficient nutrients management. Am-Eurasian Journal of Agriculture and Environmental Sciences 14: 137-142.
Wang, W. B., Kim, Y. H., Lee, H. S., Kim, K. Y., Deng, X. P. and Kwak, S. S. (2009) Analysis of antioxidant enzymes activity during germination of alfalfa under salt and drought stresses. Plant Physiology and Biochemistry 47(7): 570-577.
Wani, S. H., Dutta, T., Neelapu, R. R. N. and Surekha, C. (2017) Transgenic approaches to enhance salt and drought tolerance in plants. Plant Gene 11: 219-231.