تأثیر ارتفاع بر تغییرات روزانه ظرفیت آنتی اکسیدانی و مهار نوری موقتی در گیاه Marrubium vulgare

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسنده

دانشیار، گروه زیست شناسی، دانشگاه پیام نور، صندوق پستی 3697-19395 تهران، ایران

چکیده

پژوهشهای زیادی به ظرفیت آنتیاکسیدانی گیاهان دارویی پرداختهاند ولی اطلاعات کمی درباره نوسان روزانه ظرفیت آنتیاکسیدانی و واکنشهای فتوشیمیایی در این گیاهان وجود دارد. از اینرو، در این تحقیق، تغییرات روزانه در مقدار فنلیک اسیدها، عملکرد فتوسیستم II و فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی گیاه فراسیون (Marrubium vulgare L.) در ارتفاع 1100 و 2200 متری در شرایط طبیعی مورد مطالعه قرار گرفت. برداشت برگ گیاهان در ساعات مختلف روز انجام گرفت و نمونههای برگی بلافاصله به نیتروژن مایع منتقل گردیدند. گیاهان در ارتفاع بالاتر نسبت به گیاهان ارتفاع پایینتر دارای مقادیر بیشتری ترکیبات فنلی و کاروتنوئید بودند و بیشترین فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز را بروز دادند. نتایج، افزایش معنیدار مقدار مطلق فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی را با افزایش ارتفاع نشان داد. برگهای گیاهان ارتفاع بالاتر، کاهش موقتی مقدار بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (مهار نوری دینامیک) را به عنوان یکی از سازوکارهای حفاظت نوری در ساعات بعدازظهر بروز دادند که با افزایش معنیدار ضریب فروکش غیرفتوشیمیایی (kN) در این برگها همراه بود. جالب آنکه فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدانی، انباشت مقدار پراکسید هیدروژن و میزان درصد مهار رادیکالهای آزاد دی فنیل پیکریل هیدرازین برگهای گیاهان ارتفاع بالاتر یک نوسان روزانه را نشان دادند. نتایج ما نشان دادند که در ساعاتی از روز که شدت تابش نور خورشید بیشتر است، مهار نوری دینامیک مهمترین سازوکار حفاظت نوری گیاهان فراسیون ساکن ارتفاع بالا محسوب می شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effects of altitudinal gradient on daily rhythm of antioxidant capacity and dynamic photoinhibition in Marrubium vulgare

نویسنده [English]

  • Ghader Habibi
Department of Biology, Payame Noor University (PNU), Iran
چکیده [English]

Several studies have been conducted focusing on antioxidant capacity of medicinal plants; however information is lacking on the daily rhythm of antioxidant capacity as well as photochemical reactions in medicinal plants under natural conditions. Thus, in this study, changes in phenolic acids, PSII functioning and antioxidant enzymes activities in response to low (1,100 m) and high (2,200 m) elevation sites in Marrubium vulgare L. were investigated. Plants were harvested and analyzed in a temporal manner; and for the latter analysis, leaf samples were frozen immediately in liquid N2 and stored in it until assay. High-altitude plants exhibited higher phenolics and carotenoids than that in low-altitude plants, which was associated with higher phenylalanine ammonia-lyase (PAL) activity. Results indicated that the absolute amounts of antioxidant enzymes activities were considerably greater in high-altitude plants than low-altitude plants. High-altitude plants showed the rapidly reversible inhibition of PSII reaction centers (dynamic photoinhibition) associated with an increase in non-photochemical rate constant (kN), which was important photoprotection mechanism under high-mountain conditions. Surprisingly, the activities of antioxidative enzymes, the accumulation of hydrogen peroxide (H2O2), & the free radical scavenging activities using DPPH radical-scavenging in the leaves of high-altitude plants showed diurnal rhythm during the course of day. Finally, we found that the ability of dynamic photoinhibition was an important photoprotection process during periods of high solar radiation in the high-altitude Marrubium vulgare plants.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Antioxidant capacity
  • diurnal rhythm
  • dynamic photoinhibition
  • high elevation
  • Marrubium vulgare

مقدمه.

عصارۀ گیاه دارویی فراسیون (Marrubium vulgare L.) در درمان سرفه، زکام، آسم، ناراحتی‌های مجاری تنفسی فوقانی، اسهال مزمن و تب‌های مخاطی کاربرد دارد و فعالیت ضدالتهابی عصارۀ این گیاه بیشتر به‌علت وجود استرهای فنیل‌پروپانوئیدی است. گیاه دارویی فراسیون در شیب ارتفاعی مشخصی در میشوداغ واقع در شمال‌غرب ایران یافت می‌شود. این گیاهان در شرایط طبیعی، به‌ویژه در ارتفاعات، به‌طور اجتناب‌ناپذیری در معرض تابش نور مرئی و پرتوی فرابنفش شدید قرار می‌گیرند (Habibi and Ajory, 2015)؛ با افزایش شدت تابش، ظرفیت زنجیرۀ انتقال الکترون اشباع می‌شود و احتمال تنش اکسیداتیو افزایش می‌یابد. تنش اکسیداتیو با آسیب‌رساندن به بخش آزاد‌کنندۀ اکسیژن و تجزیۀ اجزای پلی‌پپتیدی فتوسیستم II سبب غیرفعال‌شدن فتوسیستم II می‌شود (Takahashi and Badger, 2011)؛ این تغییر با تحریک تولید گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) سبب ممانعت نوری و بروز آسیب اکسیداتیو در اجزای درونی سلول‌ها می‌‌شود (Habibi, 2014). گیاهان برای جلوگیری از آسیب‌رسیدن به فتوسیستم II، سازوکارهایی با عنوان سازوکارهای حفاظت نوری را در پیش می‌گیرند که ازجملۀ این سازوکارها می‌توان به حرکت برگ و کلروپلاست، انباشت فنل در اپیدرم برگ به‌منظور جذب پرتوی فرابنفش، فعال‌سازی سیستم دفاع آنتی‌اکسیدان آنزیمی و غیرآنزیمی (مانند انباشت کاروتنوئید، گلوتاتیون و ...)، افزایش عملکرد سازوکار خاموش‌شدگی غیرفتوشیمیایی فلورسانس کلروفیل طی انتقال الکترون و تنفس نوری اشاره کرد (Takahashi, 2010; Takahashi and Badger, 2011). در نورهای شدید، گیاهان از طریق جابه‌جایی کلروپلاست‌ها از شدت آسیب‌های نوری می‌کاهند و محل کلروپلاست‌ها در گیاهان، سرخس‌ها، خزه‌ها و جلبک‌های سبز به‌شکلی تغییر می‌یابد که شدت نور بهینه را جذب کند (Takahashi and Badger, 2011). در این گیاهان، کلروپلاست‌ها هنگام تابش نور ضعیف عمود بر راستای نور قرار می‌گیرند تا نور مؤثر را جذب کنند و در نور شدید، موازی با راستای نور قرار می‌گیرند تا از جذب مضاعف نور جلوگیری کنند (Tholen, 2008)؛ همچنین ترکیبات فیلترکننده و جاذب پرتوی فرابنفش در شرایط نور شدید و فرابنفش افزایش می‌یابند و همراه با افزایش انباشت کاروتنوئیدها، مانع تجزیۀ پروتئین D1 و آسیب به فتوسیستم II می‌شوند (Magaña et al., 2019). فعالیت سیستم جارو‌کنندۀ گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) از دیگر سازوکارهای حفاظت نوری در گیاهان است. گیاهان دو سیستم پاسخ‌دهندۀ آنتی‌اکسیداتیو شامل سیستم آنزیمی (آنزیم‌های آسکوربات‌پراکسیداز، کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز و ...) و سیستم غیر‌آنزیمی (آسکوربات، گلوتاتیون احیا‌شده و توکوفرول) علیه ROS دارند. مهار نوری شامل دو نوع مهار نوری بلندمدت و مزمن (Chronic photoinhibition) و مهار نوری موقتی یا دینامیک (Dynamic photoinhibition) است (Hopkins, 2008). مهار نوری بلندمدت و مزمن در نهایت سبب بروز آسیب نوری می‌شود، ولی مهار نوری دینامیک نوعی سازگاری و یکی از سازوکارهای حفاظت نوری برای جلوگیری از آسیب بیشتر فتوسیستم‌ها محسوب می‌شود (Murchie and Niyogi, 2011; Betancor et al., 2015).

پاسخ به افزایش ارتفاع و سازگاری گونه‌های مختلف بر اساس سازوکارهای متفاوتی انجام می‌شود و در برخی گیاهان، حتی برگ‌های مختلف یک گیاه پاسخ‌های متفاوتی به شرایط متغیر محیطی می‌دهند که با ریخت‌شناسی آن برگ‌ها ارتباط دارد (Habibi and Ajory, 2015). تاکنون مطالعه‌ای انجام نشده است که تفاوتظرفیت آنتی‌اکسیدانی و مهار نوری دینامیک را در اکوتیپ‌های یک گونۀ دارویی در ارتفاع‌های مختلف رویشگاه طبیعی مشخص کند. در پژوهش حاضر، تفاوت سازوکارهای حفاظت نوری و ظرفیت آنتی‌اکسیدانی اکوتیپ‌های گیاه فراسیون در دو ارتفاع مختلف از طریق اندازه‌گیری فعالیت فتوشیمیایی فتوسنتز و سیستم جارو‌کنندۀ ROS مطالعه شد.

 

مواد و روش‌ها

جمع‌آوری گیاه: دراواسط خردادماه سال 1396، نمونه‌های برگی اکوتیپ‌های مختلف گیاه Marrubium vulgareپس‌از اندازه‌گیری فلورسانس کلروفیل برگ‌ها، از ارتفاع‌های 1100 و 2200 متری کوه میشوداغ واقع در بخش یام مرند در فاصلۀ 65 کیلومتری جنوب شهر تبریز (45 درجه و 38 دقیقۀ شرقی و 38 درجه و 22 دقیقۀ شمالی) جمع‌آوری و بی‌درنگ به نیتروژن مایع منتقل شدند. انواع سنجش‌ها در آزمایشگاه و با استفاده از نمونه‌های ذخیره‌شده در نیتروژن مایع انجام شدند. برداشت نمونه‌های دو اکوتیپ به‌طور هم‌زمان و پیش ‌از آغاز فاز زایشی در ساعت‌های 8، 11، 14، 17 و 20 انجام شد.

.سنجش شاخص‌های فلورسانس کلروفیل وآزمون JIP: دستگاه فلورسانس‌سنج (PEA, Hansatech Instruments Ltd., King’s Lynn, Norfolk, PE 32 1JL, Engl) برایتعیین فلورسانس کلروفیل استفاده شد و شاخص‌های فلورسانس کلروفیل در برگ‌های سازش‌یافته با تاریکی (به‌مدت دست‌کم 20 دقیقه) شامل F0(فلورسانس پایه) و Fm(فلورسانس بیشینه) اندازه‌گیری شدند. به‌منظور رسم منحنی فلورسانس از آزمون JIP بهره گرفته شد. آزمون JIP داده‌های ثبت‌شدۀ اولیه با دستگاه فلورسانس‌سنج را به شاخص‌های بیوفیزیکی تبدیل و کمیت مراحل جریان انرژی طی فتوسیستم II را تعیین می‌کند. در این دستگاه از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول بر مترمربع بر ثانیه (به‌منظور اطمینان از رسیدن به پیک Fm) برای تولید منحنی فلورسانس OJIP (O-J-I-P rise) استفاده می‌شود. شاخص‌های زیر در اندازه‌گیری‌های فلورسانس اولیه استفاده شدند:

شدت فلورسانس بیشینه (Fm)، شدت فلورسانس در 50 میکروثانیه (فلورسانس پایه)، شدت فلورسانس در 300 میکروثانیه (F300µs)، نسبت فلورسانس متغیر (V) و شدت فلورسانس در 2 میلی‌ثانیه (مرحلۀ J) که نشان‌دهندۀ FJ است؛ سپس محاسبه‌های لازم برای به‌دست‌آوردن سایر شاخص‌ها شامل شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PIabs)، بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm)، عملکرد مراکز واکنش فتوسیستم (RC/CS)، توان به‌دام‌انداختن انرژی تهییج‌شده (TRo/CS)، میزان انتقال الکترون در واحد تهییج‌شدۀ برگ‌ها (ETo/CS)، جذب انرژی نورانی در هر مرکز واکنش (ABS/RC)، جریان انرژی نورانی در هر مرکز واکنش (DI/RC)، عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φEo)، ضریب فروکش غیرفتوشیمیایی (kN)، ضریب فروکش فتوشیمیایی (kP)، نسبت فلورسانس متغیر در فاز J منحنی فلورسانس (Vj) و فعالیت کمپلکس فتولیزکنندۀ آب (Fv/Fo) انجام شدند (Strasser et al., 2004). به‌منظور رسم منحنی گذار فلورسانس کلروفیل از نرم‌افزار PEA Plus V1.10 استفاده شد. در منحنی گذار فلورسانس OJIP برگ‌ها، گذار فلورسانس کلروفیل از سطح پایه «O» (فلورسانس کمینه) به سطح «J» که حدود 2 میلی‌ثانیه طول می‌کشد، به احیای QA به‌وسیلۀ فتوسیستم II مربوط می‌شود. تداوم فلورسانس از سطح «J» به سطح «I» که حدود 30 میلی‌ثانیه طول می‌کشد، با احیای کامل ذخایر پلاستوکوئینونی (PQ) مرتبط است. گذار فلورسانس از سطح «I» به سطح «P» نتیجۀ احیای جایگاه گیرندۀ الکترون PSI است (Kalaji et al., 2011).

سنجش رنگیزه‌های برگ: به‌منظور سنجش مقدار رنگیزه‌ها، نمونه‌های گیاهی با آب دوبار تقطیر شستشو و روی کاغذ صافی خشک شدند. پس‌از اندازه‌گیری وزن تر (تقریباً 200 میلی‌گرم)، نمونه‌ها درون ورقۀ آلومینیومی قرار گرفتند و تا زمان سنجش در ازت مایع نگهداری شدند. استخراج رنگیزه با حلال استون روی یخ و به کمک هاون چینی سرد انجام شد. غلظت کلروفیـل‌ها و کاروتنوئیدها پس‌از 24 ساعت استخـراج در استون 100 درصد با دستگاه اسپکتروفتومتر تعییـن شد؛ به‌این‌ترتیب که جذب در 662، 645 و 470 نانومتر اندازه‌گیـری و غلظت کلروفیل‌های a، b و کاروتنوئیدها مطابق روابط زیر به دست آمد (Lichtenthaler and Wellburn, 1985).

Ca = 11.75 A662 - 2.350 A645

Cb = 18.61 A645 - 3.960 A662

Cx+c = 1000 A470 - 2.270 Ca - 81.4 Cb/22

Ca= کلروفیل a، Cb= کلروفیل b، Cx+c= کاروتنوئید کل، A= جذب در طول موج مدنظر

سنجش فعالیت آنزیم‌ها و متابولیت‌های سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی: فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز (SOD) مطابق روش Giannopolitis و Ries (1977) و بر اساس درصد ممانعت از احیای NBT (nitro blue tetrazolium) به ترکیب ارغوانی‌رنگ دی‌فورمازان به‌وسیلۀ رادیکال سوپراکسید (O2•-) حاصل از فتولیز ریبوفلاوین به‌واسطۀ آنزیم موجود در عصاره اندازه‌گیری شد. نمونه‌های برگ پس‌از برداشت بی‌درنگ در نیتروژن مایع پودر شدند و عصارۀ آنزیمی در بافر 25 میلی‌مولار HEPES (4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid) با اسیدیتۀ 8/7 و حاوی EDTA با غلظت 1/0 میلی‌مولار استخراج شد. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه در g15000 سانتریفیوژ شدند و روشناور برای سنجش فعالیت استفاده شد. مقدار 100 میکرولیتر از روشناور به 1 میلی‌لیتر از محلول واکنشی شامل HEPES 25 میلی‌مولار با اسیدیتۀ 6/7، EDTA 1/0 میلی‌مولار، Na2CO3 50 میلی‌مولار با اسیدیتۀ 2/10، L- متیونین 12 میلی‌مولار، NBT 75 میکرومولار و ریبوفلاوین 1 میکرومولار اضافه شد و به‌منظور انجام واکنش، مخلوط حاصل به‌مدت 20 دقیقه در شدت نور تقریباً 8000 لوکس قرار گرفت. به‌منظور تهیۀ نمونه‌های شاهد، مخلوط یادشده بدون افزودن عصارۀ آنزیمی تهیه و جذب نمونه‌ها در 560 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. یک واحد فعالیت آنزیم بر اساس مقدار پروتئین آنزیمی لازم برای القای 50 درصد ممانعت از احیای NBT در مقایسه با نمونه‌های شاهد بدون عصارۀ آنزیمی محاسبه و به‌شکل Unit mg-1 protein بیان شد.

فعالیت آنزیم کاتالاز (CAT) مطابق روش Simon و همکاران (1974) و بر اساس کاهش جذب پراکسیدهیدروژن (H2O2) در 240 نانومتر تعیین شد. پس‌از پودر‌شدن نمونه‌ها در نیتروژن مایع، عصارۀ آنزیمی در بافر فسفات‌پتاسیم با غلظت 50 میلی‌مولار و اسیدیتۀ 7 استخراج و به‌مدت 10 دقیقه در g10000 سانتریفیوژ شد. به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم، مقدار مناسبی از عصاره به محلول واکنش شامل بافر فسفات 50 میلی‌مولار با اسیدیتۀ 7 و H2O2 10 میلی‌مولار افزوده و تغییرات جذب به‌مدت دو دقیقه با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد؛ درنهایت، فعالیت آنزیم بر اساس ضریب خاموشی H2O2 (mM-1 cm-1 041/0( بر حسب μM H2O2 mg-1 protein min-1  محاسبه شد.

غلظت پراکسیدهیدروژن (H2O2) بر اساس روش Velikova و همکاران (2000) به دست آمد. محلول استخراج برگ‌ها، محلول 1/0 درصد (وزنی/حجمی) تری‌کلرواستیک‌اسید (TCA) بود. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه در g12000 سانتریفیوژ شدند و روشناور استفاده شد. مقدار 500 میکرولیتر از عصاره به 1 میلی‌لیتر محلول واکنشی شامل بافر فسفات‌پتاسیم 10 میلی‌مولار (اسیدیتۀ 7) و یدید‌پتاسیم 1 مولار اضافه و به‌منظور انجام واکنش، مخلوط حاصل به‌مدت 60 دقیقه در تاریکی قرار داده شد. جذب نمونه‌ها در390 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. مقادیر بر اساس منحنی استاندارد H2O2 در محدودۀ صفر تا 50 نانومول محاسبه شدند.

سنجش مالون‌دی‌آلدئید (MDA) (معیاری برای بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها) بر اساس روش Boominathan و Doran (2002) انجام شد. عصارۀ گیاهی در محلول 1/0 درصد (وزنی/حجمی) تری‌کلرواستیک‌اسید (TCA) استخراج و به‌مدت 5 دقیقه در g10000 سانتریفیوژ شد. روشناور با محلول 20 درصد TCA حاوی 5/0 درصد تیوباربیتوریک‌اسید با نسبت 1 به 4 در لولۀ آزمایش مخلوط شد و به‌مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجۀ سانتی‌گراد قرار گرفت؛ سپس لوله‌ها به‌سرعت در یخ سرد و به‌مدت 15 دقیقه در g10000 سانتریفیوژ شدند. هم‌زمان با عصاره‌های گیاهی، محلول‌های استاندارد نیز در محدودۀ صفر تا 100 نانومول از 1،1،3،3- تترا اتوکسی‌پروپان تهیه شدند و جذب نمونه‌ها در 532 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد؛ درنهایت، مقدار MDA نمونه‌ها بر حسب nmol g-1 FW محاسبه شد.

به‌منظور اندازه‌گیری پروتئین کل، عصارۀ پروتئینی در بافر فسفات‌سدیم با غلظت 50 میلی‌مولار و اسیدیتۀ 8/6 استخراج و به‌مدت 20 دقیقه در g15000 سانتریفیوژ شد؛ روشناور حاصل برای سنجش پروتئین کل به روش Bradford (1976) استفاده شد.

سنجش فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین‌آمونیا‌لیاز: فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین‌آمونیا‌لیاز (PAL) مطابق روش Zucker (1965) اندازه‌گیری شد؛ به‌این‌ترتیب که ابتدا عصارۀ آنزیمی در بافر سدیم‌فسفات 50 میلی‌مولار با اسیدیتۀ 8/7 و حاوی اتیلن‌دی‌آمین‌تترااستیک‌اسید (EDTA) با غلظت 2 میلی‌مولار، مرکاپتواتانول 18 میلی‌مولار و 1/0 درصد تریتون X-100 استخراج شد. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه در g15000 سانتریفیوژ شدند و روشناور برای سنجش فعالیت استفاده شد. مقدار 100 میکرولیتر از عصاره به 1 میلی‌لیتر محلول واکنشی شامل بافر سدیم‌بورات 50 میلی‌مولار (اسیدیتۀ 8/8) و L- فنیل‌آلانین 5 میلی‌مولار اضافه و به‌منظور انجام واکنش، مخلوط حاصل به‌مدت 60 دقیقه در دمای 30 درجۀ سانتی‌گراد قرار گرفت. جذب نمونه‌ها در 290 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر تعیین شد. یک واحد فعالیت آنزیم بر اساس غلظت پروتئین آنزیمی لازم برای تولید 1 نانومول سینامیک‌اسید محاسبه شد.

سنجش فنل کل: ازآنجاکه بیشترین ترکیبات فنلی گیاهان از نوع پلی‌فنل‌ها هستند، روش معرف فنلی فولین‌سیو‌کالتیو (Mavi et al., 2004) برای سنجش فنل کل استفاده شد؛ به این منظور، 5 گرم برگ به کمک هاون پودر و سپس به‌مدت 30 دقیقه در 100 میلی‌لیتر آب مقطر جوشانده شد؛ درنهایت، نمونه با کاغذ واتمن شمارۀ 42 صاف شد. مقدار 250 میکرولیتر معرف فولین با 25 میکرولیتر عصاره و 500 میکرولیتر محلول آبی کربنات‌سدیم 20 درصد مخلوط شد. نمونه‌های شاهد بدون عصاره بودند. پس‌از قرار‌دادن نمونه‌ها به‌مدت 30 دقیقه در دمای آزمایشگاه، جذب نمونه‌ها در طول موج 765 نانومتر اندازه‌گیری شد و غلظت فنل کل بر اساس منحنی استاندارد گالیک‌اسید به دست آمد. سنجش برای هر عصاره چهار بار تکرار شد و میانگین فنل کل موجود در عصارۀ تیمارها به‌شکل میلی‌گرم گالیک‌اسید در گرم بافت بیان شد.

به‌منظور سنجش فلاونوئیدها، نمونه‌های برگ در متانول حاوی آلومینیوم‌کلرید 2 درصد استخراج شدند و پس‌از سانتریفیوژ، روشناور برداشت و جذب آن در طول موج 415 نانومتر خوانده شد. غلظت‌های مختلف کوئرستین (صفر تا 16 میلی‌گرم‌در‌لیتر) برای استاندارد استفاده شدند و مقدار فلاونوئیدها بر اساس mg quercetin g-1 FW محاسبه شد (Sarikurkcu et al., 2008).

سنجش مهار رادیکال‌های دی‌فنیل ‌پیکریل‌هیدرازین توسط ژل برگ: به‌منظور سنجش فعالیت آنتی‌اکسیدانی عصاره به روش مهار 2، 2- دی‌فنیل-1- پیکریل‌هیدرازین (DPPH) (Lee et al., 1998)، ابتدا عصارۀ 10 گرم وزن تر در 100 میلی‌لیتر متانول به‌مدت 8 ساعت و با هم‌زن مغناطیسی در دمای آزمایشگاه استخراج شد. مقدار 250 میکرولیتر از غلظت‌های مختلف عصاره (رقیق‌شده بین 1/0 تا 2 میلی‌گرم‌در‌میلی‌لیتر) با 450 میکرولیتر بافر تریس- کلریدریک‌اسید (اسیدیتۀ 4/7) و 1 میلی‌لیتر محلول متانولی دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین (1/0 میلی‌مولار) مخلوط شد. نمونه‌های شاهد متانول را به‌جای عصاره دریافت کردند. پس‌از گذشت 30 دقیقه در دمای آزمایشگاه و تاریکی، جذب نمونه‌ها در 517 نانومتر اندازه‌گیری شد و فعالیت آنتی‌اکسیدانی عصاره‌ها بر اساس درصد مهار رادیکال‌های دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین از رابطۀ زیر به دست آمد:

جذب شاهد/(جذب نمونه-جذب شاهد)×100=درصد مهار (I%)

بررسی آماری نتایج: هر تیمار دارای چهار تکرار مستقل بود. نمونه‌برداری از طبیعت برای هر دو اکوتیپ به‌طور هم‌زمان و یک بار انجام شد. باتوجه‌به وجود دو رویشگاه و چند مرحله نمونه‌برداری، تجزیه واریانس دوطرفه برای تجزیه‌وتحلیل آماری داده‌‌ها استفاده شد. میانگین و انحراف معیار (SD) داده‌ها و رسم نمودارها با نرم‌افزار Excel 2007 انجام شد. به‌منظور تجزیه‌و‌تحلیل آماری از نرم‌افزار Sigma Stat 3.5 استفاده و برای مقایسۀ میانگین تیمارها (معادل اکوتیپ‌ها) از آزمون Tukey در سطح احتمال 05/0≥P بهره گرفته شد.

 

نتایج

سنجش شدت تابش نور در ارتفاعات میشوداغ در اواسط خردادماه نشان داد در بازۀ زمانی ساعت‌ 14 تا 17 عصر، گیاهان در معرض بیشترین شدت تابش قرار دارند (شکل 1). مقایسۀ محتوای رنگیزه‌های فتوسنتزی در برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین و بالا نشان داد برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا نسبت به برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین مقادیر کلروفیل b و کاروتنوئید بیشتری دارند. بررسی رنگیزه‌های فتوسنتزی طی ساعت‌های مختلف روز نشان داد مقدار رنگیزه‌های فتوسنتزی برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین و بالا نوسان روزانه ندارد (شکل 1).

 

A

B

C

شکل 1- تغییرات روزانۀ شدت تابش نور (میکرومول بر مترمربع بر ثانیه) (A)، نسبت کلروفیل a به b (B) و کاروتنوئیدهای (C)اکوتیپ‌های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی. اعداد میانگین 4 تکرار ± StD (انحراف معیار) هستند و میانگین‌هایی که حداقل یک حرف مشترک دارند، اختلاف معنا‌داری با یکدیگر در سطح احتمال 95 درصد با آزمون توکی ندارند.

 

بررسی شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PIabs) و بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm) در برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین و بالا نشان داد اگرچه مقدار بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II در برگ‌های ارتفاع بالا تفاوت معناداری با برگ‌های ارتفاع پایین ندارد، مقدار این شاخص در برگ‌های ارتفاع بالا در ساعت‌های 14 و 17 کاهش معناداری نسبت به ساعت‌های صبح نشان می‌دهد (شکل 2). کاهش مقدار بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II در برگ‌های ارتفاع بالا در ساعت‌های 14 و 17 کوتاه‌مدت و گذرا بود و در ساعت 20 به مقدار اولیه بازگشت؛ همچنین شاخص کارایی فتوسیستم‌های برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین و بالا کاهش معناداری در ساعت‌های بعدازظهر نشان داد.

بررسی تغییرات منحنی فلورسانس OJIP با استفاده از آزمون JIP در گیاه Marrubium در شرایط طبیعی نشان داد برگ‌های ارتفاع بالا افزایش شدت فلورسانس را در فاز J‒O نشان می‌دهند (شکل 3). شدت فلورسانس در فاز IP تغییر محسوسی را در برگ‌های ارتفاع پایین و بالا نشان نداد.

بررسی تأثیر ارتفاع بر شاخص‌های مختلف فلورسانس کلروفیل در ساعت 14 ظهر نشان داد برگ‌های گیاهان ارتفاع بالاتر در مقایسه با برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین‌تر دارای عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φEo)، فعالیت کمپلکس فتولیزکنندۀ آب (Fv/Fo) و شاخص کارایی فتوسیستمی (PIabs) کمتری هستند (شکل 4). کاهش شاخص‌های یادشده با افزایش شاخص‌های جریان انرژی نورانی در هر مرکز واکنش (DI/RC)، جذب انرژی نورانی در هر مرکز واکنش (ABS/RC)، فلورسانس متغیر در فاز J منحنی فلورسانس (Vj) و ضریب فروکش غیرفتوشیمیایی (kN) در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالاتر همراه بود.

مقایسۀ متابولیسم فنلی در برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین و بالا نشان داد برگ‌های گیاهان ساکن ارتفاع بالا در مقایسه با برگ‌های گیاهان ساکن ارتفاع پایین دارای مقادیر زیادی فنل کل و فلاونوئید هستند (شکل 5). افزایش مقدار فنل کل و فلاونوئید در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا با افزایش فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین‌آمونیالیاز (PAL) همراه بود؛ هرچند افزایش شدت تابش در طول روز و طی ساعت‌های 14 و 17 تغییر معناداری در مقادیر فنل کل و فلاونوئید و فعالیت آنزیم PAL ایجاد نکرد (شکل 5).

 

B

A

شکل 2- تغییرات روزانۀ شاخص‌های بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm) (A) و شاخص کارایی فتوسیستم‌های (PIabs) (B) اکوتیپ های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی. اعداد میانگین 4 تکرار ± StD (انحراف معیار) هستند و میانگین‌هایی که حداقل یک حرف مشترک دارند، اختلاف معنا‌داری با یکدیگر در سطح احتمال 95 درصد با آزمون توکی ندارند.

 

 

شکل 3- تغییرات منحنی فلورسانس OJIP(محور عمودی شدت فلورسانس و محور افقی زمان بر اساس میکروثانیه است) در اکوتیپ‌های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی در ساعت 14 ظهر. به‌منظور تولید منحنی فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول بر مترمربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک Fm) استفاده شد.

 

 

شکل 4- تأثیر ارتفاع بر نمودار راداری تغییرات شاخص‌های مختلف فلورسانس کلروفیل در اکوتیپ‌های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی در ساعت 14 ظهر

 

 

بررسی فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی سوپراکسیداز و کاتالاز در برگ‌های گیاهان ساکن ارتفاع‌های مختلف گیاه Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی نشان داد مقدار فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی سوپراکسیداز و کاتالاز در برگ‌های ساکن ارتفاع بالا در مقایسه با برگ‌های ساکن ارتفاع پایین بیشتر است (شکل 6)؛ همچنین بررسی تغییرات روزانۀ فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی سوپراکسیداز و کاتالاز در برگ‌های گیاهان ساکن ارتفاع‌های مختلف گیاه Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی نشان داد بیشترین فعالیت آنزیم آنتی‌اکسیدانی سوپراکسیداز به نمونه‌های برداشت‌شده در ساعت 14 و بیشترین فعالیت آنزیم آنتی‌اکسیدانی کاتالاز به نمونه‌های برداشت‌شده در ساعت‌های 14 و 17 تعلق دارد.

 

A

B

C

شکل 5- تغییرات روزانۀ مقدار فنل (A)، فلاونوئید (B) و فعالیت آنزیم فنیل‌آلانین‌آمونیالیاز (PAL) (C) در اکوتیپ‌های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی. اعداد میانگین 4 تکرار ± StD (انحراف معیار) هستند و میانگین‌هایی که حداقل یک حرف مشترک دارند، اختلاف معنا‌داری با یکدیگر در سطح احتمال 95 درصد با آزمون توکی ندارند.

 

A

B

شکل 6- تغییرات روزانۀ فعالیت آنزیم‌های سوپراکسید‌دیسموتاز (SOD) (A) و کاتالاز (CAT) (B) در اکوتیپ‌های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی. اعداد میانگین 4 تکرار ± StD (انحراف معیار) هستند و میانگین‌هایی که حداقل یک حرف مشترک دارند، اختلاف معنا‌داری با یکدیگر در سطح احتمال 95 درصد با آزمون توکی ندارند.

 

بیشترین فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز که به نمونه‌های برداشت‌شده در ساعت 14 تعلق داشت، با افزایش مقدار انباشت پراکسیدهیدروژن در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا همراه بود (شکل 7)؛ هرچند افزایش مقدار انباشت پراکسیدهیدروژن در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا طی ساعت‌های بعدازظهر سبب افزایش معنادار مقدار مالون‌دی‌آلدئید (شاخص پراکسیداسیون لیپیدها) نشد (شکل 7).

 

A

B

C

شکل 7-تغییرات روزانۀ مقدار پراکسیدهیدروژن (H2O2) (A)، مالون‌دی‌آلدئید (MDA) (B) و درصد مهار رادیکال‌های آزاد دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین (C) در اکوتیپ‌های Marrubium vulgare در رویشگاه طبیعی. اعداد میانگین 4 تکرار ± StD (انحراف معیار) هستند و میانگین‌هایی که حداقل یک حرف مشترک دارند، اختلاف معنا‌داری با یکدیگر در سطح احتمال 95 درصد با آزمون توکی ندارند.

 

بررسی درصد مهار رادیکال‌های آزاد دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین عصارۀ برگ‌های اکوتیپ‌های مختلف گیاه Marrubium vulgare نشان داد متناسب با تغییرات فنل‌ کل و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی برگ‌ها، ظرفیت آنتی‌اکسیدانی عصارۀ برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا در مقایسه با برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین بیشتر است و بیشترین درصد مهار رادیکال‌های آزاد دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین در نمونه‌های برداشت‌شده از گیاهان مرتفع در ساعت 11 به دست می‌آید (شکل 7).

 

بحث

برگ‌های گیاه Marrubium vulgare (به‌ویژه در ارتفاعات بالاتر) در معرض شدت نور زیاد قرار دارند. تداوم شدت نور زیاد سبب انباشت گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) (Magaña et al., 2019) و درنتیجه، آسیب پروتئین‌ها و مولکول‌های آلی فتوسیستم‌ها می‌شود (Habibi, 2014)؛ بنابراین به‌منظور جلوگیری از آسیب فتوسیستم‌ها، برگ‌ها باید انرژی مازاد حاصل از شدت نور زیاد را به گرما تبدیل کنند یا این انرژی به‌شکل فلورسانس منتشر شود. نتایج پژوهش حاضر نشان دادند برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا نسبت به برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین مقادیر کلروفیل b و کاروتنوئید بیشتری ذخیره می‌کنند؛ انباشت کاروتنوئیدها نقش مهمی در حفاظت از فتوسیستم‌ها و جاروکردن رادیکال‌های آزاد اکسیژن دارد (Habibi and Ajory, 2015). افزایش کاروتنوئیدها، فعال‌شدن چرخۀ ویولاگزانتین/زئاگزانتین و فروکش غیرفتوشیمیایی سبب تخفیف آسیب‌های ناشی از تنش در گیاهان می‌شوند (Hazrati et al., 2016). یکی از نکته‌های درخور توجه پژوهش حاضر، کاهش موقتی مقدار بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (Fv/Fm) در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا طی ساعت‌های 14 و 17 و بازگشت آن به مقدار اولیه در ساعت 20 بود. شاخص Fv/Fm یکی از شاخص‌های مهم برای تعیین مقاومت به انواع تنش‌هاست (Rousseau et al., 2013). کاهش مقدار بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا طی ساعت‌های بعدازظهر، این واقعیت را به ذهن متبادر می‌کند که مهار نوری رخ داده است (Xu et al., 2014; Habibi et al., 2017b). بررسی منابع نشان می‌دهد مهار نوری دینامیک نوعی سازگاری و یکی از سازوکارهای حفاظت نوری برای جلوگیری از آسیب بیشتر فتوسیستم‌هاست(Hopkins, 2008; Murchie and Niyogi, 2011)؛ بنابراین، کاهش موقتی مقدار بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا طی ساعت‌های 14 و 17 و بازگشت آن به مقدار اولیه در ساعت 20 را می‌توان سازوکار مهار نوری دینامیک و یکی از سازوکارهای حفاظت نوری در نظر گرفت که درنهایت، مانع افزایش مالون‌دی‌آلدئید (شاخص پراکسیداسیون لیپیدها) و مانع تنش اکسیداتیو در ساعت‌های پرتنش می‌شود. سازوکار مهار نوری دینامیک در پژوهش حاضر با فزایش ضریب فروکش غیرفتوشیمیایی (kN) در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالاتر همراه بود. افزایش خاموش‌شدگی غیرفتوشیمیایی فلورسانس کلروفیل طی انتقال الکترون یکی از سازوکارهای مهم حفاظت نوری است که سبب مهار نوری موقتی می‌شود (Hopkins, 2008).

افزایش شدت فلورسانس در فاز O و درنتیجه، افزایش شدت فلورسانس پایه (Fo) در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا نشان داد مقدار فلورسانس کلروفیل پایۀ برگ‌های گیاهان ارتفاع بالاتر بیشتر است؛ زیرا این شدت نور زیاد در ارتفاع بالاتر باید به‌واسطۀ برگ‌ها به گرما تبدیل یا فلورسانس شود. بررسی تغییرات منحنی فلورسانس در برگ‌های Marrubium vulgareنشان داد شدت فلورسانس در فاز J در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا افزایش می‌یابد. افزایش شدت فلورسانس در فاز J با کاهش ذخایر کوئینون A احیا (QAH2) و پلاستوکوئینون احیا (PQH2) مرتبط است (Habibi, 2017a). کاهش ذخایر QAH2 و PQH2 نشان می‌دهد جریان انتقال الکترون در ناقل‌های پایین‌دست فتوسیستم II برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا مسدود شده است (Van Heerden et al., 2007).

تداوم شدت نور زیاد سبب برهم‌خوردن تعادل سلولی مقادیر مولکول‌های ROS می‌شود و با بیش‌انباشت ROS در اندام‌های فتوسنتزی، تنش اکسیداتیو بروز می‌کند و زنجیرۀ انتقال الکترون و فعالیت فتوشیمیایی فتوسنتز مختل می‌شود (Foyer et al., 2020). یکی دیگر از سازوکارهای مهم حفاظت نوری در گیاهان، فعال‌شدن سیستم جاروکنندۀ مولکول‌های ROS (Telfer,2014) و انباشت جاذب‌های نوری ازجمله فلاونوئیدها و آنتوسیانین‌ها در اپیدرم برگ‌هاست (Takahashi etal., 2016). در پژوهش حاضر، فعالیت آنزیم PAL، مقادیر فنل کل و فلاونوئید در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا نسبت به برگ‌های گیاهان ارتفاع پایین افزایش نشان داد. ترکیبات فنلی، متابولیت‌های غنی از کربن و گروه بزرگی از متابولیت‌های ثانویۀ گیاهی هستند؛ همچنین این ترکیبات جزو آنتی‌اکسیدان‌ها محسوب می‌شوند و در تنش‌های غیرزیستی ممکن است در جاروکردن رادیکال‌های آزاد و گونه‌های فعال اکسیژن ایفای نقش کنند (Dicko et al., 2005). این ترکیبات فتوشیمیایی با تغییر در بیان ژن‌ها و فعالیت پروتئین‌ها بر فعالیت آنزیم‌های سیستم آنتی‌اکسیداتیو اثر می‌گذارند (Tesfay et al., 2011). زیادبودن محتوای ترکیبات فنلی برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا به‌شکل سازوکار حفاظت نوری عمل و میزان زیاد پرتوی فرابنفش در ارتفاعات را فیلتر می‌کند.

در پژوهش حاضر، به‌منظور تعیین آسیب غشاها در برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا و پایین، مقدار MDA به‌عنوان شاخص پراکسیداسیون لیپیدها سنجش شد. نتایج نشان دادند ارتفاع بالا سبب افزایش مقدار H2O2 در برگ‌ها می‌شود، ولی شاخص پراکسیداسیون لیپیدها در ارتفاع بالا تغییر معناداری نشان نمی‌دهد؛ درنتیجه با افزایش ارتفاع، افزایش مقدار H2O2 به‌شکل پیک ثانویه برای راه‌اندازی پاسخ‌های حفاظت نوری عمل می‌کند؛ ولی به‌علت فعالیت مؤثر سیستم دفاع آنتی‌اکسیدانی، این افزایش به اندازه‌ای نیست که سبب بروز تنش اکسیداتیو در برگ‌های ارتفاع بالا شود (Habibi, 2014).

بررسی درصد مهار رادیکال‌های آزاد دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین توسط عصارۀ برگ نشان داد متناسب با تغییرات فنل‌ کل عصاره، بیشترین درصد مهار رادیکال‌های آزاد دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین در نمونه‌های برداشت‌شدۀ گیاهان مرتفع در ساعت 11 به دست می‌آید. ازآنجاکه مهار رادیکال‌های آزاد دی‌فنیل‌پیکریل‌هیدرازین معیاری برای فعالیت و ظرفیت آنتی‌اکسیدانی عصارۀ برگ محسوب می‌شود (Działo et al., 2016)، نتایج پژوهش حاضر نشان دادند برگ‌های گیاه ساکن ارتفاع بالا ظرفیت آنتی اکسیدانی زیادی در مقایسه با برگ‌های گیاه ساکن ارتفاع پایین دارد و بهترین زمان برداشت آنها، ساعت 11 صبح است.

 

نتیجه‌گیری.

مقایسۀ ویژگی‌های فیزیولوژیکی برگ‌های گیاه Marrubium vulgare ساکن ارتفاع پایین و بالا مشخص کرد برگ‌های گیاهان ارتفاع بالا نسبت به گیاهان ارتفاع پایین دارای مقادیر بیشتری از کلروفیل b، کاروتنوئید، فنل و فلاونوئید هستند. انباشت متابولیت‌های یادشده و همچنین فعالیت مؤثر آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی سبب می‌شود گیاهان ارتفاع بالا سازوکارهای حفاظت نوری مؤثرتری داشته باشند و درنتیجه، مهار نوری دینامیک را بروز ‌دهند. از نکته‌های درخور توجه در پژوهش حاضر، وجود ریتم روزانۀ برخی شاخص‌ها به‌ویژه در برگ‌های گیاه Marrubium vulgareساکن ارتفاع بالا است؛ بنابراین، وقوع مهار نوری دینامیک نوعی سازگاری و سازوکار مؤثر حفاظت نوری است که از وقوع آسیب نوری در گیاهان ساکن ارتفاع بالا جلوگیری می‌کند. این گیاهان به بهترین شیوه و با صرف کمترین هزینه با افزایش میزان فروکش غیرفتوشیمیایی و درپیش‌گرفتن مهار نوری موقتی از آسیب به فتوسیستم‌ها ممانعت می‌کنند؛ البته باتوجه‌به اینکه در پژوهش حاضر، بروز مهار نوری دینامیک با افزایش توان سیستم آنتی‌اکسیدان همراه بود، ارتباط مهار نوری دینامیک با افزایش توان سیستم آنتی‌اکسیدان و تعیین میزان همبستگی آنها باید در پژوهش‌های آتی بررسی شود.

Betancor, S., Domínguez, B., Tuya, F., Figueroa, F. L. and Haroun, R. (2015) Photosynthetic performance & photoprotection of Cystoseira humilis (Phaeophyceae) & Digenea simplex (Rhodophyceae) in an intertidal rock pool. Aquatic Botany 121: 16-25.
Boominathan, R. and Doran, P. M. (2002) Ni induced oxidative stress in roots of the Ni hyperaccumlator, Alyssum bertoloni. New Phytologist 156: 202-205.
Bradford, M. M. (1976) A rapid & sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72: 248-254.
Dicko, M. H., Gruppen, H., Barro, C., Traoré, A. S., van Berkel, W. J. and Voragen, A. G. (2005) Impact of phenolic compounds & related enzymes in sorghum varieties for resistance & susceptibility to biotic & abiotic stresses. Journal of Chemical Ecology 31(11): 2671-2688.
Działo, M., Mierziak, J., Korzun, U., Preisner, M., Szopa, J. and Kulma, A. (2016) The potential of plant phenolics in prevention & therapy of skin disorders. International Journal of Molecular Sciences 17(2): 160-201.
Foyer, C. H., Kyndt, T. and Hancock, R. D. (2020) Vitamin C in plants: novel concepts, new perspectives and outstanding issues. Antioxidants and Redox Signaling 32: 463-485.
Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. (1977) Superoxide dismutase: occurrence in higher plants. Plant Physiology 59: 309-314.
Habibi, G. (2014) Hydrogen peroxide (H2O2) generation, scavenging & signaling in plants. In: Oxidative damage to plants: Antioxidant networks & signaling. (Ed. Ahmad, P.) 557-574. Elsevier, Amsterdam.
Habibi, G. and Ajory, N. (2015) The effect of drought on photosynthetic plasticity in Marrubium vulgare plants growing at low & high altitudes. Journal of Plant Research 128: 987-994.
Habibi, G. (2017a) Physiological, photochemical & ionic responses of sunflower seedlings to exogenous selenium supply under salt stress. Acta Physiologiae Plantarum 39(10): 213-222.
Habibi, G., Servataian, N. and Abedini, M. (2017b) Photoprotection mechanisms in wheat plants under high light and cold temperature conditions. Iranian Journal of Plant Biology 9(1): 59-72.
Habibi, G., Elyaghi, S., Abedini, M. and sabourmoghaddam, N. (2018) Benefit of iodine soil application for alleviating detrimental effects of salinity stress in strawberry. Iranian Journal of Plant Biology 10(2): 57-72.
Hazrati, S., Tahmasebi-Sarvestani, Z., Modarres-Sanavy, S. A. M., Mokhtassi-Bidgoli, A. and Nicola, S. (2016) Effects of water stress & light intensity on chlorophyll fluorescence parameters & pigments of Aloe vera L. Plant Physiology and Biochemistry 106: 141-148.
Hopkins, W. G. (2008) Introduction to plant physiology. 4th edition, John Wiley & Sons, Inc., New York.
Lee, S. K., Mbwambo, Z. H. and Chung, H. S. (1998) Evaluation of the antioxidant potential of natural products. Combinatorial Chemistry and High Throughput Screening 1(2): 35-46.
 
Lichtenthaler, H. K. and Wellburn, A. R. (1985) Determination of total carotenoids & chlorophylls a & b of leaf in different solvents. Biochemical Society Transactions 11: 591-592.
Kalaji, H. M., Bosa, K., Kościelniak, J. and Żuk-Gołaszewska, K. (2011) Effects of salt stress on photosystem II efficiency and CO2 assimilation of two Syrian barley landraces. Environmental and Experimental Botany 73: 64-72.
Magaña U. R., Escudero, A. and Gavilán, R. G. (2019) Metabolic & physiological responses of Mediterranean high‐mountain & alpine plants to combined abiotic stresses. Physiologia Plantarum 165(2): 403-412.
Mavi, A., Terzi, Z. and Ozgen, U. (2004) Antioxidant properties of some medicinal plants: Prangos ferulacea (Apiaceae), Sedum sempervivoides (Crassulaceae), Malva neglecta (Malvaceae), Cruciata taurica (Rubiaceae), Rosa pimpinellifolia (Rosaceae), Galium verum subsp. Verum (Rubiaceae), Urtica dioica (Urticaceae). Biological and Pharmaceutical Bulletin 27: 702-705.
Murchie, E. H. and Niyogi, K. K. (2011) Manipulation of photoprotection to improve plant photosynthesis. Plant Physiology 155(1): 86-92.
Rousseau, C., Belin, E., Bove, E., Rousseau, D., Fabre, F. and Berruyer, R. (2013) High throughput quantitative phenotyping of plant resistance using chlorophyll fluorescence image analysis. Plant Methods 9: 17-28.
Sarikurkcu, C., Tepe, B. and Yamac, M. (2008) Evaluation of the antioxidant activity of four edible mushrooms from the Central Anatolia, Eskisehir- Turkey: Lactarius deterrimus, Suillus collitinus, Boletus edulis, Xerocomus chrysenteron. Bioresource Technology 99: 6651-6655.
Simon, L. M., Fatrai, Z., Jonas, D. E. and Matkovics, B. (1974) Study of peroxide metabolism enzymes during the development of Phaseolus vulgaris. Biochemie und Physiologie der Pflanzen 166: 387-392.
Strasser, R. J., Tsimilli-Michael, M. and Srivastava, A. (2004) Analysis of the chlorophyll a fluorescence transient. In: Chlorophyll a fluorescence: A signature of photosynthesis (Eds. Papageorgiou, G. C. and Govindjee, K.) 321-362. Springer, Dordrecht.
Takahashi, S. and Badger, M. R. (2011) Photoprotection in plants: A new light on photosystem II damage. Trends in Plant Science 16: 1-10.
Takahashi, S. (2010) The solar action spectrum of photosystem II damage. Plant Physiology 153: 988-993.
Takahashi, D., Kawamura, Y., Uemura, M. (2016) Cold acclimation is accompanied by complex responses of glycosylphosphatidylinositol (GPI)-anchored proteins in Arabidopsis. Journal of Experimental Botany 67: 5203-5215.
Telfer, A. (2014) Singlet oxygen production by PSII under light stress: mechanism, detection & the protective role of b-Carotene. Plant Cell Physiology 55(7): 1216-1223.
Tholen, D. (2008) The chloroplast avoidance response decreases internal conductance to CO2 diffusion in Arabidopsis thaliana leaves. Plant Cell Environment 31: 1688-1700.
Tesfay, S.Z., Bertling, I., Bower, J.P. (2011) Effects of postharvest potassium silicate application on phenolics & other antioxidant systems aligned to avocado fruit quality. Postharvest Biology & Technology 60: 92-99.
Velikova, V., Yordanov, I. and Edreva, A. (2000) Oxidative stress & some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants-protective role of exogenous polyamines. Plant Science 151: 59-66.
Van Heerden, P.D.R., Swanepoel, J.W., Krüger, G.H.J. (2007) Modulation of photosynthesis by drought in two desert scrub species exhibiting C3-mode CO2 assimilation. Environmental & Experimental Botany 61(2): 124-136.
Xu, H.G., Liu, G.J., Liu, G.T., Yan, B.F., Duan, W. & Wang L.J. (2014) Comparison of investigation methods of heat injury in grapevine (Vitis) & assessment to heat tolerance in different cultivars & species. BMC Plant Biology 14: 156.
Zucker, M. (1965) Induction of phenylalanine deaminase by light, its relation to chlorogenic acid synthesis in potato tuber tissue. Physiologia Plantarum 40: 779-784.