نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ملایر، ملایر، ایران

2 گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی، دانشگاه ملایر، ملایر، ایران

چکیده

قارچ Serendipita indica علاوه بر افزایش رشد، مقاومت گیاهان میزبان به تنش‌های زیستی و غیرزیستی را افزایش می‌دهد. هدف از این پژوهش بررسی تأثیر مایه‌ تلقیح‌های مختلف قارچ S. indica بر برخی پارامترهای مورفوفیزیولوژیک، بیوشیمیایی و عملکردی گوجه‌فرنگی تحت تنش خشکی بود. آزمایش به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار در گلخانه‌ای تجاری در شهرک گلخانه‌ای ملایر انجام شد. تیمارهای آزمایش شامل چهار سطح تلقیح با قارچ (P0: تلقیح‌نشده؛ P1: تلقیح‌شده با اسپور؛ P2: تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم؛ P3: محلول‌پاشی برگی با عصاره محیط کشت قارچ) و در دو سطح تنش خشکی (ظرفیت زراعی و 50% ظرفیت زراعی) انجام شد. نتایج نشان داد که تنش خشکی وزن میوه، محتوای نسبی آب، کربوهیدرات و غلظت پتاسیم و فسفر را کاهش می‌دهد. در حالیکه تلقیح با مایه تلقیح‌های مختلف قارچ به ویژه عصاره سوسپانسیون میسیلیوم باعث افزایش صفاتی مانند محتوای نسبی آب (5/5%)، کلروفیل (6/2 برابر)، کاروتنوئید (17%)، فسفر (47%) و وزن میوه (48%) شده و اثرات مضر تنش خشکی را کاهش داد. تنش خشکی با افزایش نشت الکترولیت باعث ناپایداری غشاء شد، اما تلقیح باS. indica باعث کاهش پراکسیداسیون لیپید و نشت یونی گردید. در بین مایه تلقیح‌های قارچ، عصاره سوسپانسیون میسیلیوم بهترین نتیجه را داشت. با توجه به نتایج پژوهش حاضر و همچنین امکان کشت قارچ در محیط کشت مصنوعی، بررسی استفاده از عصاره سوسپانسیون میسیلیوم به عنوان یک کود زیستی، فرصت‌های جدیدی را برای استفاده از این قارچ در کشاورزی پایدار فراهم می‌کند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of different inoculation methods of Serendipita indica on some morphophysiological, biochemical, and yield traits of tomato under drought stress

نویسندگان [English]

  • Hassan Teimory 1
  • Mehdi Ghabooli 2
  • Zahra Movahedi 1

1 Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agriculture, Malayer University, Malayer, Iran

2 Department of Agronomy and plant breeding, Faculty of Agriculture, Malayer University, Malayer, Iran.

چکیده [English]

Serendipita indica transfers several benefits to hosts including enhancing plant growth and tolerance to abiotic stress. The aim of this study was to investigate the effects of different Serendipita indica inoculants on some morphophysiological, biochemical, and yield traits of tomato under drought stress. This experiment was conducted as a factorial experiment in a completely randomized design with three replications in Malayer greenhouse complex. The experimental factors included two drought stress levels (F.C. and 50% F.C.) and four fungal inoculants (P0: uninoculated; P1: spore suspension; P2: mycelium suspension; P3: foliar application of culture filtrate). The results showed that drought stress significantly decreases fruit weight, RWC, chlorophyll, total soluble carbohydrate, proline, K and P; whereas inoculation with different fungus inoculants especially mycelium suspension filtrate enhanced traits such as RWC (5.5%), Chlorophyll (2.6 times), carotenoid (17%), phosphorous (47%), and fruit weight (48%) and mitigate the adverse effect of drought stress. Drought stress with increasing electrolyte leakage causes membrane instability, but inoculation with S. indica decreased lipid peroxidation. Among the inoculums, mycelium suspension filtrate had the best results. The results indicated the positive effect of different inoculums of S. indica on yield and physiological traits of tomato. The use of mycelium as a liquid plant-stimulating biofertilizer offers novel opportunities for the employment of S. indica in sustainable agriculture.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Photosynthetic pigments
  • Lipid peroxidation
  • Drought stress
  • Symbiosis
  • fruit weight

تغییر اقلیم و افزایش گرمایش زمین در آینده می‌تواند آثار درخورتوجهی بر تولید محصولات زراعی داشته باشد. تنش خشکی یکی از مهم‌ترین تنش‌های محیطی است که به‌شدت بر رشد، تولید و عملکرد گیاهان تأثیر می‌گذارد. تنش خشکی علاوه‌بر کاهش رشد رویشی و تغییر ساختارهای تشریحی گیاه، از طریق ایجاد تنش ثانویه نظیر تنش اکسیداتیو سبب تغییر در مسیرهای سنتز ترکیبات و متابولیت‌های ثانویه می‌شود (Rajaeian et al., 2015). تجمع گونه‌های فعال اکسیژن در سلول موجب آسیب به لیپیدهای غشاء، پروتئین‌ها و اسیدهای نوکلئیک می‌شود. گیاهان دارای سازوکارهای آنتی‌اکسیدان آنزیمی و غیرآنزیمی برای مقابله با تنش اکسیداتیو ناشی از گونه‌های فعال اکسیژن هستند (Hasanuzzaman et al., 2013). تنظیم اسمزی نوعی سازگاری به تنش خشکی است که طی آن موادی مانند قندهای محلول، پرولین و پروتئین در سلول‌ها تجمع پیدا کرده و از این طریق به حفظ تورژسانس سلول‌ها و فرآیندهای وابسته به آن در شرایط تنش کمک می‌کند (Lokhande et al., 2010; Rahimi et al., 2019).

سهولت تهیه کودهای شیمیایی و استفاده از این کودها در کشاورزی، که هدف اصلی آن بالا بردن تولید و افزایش درآمد است، موجب شده تا اهمیّت حفظ حاصلخیزی و باروری خاک در نظر گرفته نشود (Gliessman, 2007). یکی از روش‌های زیستی بهبود رشد گیاه و افزایش مقاومت در شرایط تنش، همزیستی ریشه گیاهان با میکروارگانیسم‌های مفید خاک است که می‌تواند جایگزین استفاده از کودهای شیمیایی شود. همزیـستی میـکوریـزی یکی از مهم‌ترین روابط همزیستی است که در آن قارچ‌های میکوریزی با جذب عناصر غذایی و همچنین، کاهش آثار مضر تنش‌های محیطی سبب بهبود رشد گیاهان و افزایش عملکرد آنها می‌شوند (Baum et al., 2015). قارچ‌های اندوفیت از طریق کاهش پراکسیداسیون لیپیدها و نفوذپذیری غشاء و افزایش تجمع ترکیبات تنظیم‌کننده اسمزی قادر به کاهش خسارت ناشی از تنش خشکی هستند (Zhu et al., 2010).

قارچ Serendipita indica (با نام قبلی Piriformospora indica) یک قارچ اندوفیت مدل در مطالعات همزیستی محسوب می‌شود که در سال 1998 توسط وارما و همکاران (Varma et al., 1999) در ایالت راجستان هند شناسایی شد. بررسی‌های مولکولی و مطالعات میکروسکوپ الکترونی نشان می‌دهد که این قارچ بازیدیومیست و متعلق به خانواده سباسیناسه است (Varma et al., 1999). این قارچ توانایی ایجاد رابطه همزیستی با دامنه وسیـعی از گیاهان میزبان را دارد (Gill et al., 2016; Khalvandi et al., 2017; Mensah et al., 2020). قـارچ S. indica بر خلاف قارچ‌های میکوریزی، همزیست اختیاری است و به‌راحتی قادر به رشد در محیط‌های کشت مصنوعی است. تأثیر قارچ بر افزایش رشد، عمـلکرد و مقاومت به تنش‌‌های غیرزیستی مانند خشکی و شوری در گیاهان مختلف مانند جو (Hordeum vulgare)، خردل (Brassica campestris) و بادمجان (Solanum melongena) گزارش شده است (Ghabooli et al., 2013; Khalid et al., 2018; Swetha and Padmavathi, 2020). قارچ S. indica به‌طور معنی‌داری رشد گیاهان را افزایش می‌دهد و این کار را از طریق افزایش جذب عناصر غذایی به‌ویژه فسفر، پتاسیم و منیزیم، تولید اکسین و سیتوکنین، بیان برخی ژن‌های مرتبط با انتقال‌دهنده‌های هگزوزها و ... انجام می‌دهد (Ghaffari et al., 2016; Khalid et al., 2019).

گوجه‌فرنگی (Solanum lycopersicum) یکی از مهم‌ترین محصولات نواحی نیمه‌خشک و مدیترانه‌ای است. گوجه‌فرنگی و فرآورده‌های آن به‌علت میزان پایین چربی و کالری، غنی بودن از ویتامین‌ها، میزان بالای کاروتن و لیکوپن دارای اهمیت هستند (Alam et al., 2006). کشت گلخانه‌ای گوجه‌فرنگی، به‌عنوان محصولی مهم و پربازده، در نقاط زیادی از کشور متداول است. افزایش عملکرد، کاهش مصرف کودهای شیمیایی و جایگزین نمودن مصرف بخشی از کودهای شیمیایی با کودهای زیستی از اهداف مهم کشاورزی پایدار در تولید این محصول است. فراهم نمودن شرایط استفاده از قارچ‌های اندوفیت به‌عنوان کودهای زیستی می‌تواند نقش مهمی در راستای نیل به این هدف داشته باشد.

چندین مطالعه مستقل نشان داده است که تلقیح گیاهان گوجه‌فرنگی با قارچ S. indica باعث افزایش مقاومت به تنش خشکی و همچنین، مقاومت به بیماری‌های گیاهی می‌شود (Panda et al., 2019; Abdelaziz et al., 2019). نتایج اغلب پژوهش‌ها بر تأثیر مثبت اسپور و میسیلیوم قارچ S. indica بر رشد و شاخص‌های مورفوفیزیولوژیک و بیوشیمیایی گیاه گوجه‌فرنگی به‌ویژه در مرحله گیاهچه‌ای (رشد رویشی) دلالت دارند. با‌این‌حال، در این روش‌ها ابتدا بذرها جوانه‌دار شده و سپس بعد از غوطه‌وری گیاهچه‌ها در سوسپانسیون اسپور یا میسیلیوم، به گلدان منتقل شده‌اند. تلقیح ریشه گیاهان میزبان با اسپور و یا میسیلیوم قارچ در شرایط مزرعه‌ای و گلخانه‌ای و همچنین، فراهم نمودن امکانات و شرایط کلونیزاسیون ساده نیست؛ بنابراین این امر امکان استفاده گسترده از قارچ را در سطح گلخانه یا مزرعه دشوار کرده است. هدف این پژوهش، بررسی کارایی روش‌های مختلف تلقیح با قارچ S. indica بر افزایش عملکرد گوجه‌فرنگی و بهبود مقاومت آن به تنش خشکی است، به شیوه‌ای که بر اساس نتایج به دست‌آمده، بتوان ساده‌ترین و در عین حال مؤثرین روش تلقیح گیاهان میزبان را مشخص نمود.

 

مواد و روش‌ها

تکثیر قارچ   S. indica

قارچ مطابق با روش قبولی و همکاران (Ghabooli et al., 2013) کشت شد و به‌مدت 4 هفته در دمای 2±28 درجه سلسیوس قرار گرفت. پس از جمع‌آوری اسپورهای قارچ، تعداد اسپورها با استفاده از لام نئوبار شمارش شد. برای تهیه میسلیوم، دیسک‌های فعال قارچ از محیط‌کشت جامد هیل و کافر (Hill and Kaefer) (50 میلی‌لیتر محلول نمکی x20 (NaNO3, KCl, MgSO4×7 H2O, KH2PO4)، 20 گرم گلوکز، 2 گرم پپتون، 1 گرم عصاره مخمر، 1 گرم کازامینواسید و یک میلی‌لیتر ریزمغذی‌ها (MnCl2 , H3BO3 , ZnSO4 ×7 H2O, KI, NaMoO4×2 H2O, CuSO4×5 H2O) ) به ارلن‌های 250 میلی‌لیتری حاوی 100 میلی‌لیتر محیط‌کشت هیل و کافر مایع منقل شد و سپس در انکوباتور حاوی شیکر با دمای 2±28 درجه سلسیوس و 150 دور در دقیقه به‌مدت 10-7 روز قرار داده شدند. در مرحله بعد، میسلیوم‌ها با استفاده از فیلتر کاغذی واتمن شماره 1 از محیط‌کشت جدا و چندین‌بار با آب مقطر شستشو داده شد (Bajaj et al., 2015). در این آزمایش، مایه تلقیح‌های مختلف قارچ S. indica عبارت بودند از: (1) شاهد یا تلقیح‌نشده (P0)؛ (2) سوسپانسیون اسپور (105 × 5 اسپور در میلی‌لیتر) (تیمار P1)؛ (3) عصاره سوسپانسیون میسیلیوم (تیمار P2)؛ (4) عصاره محیط‌کشت قارچ (تیمار P3).

شیوه کشت گیاه و تیمار با روش‌های مختلف تلقیح با قارچ S. indica

این آزمایش به‌‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار در گلخانه تجاری در شهرک گلخانه‌ای شهرستان ملایر انجام شد. تیمارهای آزمایش شامل ۴ نوع مایه تلقیح قارچ (P0-P3) و ۲ سطح تنش خشکی (نرمال) F.C و F.C 50% بود. برای انجام این آزمایش، بذرهای گوجه‌فرنگی رقم کوئین (Queen F1) در داخل گلخانه و در سینی‌های کشت حاوی پیت‌ماس کاشته شدند و در شرایط بهینه بذرها جوانه‌زدند و در نهایت نشاءهای آماده به‌منظور انتقال به گلدان اصلی تولید شدند. قبل از انتقال به گلدان، ریشه گیاهان گروه P1 به‌مدت 2-1 ساعت در سوسپانسیون اسپور حاوی 105×5 اسپور در میلی‌لیتر غوطه‌ور شده و سپس به گلدان‌ها منتقل شدند. در مورد تیمار با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم (P2)، میسیلیوم 10-7 روزه قارچ توسط یک مخلوط‌کن خرد شدند. یک گرم از مسیلیوم خرد شده با 5 میلی‌لیتر آب مقطر مخلوط شده و سوسپانسیون به دست آمده با استفاده از کاغذ صافی واتمن شماره 1 فیلتر شد. سپس به بستر کشت هر بوته، ۵ میلی‌لیتر از عصاره سوسپانسیون میسیلیوم اضافه شد. در تیمار عصاره کشت قارچ (P3)، محیط‌کشت مایع قارچ اتوکلاو شد (دمای 121 درجه سلسیوس به‌مدت 15 دقیقه) و سپس فیلتر گردید. از این عصاره به‌صورت محلول‌پاشی برگی (در مرحله گلدهی) و در ترکیب با آب معمولی استفاده شد و محلول‌پاشی برای هر بوته به میزان 10 میلی‌لیتر تعیین شد. در مورد تیمار شاهد، بوته‌ها پس از تیمار با آب مقطر به گلدان‌ها منتقل شدند. پنجاه روز پس از کلونیزاسیون و انتقال نشاءها به گلدان اصلی و پس از مشاهده آثار کلونیزاسیون، تنش خشکی به‌صورت وزنی القا شد. بدین منظور برخی صفات مانند ارتفاع، تعداد برگ، سطح برگ بین گیاهان تیمارهای مختلف بررسی و در صورت وجود تفاوت بین تیمارها، به‌صورت تصادفی نمونه‌برداری از ریشه‌ها انجام شد و با استفاده از میکروسکوپ نوری، کلونیزاسیون ریشه در تیمارها مورد بررسی قرار گرفت. به‌منظور جلوگیری از آسیب به بوته‌ها، اعمال تنش به‌صورت تدریجی انجام شد. هفتاد روز پس از اعمال تنش (17 هفته پس از انتقال نشاءها) و در مرحله رسیدگی میوه از اندام هوایی و میوه‌ها نمونه‌برداری شد و صفات مورد نظر (تعداد میوه، وزن کل میوه در بوته، رنگیزه‌های فتوسنتزی (کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کاروتنوئید)، محتوای نسبی آب، نشت الکترولیت، پراکسید هیدروژن، پرولین، شاخص Brix، سدیم، پتاسیم و فسفر برگ، پتاسیم و کلسیم میوه) مورد سنجش قرار گرفتند.

بررسی صفات رویشی و فیزیولوژیک

برای اندازه‌گیری تعداد و وزن کل میوه در بوته، تعداد 2 گیاه در هر تکرار انتخاب و تعداد و وزن میوه‌های آنها محاسبه شد. رنگیزه‌های برگ با استفاده از استون 80 درصد استخراج و سنجش آن مطابق با روش Arnon (1949) و Lichtenthaler (1987) انجام شد. بدین منظور 10 میلی‌لیتر استون به 1/0 گرم وزن تر نمونه اضافه شد و با استفاده از هاون چینی محلول یکنواختی به دست آمد. این محلول سپس از کاغذ صافی عبور داده شد. غلظت کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کارتنوئید به ترتیب در طول موج‌های 663، 645، 652 و 470 نانومتر به‌وسیله اسپکتروفتومتر (Analytikjena SPELORD 205، آلمان) تعیین گردید. برای اندازه‌گیری محتوای نسبی آب برگ (RWC)، از روش Barrs و Weatherly (1962) و معادله RWC (%) = [(FW - DW)/ (TW - DW)] × 100 استفاده شد که در آن FW، TW و DW به‌ترتیب وزن تر، وزن آماس و وزن خشک است. نشت الکترولیت مطابق با روش ارشادی و همکاران (Ershadi et al., 2016) و با استفاده از دستگاه EC متر (ARTON PE103، ایران) اندازه‌گیری شد. نمونه‌های برگی پس از شستشو توسط آب مقطر درون ظرف قرار داده شد و سپس 10 میلی‌لیتر آب مقطر به آن افزوده شد. نمونه‌ها به‌مدت 30 دقیقه با دور rpm60 شیک شده و مقدار هدایت الکتریکی آن با EC متر اندازه‌گیری شد (EC1). سپس ظروف حاوی نمونه‌ها به‌مدت 10 دقیقه در آب جوش قرار گرفته و پس از 30 دقیقه شیک شدن مقدار هدایت الکتریکی آنها مجدد سنجیده شد (EC2). در نهایت، شاخص نشت الکترولیت از فرمول EL%=(EC1/ EC2)×100 محاسبه شد.

اندازه‌گیری پراکسید هیدروژن به‌وسیله اسپکتروفتومتر و مطابق با روش ولیکووا و همکاران (Velikova and Loreto 2005) انجام شد. بدین منظور 5 میلی‌لیتر از محلول ترى کلرواستیک اسید (TCA) به 1/0 گرم بافت تازه و سائیده شده برگ اضافه و با استفاده از کاغذ صافی فیلتر شد. سپس به آنها بافر یدید پتاسیم (اسیدیته 5/7) اضافه و جذب آن در طول موج 390 نانومتر قرائت گردید. برای سنجش پرولین از روش بیتس و همکاران ((Bates et al., 1973) استفاده شد. 5/0 گرم بافت تر در 10 میلی‌لیتر سولفوسالیسیلیک اسید 3 درصد سائیده و به‌طور کامل همگن شد. دو میلی‌لیتر از عصاره صاف‌‌شده با دو میلی‌لیتر محلول نین‌هیدرین و دو میلی‌لیتر استیک اسید گلاسیال مخلوط شد و به‌مدت یک ساعت در حمام آب گرم قرار گرفت. پس ‌از آن با قرار دادن لوله‌های آزمایش در حمام یخ واکنش یادشده پایان یافت. سپس چهار میلی‌لیتر تولوئن به محتویات هر لوله اضافه گردید و به‌مدت 15 ثانیه به‌‌شدت هم زده شد. فاز رویی که شامل تولوئن و پرولین بود از فاز آبی جدا شد و جذب در طول‌موج 520 نانومتر تعیین گردید. استخراج کربوهیدرات کل محلول از بافت تر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 620 نانومتر قرائت شد (Irigoyen et al., 1992). 10 میلی‌لیتر اتانول ۷۰ درصد به 1/0 گرم از ماده خشک اضافه و به‌مدت یک هفته در یخچال قرار داده شد. پس از یک هفته، نیم میلی‌لیتر از محلول رویی نمونه‌ها برداشته شد و با آب مقطر حجم آن به دو میلی‌لیتر رسانده شد. به‌ هر یک از محلول‌های تهیه‌‌شده، یک میلی‌لیتر فنل ۵ درصد اضافه گردید و پس از مخلوط کردن به آن پنج میلی‌لیتر اسیدسولفوریک غلیظ اضافه شد. محلول زردرنگی به دست آمد که به‌ مرور تغییر رنگ داد. این محلول نیم ساعت در دمای آزمایشگاه قرار داده شد تا خنک شود و رنگ نهایی به دست آید. سپس شدت رنگ حاصله با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول‌ موج ۴۸۵ نانومتر خوانده شد.

برای اندازه‌گیری میزان جذب عناصر در بخش هوایی، پودر خشک گیاهی خاکستر شد و مورد استفاده قرار گرفت. سپس میزان فسفر گیاه به‌وسیله اسپکتروفتومتر جذب اتمی (Analytikjena ContrAA 700، آلمان) اندازه‌گیری شد (Ryan et al., 2001). سنجش سدیم و پتاسیم گیاه به‌وسیله دستگاه فلیم فتومتر (G 405، ایران) انجام شد (Gupta, 1999). اندازه‌گیری عناصر میوه توسط اسپکتروفتومتر جذب اتمی و بر اساس روش کاستا و همکاران (Costa et al., 2011) انجام شد. به منظور اندازه‌گیری شاخص بریکس (مواد جامد محلول) از روش رفراکتومتری (Refractometer ATAGO، ژاپن) و از دستورالعمل هوهن و همکاران (Hohen et al., 2003) استفاده شد. به‌این‌صورت که ابتدا رفراکتومتر با آب مقطر کالیبره شد و سپس یک قطره از عصاره میوه روی منشور شیشه‌ای ریخته شد و در مقابل نور، عدد بریکس یا همان مواد جامد محلول که نشانه میزان قند تولید شده در داخل میوه است، خوانده شد. تجزیه آماری نتایج با استفاده از نرم‌افزار JUMP نسخه 13.2.0 انجام گردید. مقایسه میانگین‌ها نیز در سطح 5% و بر اساس آزمون دانکن انجام شد.

 

نتایج و بحث

تعداد و وزن کل میوه در بوته (عملکرد)

نتایج جدول تجزیه واریانس (جدول 1) نشان داد که آثار اصلی خشکی و قارچ و همچنین، آثار متقابل قارچ در خشکی برای صفت تعداد میوه معنی‌دار نبود. بر اساس نتایج جدول (1)، آثار اصلی قارچ و تنش خشکی بر وزن کل میوه معنی‌دار شدند ولی آثار متقابل قارچ در خشکی معنی‌دار نبود. تنش خشکی سبب کاهش 28% وزن کل میوه گردید. بر اساس نتایج مقایسه میانگین تیمارها، تلقیح با قارچ باعث افزایش 48% وزن کل میوه شد و بیشترین وزن کل میوه در بوته مربوط به تیمار عصاره میسیلیوم (۱۶/۴۰۴ گرم) بود (جدول 2).

ﭘﮋوﻫﺸﮕﺮان ﻧﺸﺎن دادند که تنش خشکی ﺳﺒﺐ ﺑﺎﻻ رﻓﺘﻦ ﻏﻠﻈﺖ آبسیزیک اﺳﯿﺪ و اﺗﯿﻠﻦ و در نهایت زودرﺳﯽ ﻣﯿﻮه و پایین آمدن وزن تک میوه‌ها در گوجه‌فرنگی می‌شود (Basiouny et al., 1994). انتقال مواد غذایی در گیاه، در شرایط تنش کم‌آبی دچار اختلال می‌شود. برخـی از قارچ‌های مفید خاکزی مانند قارچ S. indica، با تشکیل پرگنه (کلونی) در ریشه و افزایش سطح جذب آب و مواد غذایی، عملکرد را در گیاهان تحت تنش بهبـود می‌بخشد. افـزایش جـذب عناصـر غـذایی عمدتاً به‌علت انتشار میسیلیوم‌های قارچ و تشکیل یـک سیسـتم مکمـل جـذب در سیسـتم ریشه‌ای گیاه است که بهره‌گیری از حجم بیشتر خاک را ممکـن می‌سازد (Johnson et al., 2014). تلقیح با قارچ S. indica باعث افزایش 65% عملکرد میوه گوجه‌فرنگی در شرایط تنش شوری شده است (Abdelaziz et al., 2019).

کلروفیل

بر اساس نتایج جدول تجزیه واریانس، اثر اصلی قارچ بر محتوی کلروفیل a، b و کلروفیل کل معنی‌دار بود، اما اثر اصلی تنش خشکی و آثار متقابل قارچ در خشکی معنی‌دار نبودند (جدول 1). نتایج تحلیل مقایسه میانگین نشان داد که تأثیر قارچ S. indica بر میزان رنگیزه کلروفیل a و b گیاه افزایشی است، به‌طوری‌که کمترین میزان کلروفیل a و b در گیاه تلقیح‌نشده (به‌ترتیب ۵۴/۰ و 26/0 میلی‌گرم بر گرم وزن تازه) و بیشترین میزان کلروفیل a و b در تیمار با عصاره میسیلیوم قارچ (به‌ترتیب ۱۷/۱ و 97/0 میلی‌گرم در گرم) مشاهده شد. بر اساس نتایج، تأثیر قارچ S. indica بر میزان رنگیزه کلروفیل کل گیاه نیز افزایشی است، به‌گونه‌ای‌که محتوای کلروفیل در گیاهان تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم 6/2 برابر افزایش یافته است (جدول 2).

تغییر محتوای کلروفیل می‌تواند باعث تغییر ساختار کلروپلاست و ممانعت از عملکرد مناسب دستگاه فتوسنتزی شود، بنابراین افزایش و یا حفظ محتوای کلروفیل تحت تنش می‌تواند به‌عنوان یک عامل زیستی تحمل به تنش مورد استفاده قرار گیرد. نتایج این پژوهش نشان داد که همزیستی قارچ باعث افزایش محتوای کلروفیل در همه گیاهان تلقیح‌شده نسبت به گیاهان تلقیح‌نشده گردیده است. به نظر می‌رسد قارچ با تأثیر بر پروتئین‌های دخیل در فرآیند فتوسنتز و چرخه کالوین و افزایش بیان آنها، نقش مؤثری در حفظ و پایداری فتوسنتز ایفا می‌کند (Karimi et al., 2015). افزایش محتوای کلروفیل در گیاهان تلقیح‌شده با قارچ S. indica می‌تواند به‌علت بهبود وضعیت آبی گیاه باشد. از علل دیگر، جذب بهتر عناصر معدنی به‌ویژه فسفر و منیزیم در گیاهان تلقیح‌شده است (Shahabivand et al., 2017). ارتباط نزدیکی بین محتوای کلروفیل و جذب منیزیم وجود دارد. تأثیر فسفر بر کلروفیل نیز غیرمستقیم و پیچیده است و احتمالاً به‌شکل غیرمستقیم بر جذب یا عدم جذب سایر عناصر تأثیر گذاشته که خود بر محتوای کلروفیل تأثیر گذار است (Jiao et al., 2017). در آزمایش حاضر، تأثیر مثبت تلقیح با قارچ بر میزان کلروفیل می‌تواند آثار مخرب تنش بر میزان فتوسنتز را تا حدی کاهش دهد و تولید وزن خشک را حفظ نماید.

کاروتنوئید

نتایج تجزیه واریانس (جدول 1) نشان داد که اثر اصلی قارچ بر میزان کاروتنوئید معنی‌دار است، اما اثر تنش خشکی وآثار متقابل تیمار قارچ در تنش خشکی معنی‌دار نیستند. تنش خشکی باعث افزایش جزیی اما غیر معنی‌دار در میزان کاروتنوئید گردید. نتایج مقایسه میانگین نشان داد که تأثیر قارچ S. indica بر میزان کاروتنوئید افزایشی است و تلقیح با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم قارچ باعث افزایش 17 درصدی محتوای کاروتنوئید می‌شود. کمترین و بیشترین میزان کاروتنوئید به‌ترتیب در گیاه تلقیح‌نشده به مقدار ۴1/۰ و تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم قارچ به مقدار ۴8/۰ میلی‌گرم در گرم مشاهده شد (جدول 2).

یکی از تنش‌های ثانویه حاصل از تنش خشکی در گیاهان، افزایش تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن است. سلول‌های گیاهی برای مقابله با آثار منفی گونه‌های فعال اکسیژن، مکانیسم‌های دفاعی ویژه‌ای دارند که شامل آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان و آنتی‌اکسیدان‌های غیرآنزیمی مانند کاروتنوئید است (Jaleel et al., 2009). کاروتنوئیدها از دستگاه فتوسنتزی علیه رادیکال‌های آزاد محافظت می‌کنند. همچنین، این رنگیزه‌ها از پراکسیداسیون لیپید ممانعت کرده و در پایداری غشاء نقش مهمی دارند (Farooq et al., 2009). در مطالعه حاضر، تنش خشکی تأثیر معنی‌داری بر محتوای کاروتنوئید نداشت. پیش از این نیز در برخی پژوهش‌ها گزارش شده است که خشکی تأثیر معنی‌داری بر کاروتنوئید ندارد (Sircelj et al., 1999) و یا گاهی باعث کاهش آن می‌شود (Eichholz et al., 2014). به نظر می‌رسد قارچ با افزایش میزان کاروتنوئیدها از آسیب به دستگاه فتوسنتزی توسط رادیکال‌های آزاد اکسیژن جلوگیری کرده و به پایداری غشاء کمک می‌کند. مکانیسم چگونگی تأثیرگذاری قارچ بر افزایش محتوای کاروتنوئیدها هنوز مشخص نیست و درک آن نیاز به مطالعات بیشتر دارد.

محتوای نسبی آب (RWC)

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که آثار اصلی قارچ و تنش خشکی بر محتوای نسبی آب معنی‌دار بوده ولی آثار متقابل قارچ در خشکی برای این صفت معنی‌دار نبوده است (جدول 3). تأثیر کاهشی تنش خشکی بر محتوای نسبی آب در نتایج مقایسه میانگین مشاهده شد، به‌طوری‌که محتوای نسبی آب در شرایط تنش خشکی 10 درصد کاهش یافت. بررسی‌ها نشان داد که قارچ S. indica محتوای نسبی آب را به میزان 5/5 درصد افزایش می‌دهد، به‌گونه‌ای‌که کمترین میزان RWC در گیاه تلقیح‌نشده با مقدار ۰۵/۷۶ درصد و بیشترین میزان آن در گیاهان تلقیح‌شده با عصاره میسیلیوم قارچ به مقدار ۲۵/۸۰ درصد مشاهده شد (جدول 2).

در شرایط تنش خشکی، به‌علت کاهش میزان آب خاک، آب در دسترس گیاه نیز کاهش می‌یابد. بنابراین، گیاه برای جذب آب باید رشد سیستم ریشه‌ای را افزایش دهد. به‌نظر می‌رسد میسلیوم‌های قارچ سطح جذب گیاه را افزایش می‌دهند و به نگهداری آب در اطراف ریشه گیاهان تلقیح‌شده کمک می‌کنند. سیستم ریشه‌ای تکثیرشده در گیاهان کلونیزه‌شده با قارچ می‌تواند در تقویت رشد گیاه تحت تنش نقش داشته باشد، زیرا به گیاه اجازه می‌دهد به لایه‌های عمیق خاک نفوذ کند و آب و مواد مغذی بیشتری به دست آورد (Franco et al., 2011). در آزمایش حاضر، علاوه بر تأثیر معنی‌دار میسیلیوم قارچ، عصاره محیط‌کشت قارچ نیز باعث افزایش RWC شدده است که احتمالاً ناشی از متابولیت‌هایی است که توسط قارچ تولید و در محیط‌کشت آزاد شده است. تأثیر مثبت عصاره محیط‌کشت بر گیاهان میزبان در پژوهش‌های سایر پژوهشگران نیز مشاهده شده است (Kumar et al., 2012).

نشت الکترولیت

نتایج جدول تجزیه واریانس (جدول 3) نشان داد که آثار اصلی قارچ و تنش خشکی و همچنین، آثار متقابل قارچ در خشکی برای نشت الکترولیت معنی‌دار است. مقایسه میانگین داده‌ها نشان داد که بیشترین افزایش نشت الکترولیت مربوط به تیمار تنش خشکی در گیاهان تلقیح‌نشده (92/32 درصد) و کمترین آن مربوط به شرایط بدون تنش در گیاهان تلقیح‌شده با اسپور قارچ (51/13 درصد) است (شکل 1). نتایج به وضوح نشان داد که تنش خشکی میزان نشت الکترولیت را افزایش می‌دهد، درحالی‌که تلقیح با مایه تلقیح‌های قارچ میزان نشت الکترولیت را کاهش داده و پایداری غشاء را افزایش می‌دهد و تأثیر آن در شرایط تنش خشکی مشهودتر است. خشکی با افزایش سطح گونه های اکسیژن فعال موجب پراکسیداسیون غشاء و افزایش نشت الکترولیت می‌شود. در شرایط تنش، قارچ با کمک به پایداری غشاء و جلوگیری از نشت یونی به بهبود فعالیت‌های فیزیولوژیک گیاه کمک شایانی می‌نماید، به‌طوری‌که میزان نشت یونی در گیاهان تیمارشده با قارچ به‌طور معنی‌داری کمتر است (Lorestani et al., 2018). این نتایج با افزایش محتوای کاروتنوئید در گیاهان تلقیح‌شده همخوانی دارد و نشان‌دهنده تأثیر قارچ بر حفظ کارایی غشاء و دستگاه فتوسنتزی در شرایط تنش است. جذب بالاتر فسفات می‌تواند یکپارچگی غشای سلولی را در شرایط تنش حفظ کند و نشت الکترولیت را کاهش دهد. در پژوهش حاضر میزان فسفات افزایش یافته است که پیش از این در جو (Ghaffari et al., 2016) و شیرین بیان (Rezaei et al., 2020) نیز گزارش شده است که احتمالاً با جذب بیشتر فسفات توسط قارچ ارتباط دارد.

 

 

جدول 1- تجزیه واریانس تأثیر سطوح مختلف تنش خشکی و تلقیح با قارچ S. indica بر تعداد میوه، وزن میوه در بوته و رنگیزه‌های فتوسنتزی گوجه‌فرنگی.

Table 1- Variance analysis for effect of drought stress and S. indica inoculants on fruit number, fruit weight and photosynthetic pigments of tomato.

منابع تغییرات

درجه آزادی

میانگین مربعات

تعداد میوه

وزن میوه

کلروفیل a

کلروفیل b

کلروفیل کل

کاروتنوئید

قارچ

3

ns37/17

*3/24709

*51/0

**65/0

*31/2

**004/0

خشکی  

1

ns04/7

**16/61408

ns07/0

ns01/0

ns15/0

ns000009/0

قارچ × خشکی

3

ns82/0

ns16/16240

ns10/0

ns08/0

ns36/0

ns001/0

خطا    

16

37/7

0/6165

13/0

09/0

45/0

0005/0

ns، * و** به‌ترتیب غیر معنی‌دار و معنی‌دار در سطح احتمال پنج و یک درصد

ns, *, **: non significant and significant at 5% and 1% probability levels, respectively

 

 

پراکسید هیدروژن

بر اساس نتایج تجزیه واریانس آثار اصلی قارچ و تنش خشکی و همچنین، آثار متقابل قارچ در خشکی تأثیر معنی‌داری بر پراکسید هیدروژن نداشته است (جدول 3). پراکسید هیدروژن یکی از معمول‌ترین ROSها محسوب می‌شود که از محصولات جانبی تنفس هوازی هستند. میزان بیوسنتز پراکسید هیدروژن به میزان و دوره تنش القاء‌شده بستگی دارد (Karpinski et al., 1999). در مطالعه حاضر، تغییر معنی‌داری در محتوای پراکسید هیدروژن تحت تأثیر تنش و تلقیح با قارچ مشاهده نشد که احتمالاً زمان و دوره تنش بر آن تأثیرگذار بوده است. در مطالعه‌ای نشان داده شد که تلقیح با قارچ S. indica اثر معنی‌داری بر پراکسید هیدروژن ندارد (Jisha et al., 2018).

 

 

 

جدول 2- مقایسه میانگین اثر مایه تلقیح‌های مختلف قارچ S. indica بر وزن میوه، رنگیزه‌های فتوسنتزی و محتوای نسبی آب در برگ گوجه‌فرنگی.

Table 2- Mean comparison of S. indica inoculants treatments on fruit weight, chlorophyll index, and relative water content (RWC) in tomato leaves.

تیمارهای قارچ

وزن میوه

(gr)

کلروفیل a

(mg/g FW)

کلروفیل b

(mg/g FW)

کلروفیل کل

(mg/g FW)

کاروتنوئید

(mg/g FW)

RWC

(%)

تلقیح‌نشده

b83/272

a55/0

b27/0

b81/0

c41/0

b05/76

تلقیح‌شده با اسپور

b83/272

b59/0

b31/0

b89/0

b45/0

ab58/78

تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم

a16/404

a18/1

a98/0

a15/2

a48/0

a25/80

محلول‌پاشی برگی با عصاره محیط‌کشت

b83/282

b69/0

b42/0

b11/1

ab46/0

a01/80

میانگین‌هایی که در هر ستون، حداقل دارای یک حرف مشترک هستند، در سطح احتمال 5 درصد تفاوت معنی‌دار ندارند.

Means within a column followed by the same letter are not significantly different at the level of 5%.

جدول 3- تجزیه واریانس تأثیر سطوح مختلف تنش خشکی و تلقیح با قارچ S. indica بر RWC، نشت الکترولیت، پراکسید هیدروژن، پرولین، کربوهیدرات و شاخص بریکس گوجه‌فرنگی

Table 3- Variance analysis for effect of drought stress and S. indica inoculants on RWC, electrolyte leakage, H2O2, proline, carbohydrate and Brix of tomato

منابع تغییرات

درجه آزادی

میانگین مربعات

RWC

نشت الکترولیت

پراکسیدهیدروژن

پرولین

کربوهیدرات

بریکس

قارچ

3

*30/22

*35/27

ns001/0

ns02/0

ns88/2

*22/0

خشکی  

1

**87/391

**45/821

ns001/0

**41/23

**81/24

ns03/0

قارچ × خشکی

3

ns01/4

**26/43

ns0001/0

ns04/0

ns51/0

ns19/0

خطا    

16

59/5

14/8

003/0

03/0

67/1

06/0

ns، * و** به‌ترتیب غیر معنی‌دار و معنی‌دار در سطح احتمال پنج و یک درصد

ns, *, **: non significant and significant at 5% and 1% probability levels, respectively

 

 

پرولین

آنالیز تجزیه واریانس نشان داد که اثر اصلی تنش خشکی بر این صفت معنی‌دار است، اما اثر اصلی قارچ و همچنین، آثار متقابل قارچ در خشکی معنی‌دار نیستند (جدول 3). بررسی نتایج مقایسه میانگین نشان داد که تنش خشکی محتوای پرولین را 06/2 برابر افزایش می‌دهد، به‌گونه‌ای‌که میزان پرولین در شرایط نرمال ۸۵/۱ و در شرایط تنش ۸۲/۳ میکرومول در گرم وزن تر بود. تیمار با مایه تلقیح‌های مختلف قارچ باعث کاهش جزیی در میزان پرولین گیاهان تلقیح‌شده گردید، اما این تغییر معنی‌دار نبود. تجمع پرولین در گیاهان می‌تواند در نتیجه کاهش در تجزیه پرولین، افزایش بیوسنتز پرولین، کاهش سنتز پروتئین‌ها و یا هیدرولیز پروتئین‌ها باشد؛ بنابراین، افزایش مقدار پرولین در تنش خشکی را می‌توان از راه‌های مختلف توجیه کرد (Rahnama and Ebrahimzadeh, 2004). در برخی گزارش‌ها افزایش پـرولین به‌عنوان شاخص تحمل به خشکی استفاده می‌شود؛ بدین‌صورت‌که در زمان تنش خشکی شدید از آسیب غشاء و واسرشتگی (denaturation) پروتئین‌ها جلوگیری می‌کند (Hare et al., 1999). به نظر می‌رسد تنش خشـکی از طریق افزایش بیان آنزیم‌های سنتزکننده و کـاهش فعالیـت آنزیم‌های تخریب‌کننده پرولین، باعث افزایش میزان پـرولین در گیاه می‌شود (Wu and Xia, 2006). تأثیر قارچ بر افزایش محتوای پرولین گیاهان جو و آفتابگردان تلقیح‌شده با قارچ S. indica گزارش شده است (Ghabooli, 2014; Shahabivand et al., 2017).

 

 

 

 

شکل 1- اثر برهمکنش قارچ S. indica و تنش خشکی بر میزان نشت الکترولیت در برگ گوجه‌فرنگی

(P0: تلقیح‌نشده؛ P1: تلقیح‌شده با اسپور؛ P2: تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم؛ P3: محلول‌پاشی برگی با عصاره محیط‌کشت؛ D0: نرمال؛ D1: تنش خشکی)

Fig 1- Interaction effect of S. indica and drought stress on electrolyte leakage in tomato leaf.

(P0: uninoculated; P1: inoculated with spore; P2: inoculated with mycelium suspension cultrate; P3: foliar application of culture filtrate; D0: Normal; D1: drought stress)

 

 

کربوهیدرات کل محلول

نتایج جدول تجزیه واریانس (جدول 3) نشان داد که اثر اصلی تنش خشکی بر میزان کربوهیدرات معنی‌دار بود، اما اثر اصلی قارچ و همچنین، آثار متقابل قارچ در خشکی برای این صفت معنی‌دار نبودند. بر اساس نتایج مقایسه میانگین، تنش خشکی محتوای کربوهیدرات را 19 درصد افزایش داد، به‌طوری‌که میزان کربوهیدرات از ۹۰/۱۰ میلی گرم بر گرم وزن تر در شرایط نرمال به ۹۳/۱۲ میلی‌گرم بر گرم وزن تر در شرایط تنش افزایش یافت. همچنین اگرچه آثار تیمار قارچ معنی‌دار نشد، اما تیمار با مایه تلقیح‌های مختلف مختلف قارچ (تیمار اسپور و میسیلیوم) باعث افزایش کربوهیدرات در گیاهان تلقیح‌شده نسبت به گیاهان تلقیح‌نشده گردیده است.

کربوهیدرات‌ها از منابع غذایی مهم و منبع انرژی در گیاهان هستند. تنش خشکی می‌تواند باعث افزایش تجمع کربوهیدرات‌ها در گیاهان شود (Pingping et al., 2017). مشخص شده است که انتقال‌دهنده‌های هگزوز فسفات/فسفات بخشی از خانواده انتقال‌دهنده‌های قندهای فسفاته و فسفوانول‌پیروات هستند که شامل انتقال‌دهنده‌های تریوز فسفات/فسفات، انتقال‌دهنده‌های پنتوز فسفات /فسفات و انتقال‌دهنده‌های فسفوانول‌پیروات/فسفات هستند. توسط این انتقال‌دهنده‌ها، یک مولکول هگزوز مونوفسفات با یک مولکول فسفات یا یک قند فسفاته دیگر مبادله می‌شود (Lee et al., 2017). گزارش شده است که قارچ S. indica از طریق برخی انتقال‌دهنده‌های هگزوزی، جذب کربوهیدرات‌ها را افزایش می‌دهد. یکی از این انتقال‌دهنده‌ها، PiHXT5 است که از طریق شیب پروتونی جذب مونوساکاریدها را افزایش می‌دهد. در رابطه همزیستی، قارچ جذب فسفات توسط ریشه گیاه را افزایش داده و از طرف دیگر، گیاه میزبان کربوهیدرات مورد نیاز برای رشد را در اختیار قارچ قرار می‌دهد (Rani et al., 2016).

عناصر برگ (سدیم، پتاسیم و فسفر)

نتایج تجزیه واریانس (جدول 4) بیانگر معنی‌دار بودن اثر اصلی تنش خشکی بر سدیم و پتاسیم برگ بود، اما اثر اصلی قارچ و آثار متقابل خشکی در قارچ بر این عناصر معنی‌دار نبودند. مقایسه میانگین داده‌ها نشان داد که اعمال تنش خشکی سبب افزایش معنی‌دار سدیم به میزان 78 درصد در برگ گیاه گوجه‌فرنگی می‌شود؛ سدیم برگ در شرایط نرمال ۰۲/۱ و در شرایط تنش ۸۲/۱ میلی‌گرم در گرم وزن خشک بود. همچنین، مقایسه میانگین داده‌ها نشان داد که تنش خشکی پتاسیم برگ را کاهش می‌دهد، به‌گونه‌ای‌که میزان پتاسیم برگ در شرایط نرمال ۱۷/۲۰ و در شرایط تنش ۸۶/۱۶ میلی‌گرم در گرم وزن خشک بود. اگرچه آثار اصلی قارچ بر محتوای پتاسیم معنی‌دار نشد، اما تیمار با مایه تلقیح‌های قارچ (به‌ویژه تیمار با اسپور) باعث افزایش پتاسیم گردید.

پتاسیم نقش حیـاتی در فتوسـنتز دارد، چـون باعث افـزایش مسـتقیم رشـد، شـاخص سـطح بـرگ و جـذب دی‌‌اکسید کربن می‌شود و افـزایش انتقـال مـواد فتوسنتزی بـه خارج برگ را تسهیل می‌کند. پتاسیم همچنین در تنظیم اسمزی و کنترل روزنه‌ای نقش ایفا می‌کند (Davies et al., 2002). گیاهان در هنگام مواجهه با تنش‌ها، از طریق سنتز محلول‌های سازگار و یا با افزایش جذب یون‌های غیرآلی (پتاسیم و سدیم) تنظیم اسمزی را انجام می‌دهند. در مقایسه با روش تولید اسمولیت، افزایش جذب یون‌های معدنی از نظر انرژی به صرفه‌تر است. تلقیح با قارچ S. indica میزان پتاسیم را در گیاهان تلقیح‌شده افزایش می‌دهد که شاخص مهمی در مقاومت به تنش خشکی است. هرچند در این آزمایش، این افزایش معنی‌دار نبود، اما گزارش‌های بسیاری نشان داده است که گیاهان تلقیح‌شده قادرند بارگیری پتاسیم را در ریشه‌ها تنظیم کرده و مقادیر بیشتری از پتاسیم را به شاخه‌ها منتقل کنند (Ghabooli, 2014; Yun et al., 2018).

معنی‌دار شدن آثار اصلی قارچ و تنش خشکی برای فسفر برگ در بررسی‌ها مشاهده شد، اما آثار متقابل تنش خشکی در قارچ برای این صفت معنی‌دار نبود (جدول 4). نتایج مقایسه میانگین نشان داد که تلقیح با قارچ باعث افزایش 47 درصدی فسفر برگ می‌شود؛ به‌ترتیب کمترین و بیشترین میزان فسفر برگ در گیاه تلقیح‌نشده به میزان ۰۱/۳ و گیاه تیمار شده با اسپور قارچ به میزان ۴۲/۴ میلی‌گرم در گرم وزن خشک مشاهده شد (شکل 2-الف). از طرفی، تنش خشکی به طور معنی‌داری میزان فسفر را در گیاهان تلقیح‌شده و تلقیح‌نشده کاهش داد، به‌طوری‌که محتوای فسفر از 29/4 به 23/3 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک (25 درصد) کاهش یافت.

فسفر یکی از عناصر پرمصرف غذایی است که در ساختار سلول و متابولیسم گیاهان نقش دارد. این عنصر در ساختمان اسیدهای نوکلئیک و فسفولیپیدها شرکت می‌کند و جزو مهمی از مولکول‌هایی مانند ATP و کو‌آنزیم‌ها بوده و درنتیجه در متابولیسم انرژی نقش کلیدی دارد. یکی از مهم‌ترین نتایج کمبود فسفر در گیاهان، کاهش گسترش سلول، جلوگیری از رشد برگ‌ها و کاهش ارتفاع گیاه است (Hawkesford et al., 2012). منافی و همکاران (Manafi et al., 2012)، گزارش دادند که در شرایط تنش، غلظت فسفر در بخش هوایی گوجه‌فرنگی کاهش می‌یابد. مطالعات مختلف نشان می‌دهد که قارچ S. indica بر متابولیسم فسفر تأثیر مستقیم داشته و در دسترس بودن فسفر موجود در خاک را افزایش می‌دهد (Malla et al., 2004; Oelmüller et al., 2009). به نظر می‌رسد در پژوهش حاضر، افزایش جذب فسفر در گیاهان تلقیح‌شده احتمالاً با بالاتر بودن محتوای کلروفیل در این گیاهان ارتباط دارد و مجموع این عوامل باعث رشد بهتر و عملکرد بالاتر گیاهان تلقیح‌شده در شرایط تنش خشکی می‌گردد.

 

 

جدول 4- تجزیه واریانس تأثیر سطوح مختلف تنش خشکی و تلقیح با قارچ S. indica بر عناصر برگ (سدیم، پتاسیم و فسفر) و میوه (پتاسیم و کلسیم) گوجه‌فرنگی

Table 4- Variance analysis for effect of drought stress and S. indica inoculants on tomato leaf (Na, K and P) and fruit elements (K and Ca) of tomato

منابع تغییرات

درجه آزادی

میانگین مربعات

سدیم برگ

پتاسیم برگ

فسفر برگ

پتاسیم میوه

کلسیم میوه

قارچ

3

ns05/0

ns80/3

**17/2

*28/0

**06/0

خشکی

1

**83/3

**05/66

**73/6

ns23/0

**02/0

قارچ × خشکی

3

ns04/0

ns94/0

ns05/0

ns09/0

**03/0

خطا

16

05/0

20/5

24/0

06/0

001/0

ns، * و** به‌ترتیب غیر معنی‌دار و معنی‌دار در سطح احتمال پنج و یک درصد

ns, *, **: non significant and significant at 5% and 1% probability levels, respectively

 

 

پتاسیم و کلسیم میوه

نتایج نشان داد که اثر قارچ بر پتاسیم میوه معنی‌دار است ولی اثر تیمار تنش خشکی و آثار متقابل قارچ در خشکی بر پتاسیم میوه غیرمعنی‌دار هستند (جدول 4). نتایج مقایسه میانگین (شکل 2-ب) نشان داد تلقیح با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم قارچ باعث افزایش 20 درصدی پتاسیم میوه شده است و بیشترین میزان پتاسیم میوه در تیمار با عصاره میسیلیوم قارچ مشاهده شد (۹1/۲ درصد وزن خشک). اگرچه اثر تنش خشکی بر محتوای پتاسیم میوه گوجه‌فرنگی معنی‌دار نبود (p-value>0.05)، اما مقایسه میانگین تیمارها در شرایط تنش خشکی نشان داد که کاهش آب در دسترس رابطه مستقیمی با محتوای پتاسیم میوه داشته و میزان آن را کاهش می‌دهد.

پتاسیم کارکردهای فیزیولوژیک حیاتی در گیاهان دارد و فراهم بودن آن می‌تواند تأثیر بسیاری بر کیفیت محصولاتی نظیر گوجه‌فرنگی داشته باشد. تأثیر تلقیح گوجه‌فرنگی با قارچ S. indica بر هم‌ایستایی یون (heomostasis) و افزایش نسبت پتاسیم/سدیم و در نتیجه افزایش وزن و عملکرد میوه گزارش شده است (Abdelaziz et al., 2019).

در مورد صفت کلسیم میوه، نتایج تجزیه واریانس (جدول 4) نشان داد که آثار اصلی قارچ و تنش خشکی و همچنین، آثار متقابل قارچ در خشکی بر این صفت معنی‌دار است. نتایج مقایسه میانگین تیمارها نشان داد کمترین میزان کلسیم مربوط به تیمار گیاهان تلقیح‌شده با اسپور در شرایط بدون تنش (32/0 درصد وزن خشک) بوده است و بیشترین میزان کلسیم در گیاهان تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم قارچ S. indica در شرایط تنش خشکی (66/0 درصد وزن خشک) مشاهده شد (شکل 3).

 

 

 

 

شکل 2- اثر تیمارهای مختلف قارچ S. indica بر (الف) فسفر برگ و (ب) پتاسیم میوه درگوجه‌فرنگی

Figure 2- Effect of different treatments of S. indica on A: P of leaf and B: K of fruit in tomato

 

 

کلسیم یکی از عنصرهای ضروری و پرمصرف برای رشد گیاهان بوده و در کارکردهای اصلی رشد گیاه و بهبود کیفیت محصول نقش دارد. همچنین، کلسیم توانایی گیاه را برای تحمل به شرایط نامطلوب محیطی از قبیل تنش خشکی افزایش می‌دهد. تحلیل متابولیک نشان داده است که آثار مثبت کلسیم در افزایش تحمل به تنش خشکی، به احتمال زیاد به ذخیره بیشتر گلوتاتیون، افزایش سطح پلی‌آمین پوترسین آزاد و سطوح پایین‌تر اسید آمینه گاما-آمینوبوتیریک اسید (GABA) مربوط است (Hosseini et al., 2019). در پژوهشی جدید مشخص شده است که در گیاهان تلقیح‌شده با قارچ S. indica، افزایش میزان کلسیم پدیده‌ای معمول است (Jogawat et al., 2020) و این افزایش برای بهبود رشد گیاهان آرابیدوپسیس ضروری است (Vadassery et al., 2009).

میزان مواد جامد محلول در میوه (شاخص بریکس)

نتایج جدول تجزیه واریانس (جدول 3) نشان داد که اثر اصلی قارچ بر شاخص بریکس معنی‌دار است، درحالی‌که اثر اصلی تنش خشکی و آثار متقابل خشکی در قارچ برای این صفت معنی‌دار نیست. شکل (4) نشان می‌دهد تلقیح با تیمارهای مختلف قارچ باعث افزایش 11 درصدی شاخص بریکس در میوه گوجه‌فرنگی شده است و بالاترین مقدار شاخص بریکس مربوطه به گیاهان تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم قارچ (53/4) است. تأثیر مثبت تلقیح با قارچ S. indica بر شاخص بریکس نیشکر توسط جانسون و همکاران (Johnson et al., 2014) گزارش شده است. همچنین، گزارش شده است که قارچ S. indica تعداد میوه در بوته گوجه‌فرنگی را افزایش داده و باعث افزایش وزن میوه و مواد جامد محلول (TSS) می‌گردد (Abdelaziz et al., 2019). در مجموع به نظر می‌رسد قارچ با افزایش جذب عناصر غذایی و انتقال آنها به میوه و همچنین، بالا بردن میزان مواد جامد محلول باعث افزایش وزن تک میوه و بهبود کیفیت آن می‌شود.

 

 

 

 

شکل 3- اثر برهمکنش قارچ S. indica و تنش خشکی بر میزان کلسیم میوه گوجه‌فرنگی

(P0: تلقیح‌نشده؛ P1: تلقیح‌شده با اسپور؛ P2: تلقیح‌شده با عصاره سوسپانسیون میسیلیوم؛ P3: محلول‌پاشی برگی با عصاره محیط‌کشت؛ D0: نرمال؛ D1: تنش خشکی)

Fig. 3- Interaction effect of S. indica and drought stress interaction on tomato fruit calcium.

(P0: uninoculated; P1: inoculated with spore; P2: inoculated with mycelium suspension cultrate; P3: foliar application of culture filtrate; D0: Normal; D1: drought stress)

شکل 4- اثر تیمارهای مختلف قارچ S. indica بر شاخص بریکس میوه گوجه‌فرنگی

Fig 4- Effect of different treatments of S. indica on tomato fruit Brix

 

نتایج پژوهش حاضر نشان داد خشکی بر رشد و عملکرد گوجه‌فرنگی آثار منفی دارد. تنش خشکی با کاهش محتوای نسبی آب، پتاسیم و فسفر برگ و افزایش شاخص‌هایی نظیر نشت الکترولیت، سدیم و پراکسید هیدروژن آثار زیان‌‌باری بر رشد و نمو گوجه‌فرنگی دارد. نتایج پژوهش حاضر نشان داد اثر اسپور و عصاره میسیلیوم قارچ بر عملکرد کل و شاخص‌های فیزیولوژیک مانند محتوای کلروفیل و کاروتنوئید، محتوای نسبی آب، نشت الکترولیت، فسفر برگ، پتاسیم و کلسیم میوه معنی‌دار است. قارچ با افزایش رنگیزه‌های فتوسنتزی به حفظ فتوسنتز در شرایط تنش و محافظت از آن در برابر تنش اکسیداتیو کمک نموده است. همچنین، تیمار با قارچ توانسته است محتوای نسبی آب را در گیاهان تلقیح‌شده افزایش دهد. تلقیح با قارچ بر خلاف تنش خشکی، میزان سدیم برگ را کاهش و میزان پتاسیم را افزایش داده است. همچنین، کاهش میزان نشت الکترولیت در گیاهان تلقیح‌شده سبب حفظ پایداری گیاه در شرایط تنش خشکی شده است. مقایسه قارچ نشان داد تیمار با عصاره فیلترشده میسیلیوم قارچ اغلب صفات را به نحو مطلوبی تحت تأثیر قرار داده است و استفاده از عصاره کشت قارچ به‌صورت محلول‌پاشی کمترین تأثیر مثبت را داشته است. مقایسه اثر تیمارهای اسپور و عصاره میسیلیوم قارچ نشان داد که هر دو مایه تلقیح تأثیر تقریباً مشابهی دارند، اما عصاره میسیلیوم در مجموع بهتر است. با‌توجه‌به سهولت بیشتر کشت و تهیه میسیلیوم در مقایسه با اسپور، به نظر می‌رسد استفاده از عصاره میسیلیوم به‌عنوان کود زیستی قابلیت کاربرد بیشتری دارد که البته این امر نیازمند مطالعات بیشتر برای بهینه‌سازی روش استفاده و میزان غلظت آن است.
 
 
 
 
 
 
References
Abdelaziz, M., Abdelsattar, M., Abdeldaym, E., Atia, M., Mahmoud, A., Saad, M. and Heribert, H. (2019) Piriformospora indica alters Na+/K+ homeostasis, antioxidant enzymes and LeNHX1 expression of greenhouse tomato grown under salt stress. Scientia Horticulturae 256: 1-8.
Alam, M., Rahman, M. H., Mamun, M. A., Ahmad, I. and Islam, K. (2006) Enzyme activities in relation to sugar accumulation in tomato. Proceedings of the Pakistan Academy of Sciences 43(4): 241-248.
Arnon, D. I. (1949) Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenol oxidase in Beta vulgaris. Plant Physiology 24(1): 1-15.
Bajaj, R., Hu, W., Huang, Y., Chen, S., Prasad, R., Varma, A. and Bushley, E. (2015) The beneficial root endophyte Piriformospora indica reduces egg density of the soybean cyst nematode. Biological Control 90: 193-199.
Barrs, H. D. and Weatherley, P. E. (1962) A re-examination of the relative turgidity technique for estimating water deficits in leaves. Australian Journal of Biological Sciences 15(3): 413-428.
Basiouny, F. M., Basiouny, K. and Maloney, M. (1994) Influence of water stress on abscisic acid and ethylene production in tomato under different PAR levels. Journal of Horticultural Science 69 (3): 535-541.
Bates, L., Waldren, P. and Teare, I. D. (1973) Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and Soil 39(1): 205-207.
Baum, C., El-Tohamy, W. and Gruda, N. (2015) Increasing the productivity and product quality of vegetable crops using arbuscular mycorrhizal fungi: a review. Scientia Horticulturae 187: 131-141.
Costa, F., Baeta, M., Saraiva, D., Verissimo, M. and Ramos, F. (2011) Evolution of mineral contents in tomato fruits during the ripening process after harvest. Food Analytical Methods 4(3): 410-415.
Davies, J., Olalde-Portugal, V., Aguilera-Gomez, L., Alvarado, M. J., Ferrera-Cerrato, R. C. and Boutton, T. W. (2002) Alleviation of drought stress of Chile ancho pepper (Capsicum annuum L. cv. San Luis) with arbuscular mycorrhiza indigenous to Mexico. Scientia Horticulturae 92(3-4): 347-359.
Eichholz, I., Förster, N., Ulrichs, C., Schreiner, M. and Huyskens-Keil, S. (2014) Survey of bioactive metabolites in selected cultivars and varieties of Lactuca sativa L. under water stress. Journal of Applied Botany and Food Quality 87: 265-273.
Ershadi, A., Karimi, R. and Naderi Mahdei, K. (2016) Freezing tolerance and its relationship with soluble carbohydrates, proline and water content in 12 grapevine cultivars. Acta Physiologiae Plantarum 38(1): 1-10.
Farooq, M., Wahid, A., Kobayashi, N., Fujita, D. and Basra, S. (2009) Plant drought stress: effects, mechanisms and management. Agronomy for Sustainable Development 153-188.
Franco, J. A., Bañón, S., Vicente, M. J., Miralles, J. and Martínez-Sánchez, J. J. (2011) Root development in horticultural plants grown under abiotic stress conditions–a review. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology 86(6): 543-556.
Ghabooli, M. (2014) Effect of Piriformospora indica inoculation on some physiological traits of barley (Hordeum vulgare) under salt stress. Chemistry of Natural Compounds 50(6): 1082-1087.
Ghabooli, M., Khatabi, B., Shahriary Ahmadi, F., Sepehri, M., Mirzaei, M., Amirkhani, A., Jorrín-Novo, J. V. and Hosseini Salekdeh, G. (2013) Proteomics study reveals the molecular mechanisms underlying water stress tolerance induced by Piriformospora indica in barley. Journal of Proteomics 94: 289-301.
Ghaffari, M. R., Ghabooli, M., Khatabi, B., Hajirezaei, M. R., Schweizer, P. and Salekdeh, G. H. (2016) Metabolic and transcriptional response of central metabolism affected by root endophytic fungus Piriformospora indica under salinity in barley. Plant Molecular Biology 90(6): 699-717.
Gill, S., Gill, R., Trivedi, D. K., Anjum, N. A., Sharma, K., Ansari, M. W., Ansari, A., Johri, A. K., Prasad, R. and Pereira, E. (2016) Piriformospora indica: potential and significance in plant stress tolerance. Frontiers in Microbiology 7: 1-20.
Gliessman, S. R. (2007) Agroecology: the ecology of sustainable food systems. CRC Press. Boca Ratón.
Gupta, P. K. (1999) Soil, plant, water and fertilizer analysis. Agro Botanica, India.
Hare, P. D., Cress, W. A. and Staden, J. V. (1999) Proline synthesis and degradation: a model system for elucidating stress-related signal transduction. Journal of Experimental Botany 50(333): 413-434.
Hasanuzzaman, M., Nahar, K., Gill, S. and Fujita, M. (2013) Drought stress responses in plants, oxidative stress, and antioxidant defense. In: Climate Change and Plant Abiotic Stress Tolerance (Eds. Gill, S. and Tuteja, N.). 209-250. Wiley-Blackwell.
Hawkesford, M., Horst, W., Kichey, T., Lambers, H., Schjoerring, J., Skrumsager, I. and White, P. (2012). Function of macronutrients. In: Marschner’s Mineral Nutrition of Higher Plants, Ed. Marschner P. 135-472. Academic Press, London.
Hohen, E., Gasser, F., Guggenbühl, B. and Künsch, U. (2003) Efficacy of instrumental measurements for determination of minimum requirements of firmness, soluble solids, and acidity of several apple varieties in comparison to consumer expectations. Postharvest Biology and Technology 27(1): 27-37.
Hosseini, S. A., Réthoré, E., Pluchon, S., Ali, N., Billiot, B. and Yvin, H. C. (2019) Calcium application enhances drought stress tolerance in sugar beet and promotes plant biomass and beetroot sucrose concentration. International Journal of Molecular Sciences 20(15): 1-22.
Irigoyen, J. J., Emerich, D. W. and Sanchez-Diaz, M. (1992) Alfalfa leaf senescence induced by drought stress: photosynthesis, hydrogen peroxide metabolism, lipid peroxidation and ethylene evaluation. Physiologia Plantarum 84: 67-72.
Jaleel, C., Manivannan, A., Muhammad Farooq, A. W., Jasim Al-Juburi, H., Somasundaram, R. and Panneerselvam, R. (2009) Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agricultural Biology 11(1): 100-105.
Jiao, Y., Ouyang, H. L., Jiang, Y. J., Kong, X. Z., He, W., Liu, W. X., Yang, B. and Xu, F. L. (2017) Effects of phosphorus stress on the photosynthetic and physiological characteristics of Chlorella vulgaris based on chlorophyll fluorescence and flow cytometric analysis. Ecological Indicators 78: 131-141.
Jisha, S., Gouri, P. R., Anith, K. N. and Sabu, K. K. (2018) Stress analysis and cytotoxicity in response to the biotic elicitor, Piriformospora indica and its' cell wall extract in Centella asiatica L. Urban. Physiological and Molecular Plant Pathology 103: 8-15.
Jogawat, A., Meena, M. K., Kundu, A., Varma, M. and Vadassery, J. (2020) Calcium channel CNGC19 mediates basal defense signaling to regulate colonization by Piriformospora indica in Arabidopsis roots. Journal of Experimental Botany 71(9): 2752-2768.
Johnson, J. M., Alex, T. and Oelmüller, R. (2014) Piriformospora indica: the versatile and multifunctional root endophytic fungus for enhanced yield and tolerance to biotic and abiotic stress in crop plants. Journal of Tropical Agriculture 52(2): 103-122.
Karpinski, S., Reynolds, H., Karpinska, B., Wingsle, G., Creissen, G. and Mullineaux, P. (1999) Systemic signaling and acclimation in response to excess excitation energy in Arabidopsis. Science 284(5414): 654-657.
Karimi, F., Sepehri, M., Afuni, M. and Hajabbasi, M. A. (2015) Effect of endophytic fungus, Piriformospora Indica, on barley resistance to lead. Journal of Water and Soil Science 19(71): 311-321 (in Persian)
Khalid, M., Hassani, D., Liao, J., Xiong, X., Bilal, M. and Huang, D. (2018) An endosymbiont Piriformospora indica reduces adverse effects of salinity by regulating cation transporter genes, phytohormones, and antioxidants in Brassica campestris ssp. Chinensis. Environmental and Experimental Botany 153: 89-99.
Khalid, M., Rahman, S. U. and Huang, D. F. (2019) Molecular mechanism underlying Piriformospora indica-mediated plant improvement/protection for sustainable agriculture. Acta Biochimica et Biophysica Sinica 51(3): 229-242.
Khalvandi, M., Amerian, M., Pirdashti, H., Baradaran Firoozabadi, M. and Gholami, A. (2017) Effects of Piriformospora indica fungi symbiotic on the quantity of essential oil and some physiological parameters of peppermint in saline conditions, Iranian Journal of Plant Biology 9(2): 1-20 (in Persian).
Kumar, V., Rajauria, G., Sahai, V. and Bisaria, V. S. (2012) Culture filtrate of root endophytic fungus Piriformospora indica promotes the growth and lignan production of Linum album hairy root cultures. Process Biochemistry 47(6): 901-907.
Lee, Y., Nishizawa, T., Takemoto, M., Kumazaki, K., Yamashita, K., Hirata, K., Minoda, A., Nagatoishi, S., Tsumoto, K., Ishitani, R. and Nureki, O. (2017) Structure of the triose-phosphate/phosphate translocator reveals the basis of substrate specificity. Nature Plants 3(10): 825-832.
Lokhande, V., Dayaram Nikam, T. and Penna, S. (2010) Biochemical, physiological and growth changes in response to salinity in callus cultures of Sesuvium portulacastrum L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 102(1): 17-25.
Lorestani, S., Ghabooli, M., Movahedi, Z. and Karimi, R. (2018) An evaluation of fungus Piriformospora indica effects on some morphophysiological traits of valerine under drought stress. Journal of Iranian Plant Ecophysiological Research 13(50): 41-52. (in Persian)
Malla, R., Prasad, R., Kumari, R., Giang, P. H., Pokharel, U., Oelmüller, R. and Varma, A. (2004) Phosphorus solubilizing symbiotic fungus: Piriformospora indica. Endocytobiosis Cell Research 15(2): 579-600.
Manafi, H., Aliasgharzad, N., Neyshabouri, M. and Rejali, F. (2012) Tolerance to water deficit stress in tomato inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi. Water and Soil Science 22(2): 1-17.
Mensah, R. A., Li, D., Liu, F., Tian, N., Sun, X., Hao, X., Lai, Z. and Cheng, C. (2020) Versatile Piriformospora indica and its potential applications in horticultural crops. Horticultural Plant Journal 6(2): 111-121.
Oelmüller, R., Sherameti, I., Tripathi, S. and Varma, A. (2009) Piriformospora indica, a cultivable root endophyte with multiple biotechnological applications. Symbiosis 49(1): 1-17.
Panda, S., Busatto, N., Hussain, K. and Kamble, A. (2019) Piriformospora indica-primed transcriptional reprogramming induces defense response against early blight in tomato. Scientia Horticulturae 255: 209-219.
Pingping, W., Chubin, W. and Biyan, Z. (2017) Drought stress induces flowering and enhances carbohydrate accumulation in Averrhoa Carambola. Horticultural Plant Journal 3(2): 60-66.
Rahimi, A., Dovlati, B., Amirnia, R. and Heydarzade, S. (2019) Effect of application of mycorrhizal fungus and Azotobacter on physiological characteristics of Trigonella foenum-graecum L. under water stress conditions. Iranian Journal of Plant Biology 11(4): 1-18 (in Persian).
Rahnama, H. and Ebrahimzadeh, H. (2004) The effect of NaCl on proline accumulation in potato seedlings and calli. Acta Physiologiae Plantarum 26(3): 263-270.
Rajaeian, S., Ehsanpour, A. and Toghyani, M. M. (2015) Changes in phenolic compound, TAL, PAL activity of Nicotiana rustica triggered by ethanolamine pretreatment under in vitro salt stress condition. Iranian Journal of Plant Biology 7 (26): 1-12 (in Persian).
Rani, M., Raj, S., Dayaman, V., Kumar, M., Dua, M. and Johri, A. K. (2016) Functional characterization of a hexose transporter from root endophyte Piriformospora indica. Frontiers in Microbiology 7: 1-15.
Rezaei, E., Ghabooli, M., Movahedi, Z. and Mohsenifard, E. (2020) Effect of Piriformospora indica inoculation on some morphophysiological parameters in licorice (Glycyrrhiza glabra L.) under drought stress. Iranian Journal of Plant Physiology 10(4): 3379-3389 (in Persian).
Ryan, J., Estefan, G. and Rashid, A. (2001) Soil and plant analysis laboratory manual. 2nd ed. International Center for Agricultural Research in the Dry Areas (ICARDA), Aleppo, Syria.
Shahabivand, S., Parvaneh, A. and Aliloo, A. A. (2017) Root endophytic fungus Piriformospora indica affected growth, cadmium partitioning and chlorophyll fluorescence of sunflower under cadmium toxicity. Ecotoxicology and Environmental Safety 145: 496-502.
Sircelj, H., Batic, F. and Stampar, F. (1999) Effects of drought stress on pigment, ascorbic acid and free amino acids content in leaves of two apple tree cultivars. Phyton, Annales Rei Botanicae, Horn 39(3): 97-100.
Swetha, S. and Padmavathi, T. (2020) Mitigation of drought stress by Piriformospora indica in Solanum melongena L. cultivars. Proceedings of the National Academy of Sciences, India Section B: Biological Sciences 90(3): 585-593.
Vadassery, J., Ranf, S., Drzewiecki, C., Mithöfer, A., Mazars, C., Scheel, D., Lee, J. and Oelmüller, R. (2009) A cell wall extract from the endophytic fungus Piriformospora indica promotes growth of Arabidopsis seedlings and induces intracellular calcium elevation in roots. The Plant Journal 59(2): 193-206.
Varma, A., Verma, S., Sahay, N., Bütehorn, B. and Franken, P. (1999) Piriformospora indica, a cultivable plant-growth-promoting root endophyte. Applied and Environmental Microbiology 65(6): 2741-2744.
Velikova, V. and Loreto, F. (2005) On the relationship between isoprene emission and thermotolerance in Phragmites australis leaves exposed to high temperatures and during the recovery from a heat stress. Plant, Cell and Environment 28(3): 318-327.
Wu, Q. and Xia, R. (2006) Arbuscular mycorrhizal fungi influence growth, osmotic adjustment and photosynthesis of citrus under well-watered and water stress conditions. Journal of Plant Physiology 163(4): 417-425.
Yun, P., Xu, L., Wang, S., Shabala, L., Shabala, S. and Zhang, W. (2018) Piriformospora indica improves salinity stress tolerance in Zea mays L. plants by regulating Na+ and K+ loading in root and allocating K+ in shoot. Plant Growth Regulation 86(2): 323-331.
Zhu, X., Song, F. and Xu, H. (2010) Arbuscular mycorrhizae improves low temperature stress in maize via alterations in host water status and photosynthesis. Plant and Soil 331(1-2): 129-137.