نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه زیست شناسی، واحد مرودشت، دانشگاه آزاد اسلامی، مرودشت، ایران

2 گروه علوم و زیست فناوری گیاهی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، دانشگاه شهید بهشتی، تهران، ایران

10.22108/ijpb.2022.133823.1287

چکیده

فتوسنتز یکی از مهمترین فرایندهای فیزیولوژیک هست که در گیاهان تحت تأثیر تنش شوری قرار دارد.  نیتریک اکساید به‌عنوان یک مولکول سیگنال تاثیرگذار در پاسخ‌های گیاهان به تنش‌های محیطی شناخته شده است. گیاه گوجه‌فرنگی (Lycopersicon esculentum L.) با داشتن طیف متنوعی از ویتامین‌ها و عناصر غذایی از لحاظ اقتصادی و تغذیه‌ای حائز اهمیت است. در این تحقیق تأثیرات سطوح متفاوت تنش شوری شامل 0، 50، 100 و 150 میلی‌مولار کلریدسدیم و ماده سدیم نیتروپروساید به‌عنوان دهنده نیتریک اکساید در سطوح 0، 100 و 200 میکرومولار بر تغییرات شاخص‌های متفاوت فتوسنتزی از طریق ثبت فلورسنس کلروفیل a و روش JIP تست مورد بررسی قرار گرفت. نتایج این تحقیق نشان داد که تنش شوری باعث کاهش کارایی کمپلکس تجزیه کننده آب در فتوسیستم II می‌شود. همچنین، تنش شوری سبب کاهش کارایی واکنش‌های نوری فتوسیستم II (φPo/(1-φPo)) و شاخص کارایی مراکز فعال واکنش (γRC/(1-γRC)) شد. کارایی واکنش‌های بیوشیمیایی انتقال الکترون(ψo/(1-ψo))  و میزان احیای آخرین پذیرنده الکترون در فتوسیستم I (δRo/(1-δRo)) نیز با تنش شوری کاهش یافت . شاخص PITotal نیز نشان داد که تنش شوری عملکرد کلی دستگاه فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا انتهای فتوسیستم I را کاهش داده است. همچنین، تنش شوری سبب کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل شد و میزان کل کاروتنوئید، فلاونوئید و ترکیبات پلی‌فنلی در تنش شوری افزایش یافت. استفاده از SNP به‌عنوان دهنده نیتریک اکساید نیز توانست آثار تنش شوری را در تمامی شاخصهای ذکر شده تعدیل کند. نتایج این پژوهش در مجموع نشان داد که در سیستم فتوسنتزی گیاه گوجه‌فرنگی، مرحله انتقال الکترون در زنجیره حساس‌ترین نقطه به تنش شوری و غلظت 100 میکرومولار SNP مناسب‌ترین غلظت برای تعدیل آثار تنش شوری است.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of exogenous nitric oxide on some photosynthetic parameters in tomato (Lycopersicon esculentum L.) under salinity stress

نویسندگان [English]

  • Mehdi Mirzaei Chegeni 1
  • Mojtaba Jafarinia 1
  • Ali Akbar Ghotbi Ravandi 2

1 Department of Biology, Marvdasht Branch, Islamic Azad University, Marvdasht, Iran

2 Department of Plant Sciences and Biotechnology, Faculty of Life Sciences and Biotechnology, Shahid Beheshti University, Tehran, Iran

چکیده [English]

Photosynthesis is one of the most important physiological processes that is negatively affected by salinity stress in plants. Nitric oxide is known as an influential signal molecule in plant responses to environmental stresses. The tomato plant (Lycopersicon esculentum L.) contains a wide range of vitamins and nutrients that are economically and nutritionally important. In the present study, the effects of different levels of salinity stress including 0, 50, 100 and 150 mM NaCl and sodium nitroprusside (SNP) at 0, 100 and 200 μM levels on different photosynthetic parameters were investigated by JIP test. The results of this study showed that salinity stress reduced the efficiency of the oxygen-evolving complex in photosystem II. Salinity reduces the efficiency of light reactions of the photosystem II (φPo/(1-φPo)) and the efficiency index of active reaction centers (γRC/(1-γRC)). Furthermore, the efficiency of biochemical reactions of electron transport (ψo/(1- ψo)) and the efficiency index of reduction of the end electron acceptor in photosystem I (δRo/(1-δRo)) decreased with salinity stress. The results also revealed that salinity stress reduced the overall performance of the photosynthetic apparatus from the beginning of photosystem II to the end of photosystem I (PITotal). Salinity stress reduced photosynthetic pigments, including chlorophyll a, chlorophyll b and total chlorophyll, and a significant increase in total carotenoids, total polyphenolic content and total flavonoid were observed under salinity stress. The use of SNP as a nitric oxide donor mitigated the effects of salinity stress in all the mentioned parameters. The results of this study showed that in the photosynthetic apparatus of the tomato plants, the electron transport chain is the most sensitive point to salinity stress and 100 μM SNP is the most effective concentration to alleviate the effects of salinity stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Nitric oxide
  • Photosynthesis
  • Salinity
  • Tomato

مقدمه.

گیاهان در طول زندگی خود با تنش‌های متفاوت زیستی و غیرزیستی مواجه هستند که می‌تواند بر رشد، نمو و عملکرد طبیعی آنها تأثیر بگذارد. در پاسخ به تنش، گیاهان دچار تغییراتی در تنظیم بیان ژن، متابولیسم و فیزیولوژی خود می‌شوند (Costa and Farrent, 2019). تنش شوری یکی از مهم‌ترین تنش‌های غیرزیستی است که از طریق ایجاد آثار ویژه یونی، تغییر شرایط اسمزی و ایجاد عدم تعادل در جذب مواد غذایی می‌تواند تأثیرات منفی خود را بر گیاه و متابولیسم آن اعمال نماید. شوری می‌تواند در بسیاری از فرایندهای فیزیولوژیک گیاه اختلال ایجاد نماید که ازآن‌‌جمله می‌توان به کاهش رشد در نتیجه اختلال در تعادل و جذب مواد غذایی، اختلال در متابولیسم اسیدهای آمینه و پروتئین‌ها، کاهش سطح انرژی سلولی و اختلال در فتوسنتز اشاره نمود .(Toscano et al., 2019). فتوسنتز یکی از مهمترین فرایندهای فیزیولوژیک هست که در گیاهان تحت تأثیر تنش شوری قرار دارد. در اکثر گیاهان، پاسخ به شرایط استرس وابسته به توانایی سیستم فتوسنتزی در پاسخ به تنش‌ها است و مخصوصاً فتوسیستم II نقش مهمی را در این زمینه ایفا می‏کند (Jafarinia and Shariati, 2012). روش‌های متفاوتی برای بررسی عملکرد سیستم فتوسنتزی در گیاهان وجود دارد که ازآن‌جمله به اندازه‌گیری میزان فتوسنتز، میزان تبادل گازهای فتوسنتزی، میزان تعرق و هدایت روزنه‌ای، اندازه‌گیری عملکرد گیاه براساس تولید ماده و اندازه‌گیری میزان فلورسانس کلروفیل a اشاره کرد (Mathur et al., 2014). شرایط تنش می‏تواند موجب تغییر خصوصیات و میزان فلورسانس کلروفیل a شود (Strasser et al., 2004). آنالیز تغییرات کینتیک فلورسانس کلروفیل a اطلاعات مهمی را در مورد ساختار و عملکرد فتوسنتزی، مخصوصاً فتوسیستم II فراهم می‏کند (Dabrowski etal., 2019). Strasser و همکاران (1995) روشی به نام JIP تست معرفی کردند که می‌توانست اطلاعات اولیه حاصل از کینتیک فلورسانس کلروفیل a را از طریق نرم افزارهای مخصوصی به شاخص‎های بیوفیزیکی تبدیل کند. این شاخص‌ها بیانگر بسیاری از اتفاقات فیزیولوژیک است که گیاه در فتوسیستم II و زنجیره انتقال الکترون در شرایط تنش با آن مواجه است. این روش به‌عنوان یک روش سریع و غیر تهاجمی به گیاه در شرایط in vivo برای بررسی عملکرد سیستم‌های فتوسنتزی در شرایط تنش به‌خوبی توانسته در تحقیقات متعددی بر روی گیاهان، کارایی خود را نشان دهد. در تحقیقی بر روی گیاه کلزا Jafarinia  و Shariati (2012) نشان دادند که تنش شوری کوتاه مدت می‌تواند سایت‌های گیرنده الکترون در سیستم فتوسنتزی را دچار اختلال نماید و با افزایش بلند مدت شوری، سایت دهنده الکترون در فتوسیستم II نیز دچار کاهش عملکرد می‌شود. در تحقیق دیگری Dabrowski  و همکاران (2019) تأثیرات تنش خشکی در گیاه چمن را مورد بررسی قرار دادند و نتایج آنها نشان داد که انتقال الکترون در زنجیره به‌دلیل اختلال در عملکرد کمپلکس تجزیه کننده آب و عدم تعادل در جریان ورودی و خروجی الکترون به مراکز واکنش دچار کاهش شده است. نتایج تحقیقات Kalaji  و همکاران (2018) در بررسی تأثیرات تنش خشکی و شوری بر گیاه دارویی زیرفون از طریق بررسی فلورسانس کلروفیل a نشان داد که تنش خشکی زودتر از تنش شوری فتوسیستم II را تحت تاثیر قرار می‌دهد.

نیتریک اکساید (NO) یک گونه نیتروژن ردوکس، گازی و بسیار واکنش‌پذیر است که در سلول‌های زنده در شرایط عادی و همچنین، تحت شرایط استرس زیستی و غیرزیستی تولید می‌شود (Lau et al., 2021). علاوه‌‌براین، تامین برون‌زای نیتریک اکساید از طریق ترکیبات دهنده نیتریک اکساید مثل سدیم نیتروپروساید (SNP) به فعال شدن آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی منجر می‌شود و رادیکال‌های آزاد را محدود می‌کند (Begum et al., 2019). تحقیقات نشان داده است نیتریک اکساید می‌تواند طیف وسیعی از پاسخ‌های فیزیولوژیک را در گیاهان تحریک کند (Lau et al., 2021). تغییرات در سطوح نیتریک اکساید درون‌زاد و یا کاربرد برون‌زاد آن می‌تواند مقاومت به تنش غیرزیستی را تنظیم کند و به‌طور مستقیم یا غیرمستقیم تأثیرات نامطلوب تنش غیرزیستی را کاهش می‌دهد (Wani et al., 2021).

براساس گزارش فائو (2021) گوجه‌فرنگی با نام علمی (Lycopersicon esculentum L.) با تولید بالغ بر 185 میلیلون تن در سال در جهان یکی از مهمترین گیاهان در جنبه اقتصادی بوده و در سبد غذایی انسان نقش مهمی دارد. گوجه‌فرنگی به‌دلیل دارا بودن ویتامین‌های مختلف و مواد معدنی مانند: کلسیم، فسفر و آهن در تأمین انرژی و تقویت بدن نقش موثری ایفا می‌کند. بررسی ترکیبات و مواد موجود در گوجه‌فرنگی نشان می‌دهد که در میوه‌ی گوجه‌فرنگی رسیده، گلوکز، فروکتوز، ساکارز و تقریبا تمام آمینواسیدهای اصلی به استثنای ترپتوفان وجود دارد (Collins et al., 2022). ازآنجا‎که شناخت اصول فیزیولوژیک مقابله گیاهان با تنش شوری می‌تواند به درک بهتر مکانسیم‌های درگیر در پاسخ گیاهان به تنش‌های محیطی کمک نماید و از سوی دیگر، ترکیبات تاثیرگذار بر گیاهان در مواجهه با تنش‌ها، می‌توانند سبب عملکرد بهتر گیاه و افزایش کارایی آن‌ها در این شرایط گردد، بنابراین، در این تحقیق تأثیرات ماده نیتریک اکساید بر نحوه پاسخ فتوسنتزی گیاه گوجه‌فرنگی در شرایط تنش شوری مورد بررسی قرار گرفته است. برتری روش JIP تست که نسبت به روش‌های قدیمی بررسی فلورسانس کلروفیل a، جزییات بیشتر و دقیق‌تری از نحوه تغییرات سیستم فتوسنتزی در گیاهان ارائه می‌دهد، ازجنبه‌های اهمیت و نوآوری تحقیق حاضر است. 

 

مواد و روش‌ها

منابع تهیه بذر، نحوه آزمایش و طرح آزمایش

این تحقیق در طی سال‌های 1399 تا 1400 در گلخانه دانشگاه آزاد اسلامی واحد مرودشت انجام شد. برای انجام این طرح، آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی انجام و از بذرهای رقم ردکلود گوجه‌فرنگی (Lycopersicon esculentum L.) استفاده شد.

 

نحوه انجام آزمایش

 برای انجام این آزمایش از کشت گیاهان در گلدان استفاده شد. به‌این‌منظور 120 گلدان یک کیلوگرمی تهیه و در هر کدام مقدار یک کیلوگرم خاک اضافه شد. خاک مورد استفاده در این تحقیق براساس آنالیز خاک شامل 5/29 درصد ماسه، 5/37 درصد سیلت و 33 درصد رس بود. غلظت‌های 0، 50، 100 و 150 میلی‌مولار کلرید سدیم به‌عنوان سطوح تنش شوری در نظر گرفته شدند و ده گلدان برای هر گونه و تیمار شوری آماده شد. همچنین، ماده SNP به‌عنوان دهنده نیتریک اکساید در سه سطح و غلظت‌های 0، 100 و 200 میکرومولار تهیه شد. (یک رقم، چهار سطح شوری،سه سطح SNP و ده تکرار). پس از هفته دوم و در مرحله چهار برگی، اعمال تیمارهای شوری آغاز شد. مقدار نمک مورد نیاز برای تأمین غلظت هرتیمار از طریق حل در یک لیتر آب تهیه و به خاک هر گلدان در 7 روز متوالی و روزانه حدود 150 سی‌سی اضافه شد. برای جلوگیری از خروج نمک همراه آب، میزان آبیاری در حدی تنظیم شد که هیچ آبی از ته ظرف خارج نشود. در آبیاری‌های بعدی نیز از آب معمولی به مقداری استفاده شد که آبی از گلدان خارج نشود، تا مقدار نمک موجود در خاک تغییر نکند. ماده SNP نیز در غلظت‌های متفاوت از طریق اسپری روی برگ گیاه در هنگام تاریکی و به میزان دوبار در هفته انجام شد و یک ماه پس از اعمال تنش شوری و تیمار SNP و هنگامی که تأثیرات تنش شوری مشخص شد میزان فلورسنس کلروفیل a در برگ گیاهان اندازه‌گیری شد.

 

نحوه اندازه‌گیری فلورسنس کلروفیل a

 برای اندازه‌گیری فلورسنس کلروفیل a از دستگاه Handy PEA Analyzer, (Plant Efficeincy Hansatech, UK) استفاده شد. به‌این‌منظور ابتدا برگ‌های مشخصی از گیاهان شاهد و تحت تیمار در موقعیت‌های یکسان فیلوتاکسی انتخاب و گیره‌های مخصوصی به آن‌ها اتصال یافت. 30 دقیقه پس از تاریکی، نوری معادل با 3000 میکرومول فوتون (m-2 s-1) از طریق سه LED قرار داده شده در دستگاه Handy PEA به سطح مشخص شده در برگ تابیده و میزان فلورسنس کلروفیل a ساطع شده از برگ در یک ثانیه و در 118 نقطه توسط دستگاه اندازه‌گیری شد. در مرحله بعد با استفاده از نرم‌افزار Biolyzer HP4 و با روشی موسوم به JIP-test اطلاعات اولیه فلورسنس به شاخص‌های بیوفیزیکی (که به همراه تعریف آن‌ها در جدول 1 ذکر شده است) تبدیل و در نهایت تجزیه و تحلیل شدند (Strasser et al., 2004).

 

 

جدول 1- شاخص‌های بیوفیزیکی استخراج شده از اطلاعات اولیه فلورسنس کلروفیل a

Table 1- Biophysical parameters extracted from the initial information of chlorophyll a fluorescence

تعریف شاخص

شاخص

شاخص کارایی کمپلکس تجزیه کننده آب  در فتوسیستم II

Fv/F0

شاخص کارایی مراکز فعال واکنش در فتوسیستم II 

RC/(1-γRC)

شاخص کارایی انتقال الکترون از پلاستوکینون احیا شده به پذیرنده‌های نهایی الکترون در فتوسیستم  I

δRo/(1-δRo))

شاخص کارایی واکنش‌های بیوشیمیایی در فتوسیستم II

ψo/(1-ψo))

شاخص کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II

 (φPo/(1-φPo)

شاخص کارایی دستگاه فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا پذیرنده‌های انتهایی فتوسیستم I

PITotal

 

نحوه اندازه‌گیری رنگیزه‌های فتوسنتزی

برای اندازه‌گیری میزان کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئید کل، از استخراج رنگیزه‌ها از بافت تازه گیاه در استون 80 درصد استفاده شد. برای این‌منظور محلول استخراج شده صاف و از طریق دستگاه اسپکتروفوتومتر (T60-UV, UK) در طول موج‌های 663، 646 و 470 نانومتر به‌ترتیب برای کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئید خوانده و از طریق روش Sarker و Oba (2018) اندازه‌گیری شد.

 

اندازه‌گیری میزان فلاونوئید کل و پلی‌فنل کل

برای اندازه‌گیری فلاونوئید و پلی‌فنل کل ابتدا یک گرم از بافت خشک برگ گیاه به‌مدت یک ساعت در 40 میلی‌لیتر متانول 90 درصد با استفاده از حمام آب‌ گرم حل شد. برای اندازه‌گیری فلاونوئید کل، براساس روش Sarker و Oba (2018)، پانصد میکرولیتر عصاره برگ فیلتر شده به یک لوله آزمایش با 5/1 میلی‌لیتر متانول، 1/0 میلی‌لیتر کلرید آلومینیوم 10 درصد، 1/0 میلی لیتر استات پتاسیم 1 مول در لیتر و 8/2 میلی لیتر آب مقطر منتقل شد. پس از 30 دقیقه در دمای اتاق، جذب محلول در طول موج 415 نانومتر با روش اسپکتروفتومتری (T60-UV, UK) اندازه‌گیری شد. غلظت کل ترکیبات فلاونوئیدی در عصاره برگ با استفاده از معادله به‌دست آمده از نمودار استاندارد ماده روتین تعیین شد. برای اندازه‌گیری پلی‌فنل کل براساس روش Sarker و Oba (2018)، 50 میکرولیتر از محلول عصاره برگ در یک لوله آزمایش با 1 میلی‌لیتر از معرفFolin-Ciocalteu  که قبلا به نسبت 1:4با آب مقطر رقیق شده بود مخلوط شد. پس از 3 دقیقه، 1 میلی‌لیتر کربنات سدیم 10درصد به‌آن اضافه و مخلوط به مدت 1 ساعت در تاریکی قرار داده شد. جذب در طول موج 760 نانومتر با روش اسپکتروفتومتری(T60-UV, UK) اندازه‌گیری شد. غلظت کل ترکیبات فنلی در عصاره برگ با استفاده از معادله به دست آمده از نمودار استاندارد اسید گالیک تعیین شد.

 

تجزیه و تحلیل داده ها

برای تحلیل داده‌ها و رسم شکل‌ها از نرم‌افزارهای Biolyzer HP4، SPSS  و Excel

استفاده شد.

 

نتایج

بررسی تأثیرات سطوح متفاوت شوری و SNP بر میانگین کارایی کمپلکس تجزیه کننده آب در فتوسیستم II (Fv/F0) در گیاه گوجه‌فرنگی

 نتایج شکل 1  (A) نشان می‌دهد که تنش شوری از عملکرد کمپلکس تجزیه‌کننده آب کاسته است. براساس جدول 2 در تیمار 150 میلی‌مولار کلرید‌سدیم بیشترین کاهش نسبت به نمونه شاهد به مقدار 75/37 درصد مشاهده می‌شود. همچنین، نتایج نشان داد که استفاده از ماده SNP فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب را بهبود داده است. در بالاترین سطح شوری در زمان استفاده از 100 میکرومول SNP میزان کاهش عملکرد کمپلکس نسبت به شاهد 78/19 درصد است که حدود 17 درصد بهبود عملکرد نسبت به نمونه شاهد را نشان می‌دهد. نتایج این تحقیق نشان داد که غلظت 100 میکرومولار SNP مناسب‌ترین غلظت برای تعدیل فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب است.

 

بررسی آثار سطوح متفاوت شوری و SNP بر میانگین کارایی مراکز فعال واکنش در فتوسیستم II RC/(1-γRC)) در گیاه گوجه‌فرنگی

براساس نتایج شکل 1 (B) با افزایش تنش شوری از کارایی مراکز فعال واکنش کاسته شده است و در بالاترین سطح شوری نسبت به نمونه شاهد 23/45 درصد کاهش مشاهده شد. همچنین، نتایج جدول 2 نشان داد که استفاده از 100 میکرومولار SNP در تنش شوری سبب بهبود کارایی مراکز فعال واکنش در احیای نخستین پذیرنده الکترون در فتوسیستم II شده است، به‌طوری‌که در تیمار 150 میلی‌مولار کلریدسدیم استعمال 100 میکرومولار SNP در حدود 20 درصد بهبود کارایی در شاخص کارایی مراکز فعال واکنش را نشان می‌دهد.

 

 بررسی آثار سطوح متفاوت شوری و SNP بر میانگین کارایی انتقال الکترون از پلاستوکینون احیا شده به پذیرنده‌های نهایی الکترون در فتوسیستم I (δRo/(1-δRo)) در گیاه گوجه‌فرنگی

 این شاخص به بررسی کارایی واکنش‌هایی می‌پردازد که سبب تحویل الکترون به فتوسیستم I و احیای آخرین پذیرنده‌های آن (فرودوکسین، NADP+ و سایر حدواسط‌ها) می‌شود. نتایج شکل 1 (C) و جدول 2 نشان داد که این شاخص نیز با افزایش شوری دچار کاهش عملکرد شده است. استفاده از SNP در سطوح بالای شوری سبب بهبود شرایط شده است، به‌طوری‌که با استفاده از 100 میکرومولار SNP حدود 18 درصد بهبود کارایی نسبت به شرایط عدم حضور SNP اتفاق افتاده است. در تمامی تیمارها تأثیرات غلظت 200 میکرومولار SNP نسبت به 100 میکرومولار کمتر است که نشانگر مناسب‌تر بودن مقدار 100 میکرومولار SNP است.

بررسی تأثیرات سطوح متفاوت شوری و SNP بر شاخص کارایی واکنش‌های بیوشیمیایی در فتوسیستم II o/(1-ψo)) در گیاه گوجه‌فرنگی

این شاخص به بررسی کارایی واکنش‌هایی می‌پردازد که الکترون‌های آزاد شده از فتوسیستم II را به فتوسیستم I تحویل می‌دهد. به‌عبارت دیگر کلیه واکنش‌های اکسید و احیایی که در حدفاصل دو فتوسیستم اتفاق می‌افتد در این شاخص منعکس می‌شود. نتایج شکل 1 (D) و جدول 2 نشان داد که این واکنش‌ها تحت تأثیر تنش شوری دچار کاهش شده‌اند. تیمارهای شوری بدون SNP شامل 50، 100 و 150 میلی‌مولار کلرید سدیم به‌ترتیب: 43/13، 29/21 و 13/57 درصد کاهش نسبت به تیمار شاهد را نشان دادند که مشخص می‌کند افزایش سطوح شوری به‌طور موثری از کارایی واکنش‌های انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی کاسته است، به‌طوری‌که در بالاترین سطح شوری این واکنش‌ها حدود نیمی از کارایی واکنشی خود را از دست داده‌اند (13/57 درصد کاهش). همچنین، نتایج مشخص می‌کند که اعمال SNP به‌ویژه با غلظت 100 میکرومولار در تمامی سطوح شوری عملکرد واکنش‌ها را نسبت به شرایط بدون SNP بهبود داده است.

بررسی آثار سطوح متفاوت شوری و SNP بر شاخص کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II Po/(1-φPo)) در گیاه گوجه‌فرنگی

مجموعه رخدادهای مرتبط با جذب نور توسط رنگدانه‌های آنتن، به دام‌اندازی انرژی فوتون‌ها و انتقال آن به مراکز واکنش فتوسنتزی در فتوسیستم II در این شاخص منعکس شده است. براساس نتایج شکل 1 (E) مقدار این شاخص با افزایش تنش شوری روندی کاهشی داشته است. به‌طوری‌که بیشترین مقدار این شاخص در تیمار شاهد و کمترین مقدار آن در تیمار 150 میلی‌مولار کلریدسدیم مشاهده می‌شود. براساس نتایج جدول 2 کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II در بالاترین سطح شوری 94/33 درصد نسبت به نمونه شاهد کاهش یافته است. استفاده از ماده SNP در غلظت 100 میکرومولار گرچه در تیمارهای شاهد و 50 میلی‎مولار کلرید سدیم تفاوت معنی‌داری با نمونه‌های بدون SNP نداشته است، اما نتایج نشان می‌دهد که در غلظت‌های بالاتر شوری، استعمالSNP  موثر واقع شده است و روند کاهشی کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II را کمتر کرده است. برای مثال در تیمار 150 میلی‌مولار کلریدسدیم در شرایط بدون SNP به میزان 94/33 درصد کاهش در کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II نسبت به نمونه شاهد رخ داده است، اما با استفاده از 100 میکرومولار SNP این کاهش به 81/21 درصد نسبت به تیمار شاهد رسیده است که حدود 12 درصد بهبود کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II در تنش را نشان می‌دهد. غلظت 200 میکرومولار SNP با وجود اثر بهبود دهنده در برخی تیمارها به میزان تیمار 100 میکرومولار موثر نبوده است که نشان‌دهنده مناسب‌تر بودن غلظت 100 میکرومولار SNP در کاهش آثار منفی تنش است.

 

بررسی تأثیرات سطوح متفاوت شوری و SNP بر شاخص کارایی کلی دستگاه فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا پذیرنده‌های انتهایی فتوسیستم I (PITotal) در گیاه گوجه‌فرنگی

نتایج شکل 1 (F) داد که شاخص کارایی دستگاه فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا پذیرنده‌های انتهایی فتوسیستم I تحت تاثیر تنش شوری کاهش یافته است. کمترین میزان این شاخص در سطح 150 میلی‌مولار کلریدسدیم و به‌میزان 507/0 بوده است که کاهشی معادل 34/84 درصد نسبت به شاهد را نشان می‌دهد. ازسوی دیگر، با افزوده شدن SNP بهبود شرایط در این شاخص مشاهده شد، به‌طوری‌که در تمام غلظت‌های شوری در غلظت100 میکرومولار SNP مقدار این شاخص بالاتر بوده است. در غلظت 150 میلی‌مولارکلریدسدیم

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 1- تأثیرات سطوح متفاوت شوری و SNP بر (A) شاخص کارایی کمپلکس تجزیه کننده آب (Fv/F0)، (B) شاخص کارایی مراکز فعال واکنش در فتوسیستم II (γRC/(1-γRC)، (C) شاخص کارایی انتقال الکترون از پلاستوکینون احیا شده به پذیرنده‌های نهایی الکترون در فتوسیستم I (δRo/(1-δRo))، (D) شاخص کارایی واکنش‌های بیوشیمیایی در فتوسیستم II (ψo/(1-ψo))، (E) شاخص کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II (φPo/(1-φPo))، (F) شاخص کارایی کلی دستگاه فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا پذیرنده‌های انتهایی فتوسیستم I  (PITotal)در گیاه گوجه‌فرنگی. حروف مشابه بیانگر عدم تفاوت معنی‌دار در سطح 5 درصد و براساس آزمون دانکن است

Figure 1 - Effects of different salinity and SNP levels on (A) Efficiency index of the oxygen-evolving complex (Fv/F0), (B) Efficiency index of the active reaction centers in photosystem II (γRC / (1 _ γRC), (C) Eefficiency index of the reduction of end acceptors of photosystem I (δRo / (1- δRo)), (D) Efficiency index of the biochemical reactions in photosystem II (ψo / (1 ψo)), (E) Efficiency index of  the light reactions in photosystem II (φPo / (-1 φPo)), (F) The total performance index of the photosynthetic apparatus from the beginning of photosystem II to the end of photosystem I (PITotal) in tomato plant. The same letters indicate no significant difference at the levels of p≤0.05 with Duncan’s test.

 

 

 

     

جدول 2- تغییرات شاخص‌های فتوسنتزی نسبت به شاهد (درصد) در سطوح متفاوت SNP و شوری در گیاه گوجه‌فرنگی.

Table 2- Changes to control (%) in the photosynthetic indices at the different levels of SNP and salinity in tomato plants.

شاخص

سطوح

µM SNP

درصد تغییرات نسبت به شاهد در سطوح متفاوت شوری

50  mM NaCl

100 mM NaCl

150   mM NaCl

 

Fv/F0

0

cd49/13-

b06/22-

a75/37-

100

d82/9-

b56/18-

b78/19-

200

d69/15-

b17/22-

b43/26-

 

RC/(1-γRC))

0

d81/8-

c00/24-

a23/45-

100

d98/9-

d59/15-

c77/25-

200

d83/12-

c93/22-

b81/32-

 

 (δRo/(1-δRo))

0

d42/13-

c01/23-

a28/38-

100

d94/9-

c56/18-

c02/20-

200

c93/19-

c26/22-

b44/27-

 

 (ψo/(1-ψo))

0

e43/13-

d29/21-

a13/57-

100

f62/4-

de80/15-

b70/36-

200

e56/13-

c84/29-

b74/38-

 

Po/(1-φPo))

0

c45/12-

b35/24-

a94/33-

100

c82/10-

b67/20-

b81/21-

200

c55/11-

b68/24-

ab56/28-

 

PITotal

0

e35/31-

c32/53-

a34/84-

100

f45/22-

d90/41-

b11/62-

200

de82/36-

c35/57-

b70/68-

 

حروف مشابه در مورد هر شاخص نشانگر عدم معنی‌داری اختلاف در سطح p≤0.05 و بر اساس آزمون دانکن است.

The same letters indicate no significant difference at the levels of p≤0.05 with Duncan’s test.

 

 

که بیشترین کاهش در میزان شاخص کارایی دستگاه فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا پذیرنده‌های انتهایی فتوسیستم I دیده شد، استفاده از 100 میکرومولار SNP سبب 11/62 درصد کاهش نسبت به شاهد شده است که حدود 22 درصد بهبود عملکرد، نسبت به شرایط عدم استفاده از SNP، مشاهده می‌شود. استفاده از 200 میکرومولار SNP گرچه سبب بهبود شرایط در برخی تیمارها شده است، اما این افزایش به میزان مشاهده شده در 100 میکرومولار نبوده است که نشانگر غلظت مناسب‌تر 100 میکرومولار نسبت به غلظت 200 میکرومولار است.

 

بررسی آثار سطوح متفاوت شوری و SNP بر میزان رنگیزه‌های کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و میزان ترکیبات  فلاونوئید کل و پلی‌فنل کل در گیاه گوجه‌فرنگی

نتایج جدول 3 نشان داد که تنش شوری سبب کاهش میزان رنگیزه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیل a ، کلروفیل b و کلروفیل کل در این تحقیق شده است و میزان کاروتنوئید کل کاهش یافته است. به‌طوری‌که کمترین میزان رنگیزه‌های فتوسنتزی در تیمار 150 میلی‌مولار کلرید سدیم مشاهده شد. همچنین، نتایج نشان داد که استفاده از SNP در غلظت 100 میکرومولار توانسته است آثار کاهشی تنش شوری را تعدیل و میزان کاهش رنگیزه‌های کلروفیلی را کم کند، به‌طوری‌که کلروفیل کل در تیمار کنترل 62/1 میلی‌گرم بود و در تیمار 150 میلی‌مولار شوری به 58/0 میلی‌گرم رسیده است، اما در هنگام استفاده از 100 میکرومولار SNP میزان کلروفیل کل در تیمار 150 میلی‌مولار کلرید سدیم 73/0 میلی‌گرم بوده است که به‌خوبی تأثیرات تعدیلی SNP را نشان می‌دهد. در مورد سه شاخص کاروتنوئید، فلاوونوئید و پلی‌فنل کل نتایج مشخص کرد که تنش شوری میزان این ترکیبات را افزایش داده است و استفاده از ماده SNP این افزایش را تشدید کرده است. در مورد کاروتنوئید کل مقدار کاروتنوئید در گروه کنترل 38/0 بوده و با استفاده از 150 میلی‌مولار کلرید سدیم مقدار کاروتنوئید کل به 51/0 میلی‌گرم در گرم رسیده است. با استفاده از 100 و 200 میکرومولار SNP به‌ترتیب مقدار کاروتنوئید کل در تیمار 150 میلی‌مولار شوری به 67/0 و 55/0 میلی‌گرم در گرم وزن‌تر افزایش یافت. در مورد فلاونوئید کل و پلی‌فنل کل نیز نتایج مشابهی مشاهده شد، به‌طوری‌که با افزایش تنش شوری به‌طورمعنی‌داری میزان این ترکیبات افزایش یافته و استفاده از ماده SNP سبب افزایش این ترکیبات به‌طور معنی‌دار شده است. در بالاترین سطح شوری (150 میلی‌مولار) میزان فلاونوئید کل و پلی‌فنل کل در هنگام استفاده از 100 میکرومولار SNP به ترتیب: 371 و 52 میکروگرم در گرم ماده خشک بوده است که بالاترین میزان در بین تمامی تیمارهای استفاده شده در این تحقیق بود.

 

 

جدول3- مقایسه میانگین رنگیزه‌های فتوسنتزی و ترکیبات فلاونوئیدی و پلی‌فنلی کل در سطوح متفاوت شوری و SNP در گیاه گوجه‌فرنگی.

Table 3 – Comparison of photosynthetic pigments, total Flavonoid content and total polyphenol content at the different levels of salinity and SNP in tomato plants

پلی فنول کل

(µg g-1 DW)

فلاونوئید کل

(µg g-1 DW)

کاروتنوئید کل

(mg g-1 FW)

کلروفیل کل

(mg g-1 FW)

کلروفیل b

(mg g-1 FW)

کلروفیل a

(mg g-1 FW)

NaCl

(mM)

SNP

 (µM)

 4 ± 27e

 8 ± 253i

05/0 ± 38/0f

c04/0 ± 62/1

03/0 ± 32/0b

a07/0 ± 3/1

0

 

 3 ± 32d

 12 ± 271g

03/0 ± 41/0ef

e03/0 ± 13/1

02/28±0/0  bc

c05/0 ± 85/0

50

 5 ± 34d

 21 ± 308d

02/0 ± 44/0de

gh05/0 ± 78/0

04/0 ± 21/0d

ef03/0 ± 57/0

100

 5 ± 41b

 14 ± 351b

03/0 ± 51/0c

j01/0 ± 58/0

01/0 ± 14/0e

g07/0 ± 44/0

150

 4 ± 29e

 23 ± 265h

04/0 ± 41/0ef

bc04/0 ± 77/1

05/0 ± 37/0a

a08/0 ± 4/1

0

 

100

 6 ± 37c

 4 ± 284f

03/0 ± 48/0c

a03/0 ± 92/1

28/0  03/±0 bc

c12/0 ± 92/0

50

 ±2 44b

 16 ± 323c

02/0 ± 59/0b

fg07/0 ± 88/0

03/0 ± 25/0c

de02/±0 63/0

100

 4 ± 52a

 7 ± 371a

05/0 ± 67/0a

h06/0 ± 73/0

02/19±0/0de

f09/0 ± 54/0

150

 3 ± 28e

 11 ± 261h

03/0 ± 30/0g

d07/0 ± 34/1

04/0 ± 30/0b

b07/0 ± 04/1

0

 

200

 3 ± 32d

 24 ± 294e

06/0 ± 44/0de

e08/0 ± 06/1

01/0 ± 27/0bc

c06/0 ± 79/0

50

 4 ± 38c

 3 ± 314c

07/0 ± 49/0c

g03/0 ± 81/0

03/0 ± 22/0d

ef08/0 ± 59/0

100

 3 ± 40bc

 5 ± 358b

07/0 ± 55/0bc

j04/0 ± 64/0

05/0 ± 16/0e

g02/0 ± 48/0

150

حروف مشابه در مورد هر شاخص نشانگر عدم معنی‌داری اختلاف در سطح p≤0.05 و بر اساس آزمون دانکن است.

The same letters indicate no significant difference at the levels of p≤0.05 with Duncan’s test.

 

بحث

 

نتایج این تحقیق نشان داد که عملکرد کمپلکس تجزیه کننده آب در تنش شوری کاهش یافته است. کمپلکس تجزیه کننده آب توسط پروتئین‌های پیرامونی مانند: PsbO، PsbP، PsbQ، و PsbR واقع در سمت لومن محافظت می‌شود. این پروتئین‌های پیرامونی در تنش‌های غیرزیستی از نقاط حساس مورد هدف هستند. ناپایداری این پروتئین‌های پیرامونی کمپلکس تجزیه کننده آب، تولید گونه‌های فعال اکسیژن را تسهیل می‌کند و به آزاد شدن یون منگنز (Mn2+) از این کمپلکس منجر می‌شود. در نتیجه انتقال الکترون‌ها از آب به مراکز واکنش فتوسیستم II دچار اختلال می‌شود (Gupta, 2020). پروتئین PsbO در ثبات کمپلکس تجزیه‌کننده آب نقش بازی می‌کند و پروتئین PsbP سبب دسترسی کمپلکس به کلسیم و کلر می‌شود که با ایجاد کلاستر کلسیم-کلر-منگنز سبب عملکرد طبیعی کمپلکس می‌شود. همچنین، مشخص شده است که حضور پروتئین PsbQ برای عملکرد صحیح کمپلکس در غلظت‌های پایین کلر لازم است. به دنبال جدا شدن این پروتئین‌ها و منگنز در شرایط تنش شوری عملکرد کمپلکس متوقف می‌شود (Ibrahimova et al., 2021) نتایج تحقیق Khalilpoor و Jafarinia (2017) در گیاه جو دوسر نیز نشان داد که SNP توانسته است آثار منفی تنش شوری بر عملکرد کمپلکس تجزیه کننده آب را تعدیل کند. همچنین، تحقیق Jabeen و همکاران (2021) نشان داد که استفاده از SNP سبب افزایش آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی مانند پراکسیداز، کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و سوپراکسیددیسموتاز در طی تنش شوری در گیاه

 

 

سویا شده است.در تحقیق دیگری توسط Alnusairi و همکاران (2021) آثار بهبود دهنده استفاده از SNP بر سیستم فتوسنتزی گیاه گندم مشاهده شد. همچنین، در اثر تنش‌های محیطی میزان مراکز فعال واکنش در سیستم فتوسنتزی کاهش می‌یابد (Chen et al., 2013). در مورد مراکز واکنش فتوسنتزی تحقیقات نشان می‌دهد پس از در معرض تنش قرار گرفتن سیستم‌های فتوسنتزی، تعدادی از مراکز واکنش تغییر عملکرد داده و نقش‌های متفاوتی به‌عهده می‌گیرند (Strasser et al., 2004). این مراکز واکنش با وجود اینکه از نظر دریافت انرژی به دام افتاده از کلروفیل‌های آنتن فعال هستند و قسمتی از انرژی به دام افتاده را دریافت می‌کنند، اما همه انرژی دریافتی را به‌صورت گرما در یک مکانسیم مرتبط با محافظت سیستم‌های فتوسنتزی از دست می‌دهند. این مراکز قبلاً به‌نام مخازن گرمایی یا Heat sinks نامگذاری می‌شدند (Krause et al., 1990) و Strasser و همکاران (2004) نام مراکز خاموش یا Silent reaction centers را برای این دسته از مراکز واکنش پیشنهاد داده‌اند. این مراکز خاموش پس از دریافت انرژی از کلروفیل‌های آنتن توانایی احیای QA را نداشته و توانایی انتقال این انرژی به سایر مولکول‌های آنتن را هم ندارند و انرژی دریافت شده را تنها به صورت گرما از دست می‌دهند. بنابراین، این مراکز خاموش از نظر فعالیت فتوسنتزی نقشی در انتقال الکترون در سیستم‌های فتوسنتزی ندارند (Strasser et al., 2004). نتایج تحقیقات Kalaji و همکاران (2016) نشان داد که تنش خشکی و شوری در گیاهان مختلفی می‌تواند سبب تغییر در تعدادی از مراکز فعال واکنش به مراکز غیرفعال یا مراکز خاموش شود. نتایج تحقیقات Demetriou و همکاران (2007) بر روی جلبک Scenedesmus obliquus نشان داد که میزان مراکز فعال واکنش فتوسنتزی در اثر تنش شوری کاهش یافته است. همچنین، نتیجه تحقیق Bagheenayat و همکاران (2021) نشان داد که تنش شوری سبب کاهش میزان مراکز فعال واکنش در گیاه مریم گلی شده است. در تحقیق Jafarinia و Shariati (2012) بر روی گیاه کلزا نیز مشخص شد که تحت شرایط تنش شوری میزان مراکز فعال واکنش در 100 و 200 میکرومول کلریدسدیم به ترتیب: 15 و 30 درصد نسبت به نمونه‌ی شاهد کاهش یافته است. نتایج تحقیقات مختلف به تأثیرات مثبت استفاده از SNP در افزایش عملکرد سیستم آنتی‌اکسیدانی گیاهان مختلف در شرایط تنش اشاره دارد (Lau et al., 2021; Verma et al., 2021; Khoshnakht et al., 2018). در بسیاری از گیاهان دلیل خاموشی مراکز فعال واکنش طی تنش‌های محیطی، آسیب‌های اکسیداتیو ناشی از این تنش‌ها است. ازاین‌رو تقویت سیستم آنتی‌اکسیدانی گیاه می‌تواند به بهبود شرایط مراکز واکنش فتوسنتزی منجر شود (Ramadan et al., 2019). نتایج تحقیقات Wodala و همکاران (2008) در گیاه نخود نشان داد که که یکی از نقاط هدف تاثیر ترکیبات حاوی نیتریک اکساید در دستگاه فتوسنتزی گیاهان، مراکز واکنش فتوسنتزی است که در غلظت‌های مناسب، نیتریک اکساید سبب بهبود عملکرد این مراکز می‌شود. تحقیقات نشان می‌دهد که نیتریک اکساید در تنظیم بیان ژن‌های psbA، psbB و psbC نقش دارد و القای بیان آن‌ها در سلول‌های گیاهی در هنگام ازدیاد پراکسید هیدروژن اتفاق می‌افتد (Hasanuzzaman et al, 2018). CP43 پروتئین کدگذاری شده توسط ژن psbC و CP47 پروتئین کدگذاری شده توسط ژن psbB که پروتئین‌های درون غشایی هستند، در مرکز واکنش فتوسیستم II قرار دارند و متعلق به کمپلکس جمع کننده نور این فتوسیستم هستند (Barber, 2003). این پلی‌پپتیدها به کلروفیل a و بتاکاروتن متصل می‌شوند و انرژی فوتون‌های دریافت شده را به مراکز واکنش فتوسنتزی منتقل می‌کنند. در هنگام تنش‌های محیطی، آنتن‌های جمع‌آوری کننده نور از مراکز واکنش فتوسنتزی جدا می‌شوند و پروتئین D1 آسیب‌ می‌بیند و به آزادسازی CP43 از مراکز واکنش منجر می‌شود (Yoshioka et al., 2006) و کاهش سطوح CP43 و CP47 به کاهش مراکز فعال واکنش منجر می‌شود که باعث استفاده ناکارآمد از انرژی می‌شود (Vani et al., 2001). افزودن SNP رونویسی CP43 و CP47 را افزایش می‌دهد و سبب افزایش مراکز فعال واکنش می‌شود. ازاین‌رو نیتریک اکساید می‌تواند روند بازیابی آسیب‌های وارد شده به مراکز واکنش را تسریع ‌کند و میزان آسیب‌ها را کاهش دهد. پروتئین D1 رمزگذاری شده با PsbA در وسط مراکز واکنش قرار دارد و باقیمانده تیروزین (YZ) پروتئینD1، الکترون را از کمپلکس تجزیه کننده آب می‌پذیرد (Barber, 2003). ترمیم سریع پروتئین D1 یک ویژگی دینامیکی مهم و قابل‌توجه برای فتوسیستم II است که تحت آسیب مداوم گونه‌های فعال اکسیژن ایجاد شده از کمپلکس تجزیه کننده آب در شرایط تنش قرار دارد. رادیکال اکسیژن بسیار واکنش‌پذیر تولید شده در واکنش اکسیداسیون آب برای پروتئین D1 بسیار مخرب است و استرس‌های محیطی حساسیت این قسمت از دستگاه فتوسنتزی را افزایش می‌دهد (Huo et al. 2016). افزایش بیان psbA برای مراکز واکنش فتوسیستم II در هنگام تنش‌ها مطلوب است و به بازیابی فتوسیستم II کمک می‌کند. گرچه مشخص نیست که چگونه نیتریک اکساید بیان ژن‌های Psb را تنظیم می‌کند، اما پیشنهاد شده است که رونویسی ژن‌ها را از طریق مسیر گوانوسین مونوفسفات حلقوی (cGMP) القا می‌کند (Pasqualini et al., 2009). مطالعات با استفاده از پروتوپلاست‌های گیاهی آثار مستقیم cGMP را در تنظیم مقدار کلسیم درون سلولی نشان داده است که عاملی موثر در تنظیم ژن‌های پلاستید است. بنابراین، ممکن است نیتریک اکساید بر بیان ژن‌های Psb از طریق یک مسیر وابسته به cGMP در طی تنش‌ها موثر باشد. تنش‌های اکسیداتیو و تولید گونه‌های فعال اکسیژن که از نتایج ثانوی تنش شوری است، می‌تواند سبب آسیب به لیپید‌ها، پروتئین‌ها، کربوهیدرات‌ها و DNA شود. قسمت عمده از مسیر انتقال الکترون فتوسنتزی در غشا تیلاکوئید به‌عنوان سایت هدف رادیکال‌های آزاد تولیدی در تنش‌های اکسیداتیو است. ناقلین پروتئینی موجود در غشا تیلاکوئید در اثر تنش شوری دچار آسیب و اختلال در انتقال الکترون می‌شوند. ازاین‌رو میزان الکترونی که به فتوسیستم I می‌رسد و سبب احیای آخرین پذیرنده‌های الکترون در این فتوسیستم می‌شود با کاهش مواجه می‌شود. کاهش احیای آخرین پذیرنده الکترون طی تنش‌های غیر زیستی از جمله شوری در تحقیقات متعددی گزارش شده است. Dabrowski و همکاران (2019) در بررسی آثار تنش خشکی بر روی گیاه چمن، کاهش احیای آخرین پذیرنده الکترون در فتوسیستم I را نشان دادند. Kalaji و همکاران (2018) در بررسی آثار تنش شوری و خشکی بر روی گیاه زیرفون مشخص کردند که بر اثر تنش میزان احیای آخرین پذیرنده الکترون در فتوسیستم I کاهش یافته است. Rapacz و همکاران (2019) در بررسی تأثیرات خشکی بر روی گیاه جو نشان دادند که تنش سبب کاهش احیای آخرین پذیرنده الکترون در فتوسیستم I شده است. Corpas و همکاران (2021) نشان دادند که استفاده از ماده SNP می‌تواند سبب افزایش تولید NADPH در گیاهان شود و این اثر مثبت در کلروپلاست به دلیل اثر مثبت نیتریک اکساید در ایجاد تغییرات پس ترجمه‌ای در آنزیم فرودوکسین نیترات ردوکتاز است که نیتریک اکساید با ایجاد تغییرات بر باقیمانده تیروزین موجود در این آنزیم، فعالیت این آنزیم را افزایش داده و سبب عملکرد بهتر این آنزیم در فتوسیستمI  می‌شود (Corpas et al., 2021). همچنین، این تحقیق نشان داد که پروتئین‌های آهن‌دار یکی از مهمترین اهداف سلولی نیتریک اکساید هستند. ازآنجاکه تعداد زیادی از ناقلین الکترون در زنجیزه انتقال الکترون فتوسنتزی ترکیبات آهن‌دار هستند، بنابراین، در صورت وجود مقدار مناسب نیتریک اکساید عملکرد بهتری در انتقال الکترون توسط این ناقلین اتفاق می‌افتد که می‌تواند دلیل تاثیر مثبت نیتریک اکساید در تحقیق حاضر بر میزان احیای آخرین پذیرنده الکترون در سمت فتوسیستم  Iباشد (Corpas et al., 2021). همچنین، نیتریک اکساید با تقویت سیستم ضد‌اکسیدانی گیاهان آثار منفی تنش‌های اکسیداتیو حاصل از تنش شوری را کاهش می‌دهد که به عملکرد بهتر انتقال الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی کمک می‌کند (Hasanuzzaman et al., 2018). نتایج این تحقیق نشان داد که مجموعه‌ی واکنش‌های اکسید و احیا که سبب انتقال الکترون در زنجیره می‌شود تحت تاثیر تنش شوری کاهش یافته است. با‌توجه‌به کاهش فعالیت کمپلکس تجزیه کننده آب در اثر شوری این امر به اختلال در انتقال الکترون به فئوفایتین و QA منجر می‌شود. در ادامه انتقال الکترون از QA به QB و به کمپلکس سیتوکروم b6f، پلاستوسیانین و در نهایت PSI کاهش می‌یابد. همچنین، تحقیقات نشان داده است که در اثر تنش‌های محیطی همچون خشکی و شوری مقدار

 

ناقلین الکترون در زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی کاهش می‌یابد (Kalaji et al., 2016) و غشای تیلاکوئیدی دچار پراکسیداسیون می‌شود (Ibrahimova et al., 2021). تحقیقات نشان می‌دهد مراکز واکنشی که قادر به احیای QA هستند (مراکز واکنش فعال) به دو دسته تقسیم می‌شوند، گروهی که به مراکز احیا کننده QB (QB-reducing center) معروف هستند و قادرند پس از احیای QA الکترون‌ها را به QB منتقل نمایند. در دسته دیگر که به نام مراکز غیر احیا‌کننده مرکز QB (Non QB-reducing) شناخته می‌شوند بعد از احیا کردن QA و اکسید شدن آن، احیای QB صورت نمی‌گیرد و الکترون‌های آنها به جای انتقال به QB در یک مسیر برگشتی به قسمت دهنده الکترون در فتوسیستم II باز می‌گردند (Strasser et al., 2004). نتایج تحقیقات نشان می‌دهد که تعداد این مراکز غیر احیا‌کننده QB در اثر تنش شوری افزایش می‌یابد و از تعداد مراکز احیا کننده QB کاسته می‌شود. بنابراین، تمام الکترون‌های حاصل از ترن‌آور و اکسایش QA- در شرایط تنش به مسیر انتقال الکترون فرستاده نمی‌شوند که خود به‌عنوان یک مسیر محافظتی مطرح می‌شود. بنابراین، افزایش مراکز غیر احیا‌کننده QB نیز می‌تواند در کاهش انتقال الکترون به QB و ناقلین بعدی در شرایط تنش شوری نقش داشته باشد. همچنین، تنش‌های اکسیداتیو ناشی از تنش شوری نیز باعث آسیب به ناقلین زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی شده و عملکرد انتقال را کاهش می‌دهند. نتایج این تحقیق نشان داد استفاده از SNP و آزاد شدن نیتریک اکساید می‌تواند شرایط انتقال الکترون در زنجیره را بهبود بخشد. یکی از مهمترین دلایل این اتفاق می‌تواند تأثیر مستقیم نیتریک اکساید در تقویت سیستم آنتی‌اکسیدانی و افزایش بیان ژن‌های درگیر در مسیر ساختن آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی باشد که در تحقیقات متعددی به آن اشاره شده است. (Ramadan et al., 2019; Khoshbakht et al., 2018). همچنین، نتایج تحقیقات Fatma و همکاران (2016) نشان داد که نیتریک اکساید در شرایط تنش شوری می‌تواند با افزایش تثبیت ازت و تولید گلوتاتیون و سیستئین سبب افزایش حالت ردوکس سیستم فتوستزی شود که تاثیر مستقیمی بر واکنش‌های اکسید و احیای انتقال الکترون در تیلاکوئید داشته باشد و استفاده از نیتریک اکساید سبب بهبود گشایش روزنه‌ای و فعالیت آنزیم روبیسکو می‌شود که خود می‌تواند سبب جریان الکترون در مسیر انتقال الکترون در تیلاکوئید و کاهش مسیرهای خاموش‌سازی غیرفتوشیمیایی شود. در تحقیق دیگری Corpas و همکاران (2021) مشخص کردند که نیتریک اکساید می‌تواند با القای تشکیل NADPH به جریان الکترون در سیستم فتوسنتزی کمک کند. همچنین، نیتریک اکساید می‌تواند با بهبود شرایط جذب عناصر غذایی همچون آهن، پتاسیم، روی و منگنز سبب تولید بیشتر کلروفیل و ناقلین الکترونی در شرایط تنش‌های محیطی شود که می‌تواند دلیل دیگری بر بهبود عملکرد واکنش‌های انتقال الکترون در غشا تیلاکوئید باشد (Kong et al., 2014).

نتایج این تحقیق نشان داد که ماده SNP سبب بهبود کارایی واکنش‌های نوری در فتوسیستم II به‌ویژه در شرایط شوری بالا شده است. از جمله دلایل موثر در این اتفاق را می‌توان به نقش موثر نیتریک اکساید در افزایش بیان ژن‌های مرتبط با پروتئین‌های درگیر در کمپلکس‌های جمع کننده نور اشاره کرد که در چندین تحقیق مختلف تایید شده است (Alnusairi et al., 2021; Huo et al., 2016; Chen et al., 2013). همچنین، نقش موثر SNP در جذب و انتقال عناصر غذایی ماکرو و میکرو از جمله ازت، آهن و منگنز که دارای نقش ساختمانی در ساختن مولکول‌های کلروفیل و کاروتنوئیدها هستند، می‌تواند سبب بهبود شرایط جذب نور در ساختارهای فتوسنتزی شود (Hasanuzzaman et al., 2018). عملکرد دستگاه فتوسنتزی از مرحله دریافت فوتون‌های نوری در مولکول‌های کلروفیل آنتن در فتوسیستم II تا رسیدن الکترون‌ها به انتهای فتوسیستم I را می‌توان در شاخص کلی PITotal خلاصه نمود (Kalaji et al., 2016). این شاخص کلی، سه فرایند متفاوت دستگاه فتوسنتزی شامل پروسه‌های جذب نور و انتقال انرژی در فتوسیستم‌ها، انتقال الکترون در زنجیره از طریق ناقلین و میزان احیای آخرین پذیرنده الکترون در انتهای فتوسیستم I را که به تولید NADPH منجر می‌شود، را در خود جمع می‌کند و به‌این ترتیب شاخص کارایی شاخصی است که سه فاکتور درگیر در مراحل عملکردی فتوسنتز را به یک فاکتور چند متغیره تبدیل می‌کند. نتایج این تحقیق نشان داد که این شاخص کارایی کلی، تحت تاثیر تنش شوری کاهش یافته است. در پژوهشی توسط Yang و همکاران (2020) بر روی گیاه گوجه‌فرنگی مشخص شد که تأثیر همزمان تنش خشکی و شوری بر روی گیاه گوجه‌فرنگی سبب کاهش فعالیت فتوسیستم II و فتوسیستم I می‌شود که این کاهش سبب شد که فرآیندهای متفاوتی در سیستم فتوسنتزی این گیاه تحت تاثیر قرار گیرد که ازآن‌جمله می‌توان به کاهش عملکرد فتوسیستم II اشاره کرد که نتوانست انرژی لازم برای تهییج مراکز واکنش را مهیا نماید که با کاهش کلروفیل‌های آنتن و کارائی کمتر انتقال انرژی به مراکز واکنش مرتبط بود. همچنین، نتایج این تحقیق نشان داد که فتوسیستم I در شرایط خشکی آسیب بیشتری را نسبت به فتوسیستم II دیده است و در تنش خشکی و شوری هر دو فتوسیستم دچار آسیب شده‌اند. در تحقیقی توسط Ibrahimova و همکاران (2021) بر روی گیاه گندم مشخص شد که تنش شوری شاخص کارایی سیستم فتوسنتزی را از ابتدای فتوسیستم II تا انتهای فتوسیستم I کاهش داده است. همچنین، Kalaji و همکاران (2018) گزارش کردند که تنش شوری در گیاه زیرفون سبب کاهش شاخص کارایی سیستم فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا انتهای فتوسیستم I شده است. نتایج تحقیق Jafarinia و Shariati (2012) در بررسی اثر شوری کوتاه مدت و بلند مدت بر روی گیاه کلزا مشخص کرد که تنش شوری کوتاه مدت بیشتر سایت‌های پذیرنده الکترون در سیستم فتوسنتزی را تحت تاثیر قرار می‌دهد، اما شوری طولانی مدت علاوه بر سایت‌های پذیرنده الکترون بر قسمت‌های دهنده الکترون و دریافت کننده نور و انرژی نیز تاثیرگذار است و سبب کاهش شاخص کارایی سیستم فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا انتهای فتوسیستم I می‌شود. استفاده از SNP و ترکیبات حاوی نیتریک اکساید نیز در تحقیقات مختلفی سبب بهبود شاخص کارایی سیستم فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا انتهای فتوسیستم I شده است (Chen et al., 2013; Alnusairi et al, 2021; Khoshbakht et al., 2018; Yang et al., 2012). نتایج این تحقیق نشان داد که رنگیزه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل در اثر تنش شوری کاهش یافته است. از جمله عوامل کاهش کلروفیل در تنش شوری، مختل شدن تبادلات یونی و کاهش جذب نیترات به دلیل افزایش یون کلر در محیط ریشه و یا کاهش جذب منیزیم است که این عوامل کاهش سنتز کلروفیل را به دنبال دارد. از دیگر دلایل کاهش میزان کلروفیل در شرایط تنش شوری، فعالیت بیشتر آنزیم کلروفیلاز گزارش شده است (Garcia-Sanchez and Syvertsen., 2006). آزمایشات بر روی گیاه آفتابگردان نشان داده است که پیش سازنده‌های مهم کلروفیل یعنی گلوتامات و 5 آمینولیئولینیک اسید (ALA)، در برگ‌های تحت تنش شوری کم شده، که نشانگر آن است که نمک به‌طور چشمگیری بر بیوسنتز کلروفیل و تخریب کلروفیل اثر دارد (Ashraf and Akram, 2011). همچنین، نتایج این تحقیق نشان داد که میزان کاروتنوئید، فلاونوئید و پلی‌فنل کل با تنش شوری افزایش یافته است. تنش شوری سبب ایجاد تنش اسمزی در گیاه می‌شود که با ایجاد رادیکال‌های آزاد و تنش اکسیداتیو فتوسنتز را کاهش می‌دهد. گیاه برای مقابله با این شرایط تولید ترکیبات آنتی‌اکسیدانی شامل ترکیبات فنلی و فلاونوئیدها را افزایش می‌دهد تا بتواند آثار مخرب تنش اکسیداتیو را کاهش دهد. انباشته شدن این ترکیبات در سلول می‌تواند به تنظیم اسمزی و جذب بهتر آب و در نتیجه سم‌زدایی سلول منجر شود (Sarker and Oba, 2019). در هنگام تنش شوری تولید آبسیزیک اسید از کاروتنوئیدها و از طریق مسیر موالونیک اسید افزایش می‌یابد که سبب تحمل و پاسخ گیاه به تنش می‌شود (Lim et al., 2012). در تحقیقی Hatami و همکاران (2021) در بررسی تأثیرات تنش شوری بر گیاه اسفرزه دریافتند که تنش شوری سبب کاهش میزان رنگدانه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل شد و تجمع اسمولیت‌های سازگار همچون آمینواسیدهای آزاد و پرولین افزایش یافت. در تحقیق دیگری Sarker و Oba (2019) نشان دادند تنش شوری سبب کاهش میزان رنگیزه‌های فتوسنتزی در گیاه تاج خروس شده است. همچنین، نتایج تحقیق آن‌ها نشان داد که میزان کاروتنوئید، فلاونوئید و ترکیبات فنلی در پاسخ به تنش نمک در این گیاه

 

افزایش یافته است. نیتریک اکساید با افزایش بیان ژن‌های تولید کننده ترکیبات آنتی‌اکسیدانی سبب تقویت سیستم دفاعی در گیاهان می‌شود که افزایش تولید کاروتنوئیدها، فلاونوئیدها و ترکیبات پلی‌فنلی در این تحقیق را بر اثر استفاده از SNP توجیه می‌کند (Hasanuzzaman et al., 2018)

 

جمع بندی

نتایج این تحقیق در مجموع نشان داد که تنش شوری سبب کاهش شاخص‌های فتوسنتزی در قسمت‌های متفاوت زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی در گیاه گوجه‌فرنگی شد. نتایج مشخص کرد که گرچه تمامی قسمت‌های سیستم فتوسنتزی از ابتدای فتوسیستم II تا پذیرنده‌های انتهایی فتوسیستم I تحت تأثیر تنش شوری است، اما انتقال الکترون بین ناقلین الکترون در قسمت میانی زنجیره انتقال الکترون فتوسنتزی حساس‌ترین نقطه به تنش شوری است.

 تنش شوری رنگیزه‌های فتوسنتزی را کاهش می‌دهد و همچنین سبب افزایش ترکیبات فلاونوئیدی و پلی‌فنلی می‌شود. همچنین، ماده SNP در غلظت 100 میکرومولار توانسته است بر روی گیاه گوجه‌فرنگی بیشتر موثر باشد و آثار تنش شوری را به‌طور کارآمدتری تعدیل نماید.

Alnusairi, G. S. H., Mazrou, Y. S. A., Qari, S., Elkelish, A., Soliman, M. H., Eweis, M., Abdelaal, K. H., El-samad, G. and Ibrahim, M. F. M. (2021) Stress-responsive genes and ameliorates the effects of salinity stress in wheat. Plants 10(1693): 1-18.
Akram, M. S. and Ashraf, M. (2011) Exogenous application of potassium dehydrogen phosphate can alleviate the adverse effects of salt stress on sunflower (Helianthus annuus L.). Journal of Plant Nutrition 34: 1041-1057.
Bagheenayat, N., Barzin, G., Jafarinia, M., Pishkar, L. and Entezari, M. (2021) Investigation of the effects of salinity stress on the performance of photosynthetic electron transport chain in different species of Salvia probed by JIP test. Journal of Plant Process and Function 10(44): 77-92.
Barber, J. (2003) Photosystem II: the engine of life. Quarterly Reviews of Biophysics 36(1): 71-89.
Begum, R., Nabi, S., Tayade, R., Hussain, A., Kulkarni, K., Imran, Q., Mun, B. and Yun, B. (2019) Nitric oxide regulates plant responses to drought, salinity and heavy metal. Environmental and Experimental Botany 161: 120-133.
Chen, K., Chen, L., Fan, J. and Fu, J. (2013) Alleviation of heat damage to photosystem II by nitric oxide in tall fescue. Photosynthesis Research 116(1): 21-31.
Collins, E. J., Bowyer, C., Tsouza, A. and Chopra, M. (2022) Tomatoes: an extensive review of the associated health impacts of Tomatoes and factors that can affect their cultivation. Biology 11(2): 1-44.
Costa, M. J. and Farrant, M. D. (2019) Plant resistance to abiotic stresses. Plants 8(553): 10-13.
Corpas, F. J., Gonzalez-Gordo, S. and Palma, J. M. (2021) Nitric oxide and hydrogen sulfide modulate the NADPH-generating enzymatic system in higher plants. Journal of Experimental Botany 72(3): 830-847.
Dabrowski, A. H., Kalaji, H. M., Goltsev, V. and Piotr, D. (2019) Exploration of chlorophyll a fluorescence and plant gas exchange parameters as indicators of drought tolerance in perennial ryegrass. Sensors 19: 27-36.
Demetriou, G., Neonaki, C., Navakoudis, E. and Kotzabasis, K. (2007) Salt stress impact on the molecular structure and function of the photosynthetic apparatus-the protective role of polyamines. Biochimica et Biophysica Acta Bioenergetics 1767(4): 272-280.
Fatma, M., Masood, A., Per, T. S. Khan, N. A. (2016) Nitric oxide alleviates salt stress inhibited photosynthetic performance by interacting with sulfur assimilation in mustard. Frontiers in Plant Science 7: 1-16.
Garcia-Sanchez, F. and Syvertsen, J. P. (2006) Salinity tolerance of Cleopatra mandarin and Carrizo citrange citrus rootstock seedlings is affected by CO2 enrichment during growth. Journal of the American Society for Horticultural Science 131: 24- 31.
Gupta, R. (2020) The oxygen-evolving complex: a super catalyst for life on earth, in response to abiotic stresses. Plant Signaling and Behavior 15(12): 1-7.
Hatami, E., Einali, A. R., Raissi, A., Piri, H. (2021) Pretreatment of psyllium (Plantago ovata) seeds with salicylic acid and physiological and biochemical responses of seedlings to salinity stress. Iranian Journal of Plant Biology 13(3): 21-42.
Hasanuzzaman, M., Oku, H., Nahar, K., Bhuyan, M. H. M. B., Mahmud, J. A. and Baluska, F. (2018) Nitric oxide-induced salt stress tolerance in plants: ROS metabolism, signaling and molecular interactions. Plant Biotechnology Reports 12(2): 77-92.
Huo, Y., Wang, M., Wei, Y. and Xia, Z. (2016) Overexpression of the Maize psbA gene enhances drought tolerance through regulating antioxidant system, photosynthetic capability and stress defense gene expression in tobacco. Frontiers in Plant Science 6: 1-10.
Ibrahimova, U., Zivcak, M., Gasparovic, K., Rastogi, A., Allakhverdiev, S. I., Yang, X. and Brestic, M. (2021) Electron and proton transport in wheat exposed to salt stress: is the increase of the thylakoid membrane proton conductivity responsible for decreasing the photosynthetic activity in sensitive genotypes?. Photosynthesis Research 150(13): 195-211.
Jabeen, Z., Fayyaz, H., Irshad, F., Hussain, N., Hassan, M., Li, J., Rehman, S., Haider, W., Yasmin, H., Mumtaz, S., Bukhari, S., Khalofah, A., Al-Qthanin, R. N. and Alsubeie, M. (2021) Sodium nitroprusside application improves morphological and physiological attributes of soybean (Glycine max L.) under salinity stress. PLoS One 16(4): 1-15.
Jafarinia, M. and Shariati, M. (2012) Effects of salt stress on photosystem II of canola plant (Barassica napus, L.) probing by chlorophyll a fluorescence measurements. Iranian Journal of Science and Technology 1: 71-76 (in Persian).
Kalaji, M. H., Rackova, L., Swoczyna, T., Rusinowski, S. and Sitko, K. (2018) Can chlorophyll-a fluorescence parameters be used as bio-indicators to distinguish between drought and salinity stress in Tilia cordata Mill? Environmental and Experimental Botany 152: 149-157.
Kalaji, H. M., Jajoo, A., Oukarroum, A., and Brestic, M. (2016) Chlorophyll a fluorescence as a tool to monitor physiological status of plants under abiotic stress conditions. Acta Physiologiae Plantarum 38(102): 1-11.
Khalilpoor, M. and Jafarinia, M. (2017) Investigation the effects of salinity and nitric oxide on the changes of chlorophyll a fluorescence in Oat (Avena sativa L.) plant probed by JIP-test. Iranian Journal of Plant Biology 9(31): 87-98(in Persian).
Khoshbakht, D., Asghari, M. R. and Haghighi, M. (2018) Effects of foliar applications of nitric oxide and spermidine on chlorophyll fluorescence, photosynthesis and antioxidant enzyme activities of citrus seedlings under salinity stress. Photosynthetica 56(4): 1313-1325.
Kong, J., Dong, Y., Xu, L., Liu, S., and Bai, X. (2014) Effects of foliar application of salicylic acid and nitric oxide in alleviating iron deficiency induced chlorosis of (Arachis hypogea L.) Botanical Studies 55(1): 1-12.
Krause, G. H., Somersalo, S., Zumbusch, E., Weyers, B., and Laasch, H. (1990) Relationship between changes in fluorescence and activity of photosystem II. Journal of Plant Physiology 136: 472-479.
Lau, S., Hamdan, M. F., Pua, T. and Saidi, N. B. (2021) Plant nitric oxide signaling under drought stress. Plants 10(360): 1-29.
Lim, J. H., Park, K. J., Kim, B. K., Jeong, J. W and Kim, H. J. (2012) Effect of salinity stress on phenolic compounds and carotenoids in buckwheat (Fagopyrum esculentum M.) sprout. Food Chemistry 135:1065-1070.
Mathur, S., Agrawal, D. and Jajoo, A. (2014) Photosynthesis: Response to high temperature stress. Journal of Photochemistry and Photobiology. Biology 137: 116-26.
Pasqualini, S., Meier, S., Gehring, C., Madeo, L., Fornaciari, M., Romano, B. and Ederli, L. (2009) Ozone and nitric oxide induce cGMP-dependent and independent transcription of defence genes in tobacco. New Phytologist 181(4): 860-870.
Ramadan, A. A., Abd Elhamid, E. M. and Sadak, M. Sh. (2019) Comparative study for the effect of arginine and sodium nitroprusside on sunflower plants grown under salinity stress conditions. Bulletin of the National Research Centre 43(118): 1-12.
Rapacz, M., Wojcik-jagła, M., Fiust, A., and Kalaji, H. M. (2019) Genome-wide associations of chlorophyll fluorescence OJIP transient parameters connected with soil drought response in Barley. Frontiers in Plant Science 10: 1-21.  
Sarker, U. and Oba, S. (2018) Response of nutrients, minerals, antioxidant leaf pigments, vitamins, polyphenol, flavonoid and antioxidant activity in selected vegetable amaranth under four soil water content. Food Chemistry 252: 72-83.
Sarker, U. and Oba, S. (2019) Salinity stress enhances color parameters, bioactive leaf pigments, vitamins, polyphenols, flavonoids and antioxidant activity in selected Amaranthus leafy vegetables. Journal of Science and Food Agriculture 99: 2275-2284.
Strasser, R. J., Srivastava, A. and Tsimilli-Michael, M. (2004) Analysis of the chlorophyll a fluorescence transient. In: chlorophyll a fluorescence: A signature of photosynthesis. (Eds. Papagrorgiou, G. C. and Govindjee, G.) 321-362. Springer, Rotterdam.
Strasser, B. J. and Strasser, R. J. (1995) Measuring fast fluorescence transients to address environmental questions: the JIP test. In: Photosynthesis: From Light to Biospher. (Ed. Mathis, P.) 977-980. Kluwer Academic, Rotterdam.
Toscano, S., Terivellini, A., Cosetta, G., Bulgari, R., Francini, A., Romano, D. and Ferantte, A. (2019) Effect of preharvest abiotic stresses on the accumulation of bioactive compounds in horticultural produce. Frontiers in Plant Science 10: 1-17.
Vani, B., Pardha, S. P. and Mohanty, P. (2001) Alteration in chloroplast structure and thylakoid membrane composition due to in vivo heat treatment of rice seedlings: correlation with the functional changes. Journal of Plant Physiology 158(5): 583-592.
Verma, N., Pandey, A., Tiwari, S. and Prasad, S. M. (2021) Calcium mediated nitric oxide responses : Acquisition of nickel stress tolerance in cyanobacterium Nostoc muscorum ATCC 27893. Biochemistry and Biophysics Reports 26: 1-13.
Wani, K., Naeem, M., Castroverde, C., Kalaji, H. M., Albaqami, M. and Aftab, T. (2021) Molecular mechanisms of nitric oxide (NO) signaling and reactive oxygen species (ROS) homeostasis during abiotic stresses in plants. International Journal of Molecular Sciences Review 22(9656): 2-21.
Wodala, B., Deak, Z., Vass, I., Erdei, L., Altorjay, I. and Horvath, F. (2008) In vivo target sites of nitric oxide in photosynthetic electron transport as studied by chlorophyll fluorescence in pea leaves. Plant Physiology 146(4): 1920-1927.
Yang, L., Qi, Y., Chen, L., Sang, W., Lin, X., Wu, Y. and Yang, C. (2012) Nitric oxide protects sour pummelo (Citrus grandis) seedlings against aluminum-induced inhibition of growth and photosynthesis. Environmental and Experimental Botany 82: 1-13.
Yang, X., Li, Y., Chen, H., and Huang, J.(2020) Photosynthetic response mechanism of soil salinity-induced cross tolerance to subsequent drought stress in Tomato plants. Plants 9(363): 1-15.
Yoshioka, M., Uchida, S., Mori, H., Komayama, K., Ohira, S., Morita, N., Nakanish, T. and Yamamoto, Y. (2006) Quality control of photosystem II cleavage of reaction center D1 protein in spinach thylakoids by FtsH protease under moderate heat stress. Journal of Biological Chemistry 281(31): 21660-21669.